Summary
Questo protocollo descrive la registrazione dei potenziali di campo locale con Multi-Tibia punte in silicio lineare. Conversione dei segnali mediante analisi di densità di corrente sorgente consente la ricostruzione dell'attività elettrica locale nell'ippocampo del mouse. Con questa tecnica, le oscillazioni nello spazio limitato del cervello possono essere studiate in topi liberi di muoversi.
Abstract
Il potenziale di campo locale (LFP) emerge dai movimenti di ioni attraverso le membrane neurali. Poiché la tensione registrata dagli elettrodi LFP riflette il campo elettrico sommato di un grande volume di tessuto cerebrale, l'estrazione di informazioni sulle attività locali è impegnativo. Studiare un neurone microcircuiti, tuttavia, richiede una distinzione certa tra eventi veramente locali e volume-condotto segnali provenienti da zone lontane del cervello. Analisi di densità (CSD) di origine corrente offre una soluzione per questo problema fornendo informazioni sulle origini in prossimità degli elettrodi e i sink corrente. Nelle aree del cervello con laminare cytoarchitecture quale l'ippocampo, CSD unidimensionale può essere ottenuto calcolando la derivata seconda spaziale della LFP. Qui, descriviamo un metodo per registrare multilaminare LFPs usando le sonde lineari silicio impiantati nell'ippocampo dorsale. CSD tracce vengono calcolate lungo singoli steli della sonda. Questo protocollo descrive così una procedura per risolvere oscillazioni spazialmente limitata rete neuronale nell'ippocampo dei topi liberi di muoversi.
Introduction
Oscillazioni in LFP sono criticamente coinvolti nell'elaborazione di circuiti neuronali dell'informazione. Essi coprono un ampio spettro di frequenze, che vanno da onde lente (~ 1 Hz) a ripple veloce oscillazioni (~ 200 Hz)1. Bande di frequenza distinte sono associati con funzioni cognitive tra cui memoria, elaborazione emotiva e navigazione2,3,4,5,6,7. Flusso di corrente attraverso le membrane neuronali costituisce la più grande parte del segnale LFP8. Cationi di entrare nella cellula (per esempio attraverso l'attivazione di sinapsi eccitatorie glutammatergiche) rappresentano un dissipatore attivo corrente (come carica lascia medium extracellulare). Al contrario, flusso netto di carica positiva al medium extracellulare, ad esempio dall'attivazione delle sinapsi inibitorie di neuroni GABAergici, raffigura una fonte di corrente attiva in quella posizione. In un neurone dipoli, sink corrente sono accoppiati con fonti passive e viceversa a causa di correnti elettriche che interessano la membrana carica ai luoghi distanti di compensazione.
Il campo elettrico prodotto da remoti processi neurali può anche provocare deviazioni notevole tensione su un elettrodo di registrazione e così potrebbe essere erroneamente considerato come un evento locale. Questa conduzione di volume pone una seria sfida per l'interpretazione dei segnali LFP. CSD analisi fornisce informazioni locali corrente Lavelli e fonti sottostante LFP segnali e quindi costituito un mezzo per ridurre l'impatto del volume di conduzione8. In laminato strutture come l'ippocampo, unidimensionale CSD segnali possono essere ottenuti dalla seconda derivata spaziale di LFP registrata dalla perpendicolare equidistante elettrodi disposti ai piani laminare9. L'avvento di silicio lineare commercialmente disponibili sonde ha permesso ai ricercatori di utilizzare il metodo CSD per lo studio dell'attività di oscillazione locale nell'ippocampo. Ad esempio, è stato dimostrato che le oscillazioni gamma distinte emergono in maniera strato-specifica nella zona CA110. Inoltre, l'analisi CSD ha identificato indipendente hot spot di attività gamma nello strato delle cellule principali del giro dentato11. D'importanza, questi risultati erano solo apparenti in CSD locale ma non in segnali LFP. Analisi CSD fornisce così un potente strumento per guadagnare la comprensione nelle operazioni microcircuito dell'ippocampo.
In questo protocollo, forniamo una guida completa per ottenere segnali di CSD unidimensionali con punte in silicio. Questi metodi consentirà agli utenti di studiare gli eventi di oscillazione localizzato nell'ippocampo dei topi si comporta.
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Protocol
Tutti i metodi che coinvolgono animali viventi sono stati approvati dal Friburgo Regierungspräsidium secondo il tedesco Animal Welfare Act.
1. preparati
- Progettare e costruire lo strumento di inserimento appropriato transitoriamente portando la sonda di silicio e il connettore elettrodo durante il processo dell'impianto. Vedere la Figura 1 per un utensile costruito di esempio personalizzato.
- Rilasciare con attenzione il connettore sonda e l'elettrodo di silicio dalla confezione usando il forcipe con punta in ceramica.
- Sollevare la scheda connettore e fissare saldamente con una pinza coccodrillo collegata a uno stand.
- Utilizzando uno stereoscopio, allineare la sonda con lo strumento di inserimento con una pinza con punta in ceramica. Applicare uno strato di cera di paraffina fusa con un cauterizzatore per incollare la sonda per l'utensile di inserimento ~ 2 mm. Fare attenzione a non per toccare gli stinchi sonda durante questa procedura.
- Fissare il connettore elettrodo all'albero dello strumento di inserimento utilizzando nastro adesivo standard. Si noti che a seconda del produttore, fili di terra debba essere saldati sulla scheda connettore elettrodo prima dell'impianto. Rimuovere l'isolamento da due brevi pezzi di filo di rame isolato di vernice utilizzando saldare a stagno applicato con un saldatore (400 ° C). Saldare i fili di terra agli slot appropriato nel Consiglio del connettore di elettrodo.
- Rimuovere l'isolamento di due ulteriori pezzi di filo di rame. Avvolgere ogni filo di rame nudo tre volte intorno una vite in acciaio inox (diametro di 1 mm, 2 mm di lunghezza). Applicare flusso adatto a saldatura acciaio e saldare il filo di rame a fondo il tappo a vite. Assicurarsi che il fondo metà del filetto di vite rimane libero di saldare a stagno.
- Utilizzare un multimetro standard per controllare un contatto elettrico tra filo e vite.
- Disinfettare gli stinchi della sonda silicio e le viti di terra mediante immersione in etanolo al 70% (10 s).
- Preparare un coperchio di protezione per l'impianto di sonda tagliando la testa di una pipetta Pasteur di plastica a metà.
2. l'impianto chirurgia
- Sterilizzare gli strumenti chirurgici (forbici, pinze a punta fine, clamp chirurgiche) con uno sterilizzatore caldo perlina. Pulire tutte le superfici con etanolo al 70%.
- Indurre l'anestesia con isoflurano 3% in ossigeno erogato a ~ 1 L/min.
- Per la manutenzione, utilizzare 1-1.5% isoflurane. Si noti che la concentrazione di isoflurane per ottenere tolleranza chirurgica necessaria può variare da animale ad animale.
- Tolleranza di chirurgica stabile si ottiene quando l'animale non risponde a punta-pizzicamento. Monitorare il tasso di respirazione del mouse e se necessario, regolare la concentrazione di isoflurane.
- Applicare unguento per gli occhi dell'animale per evitare l'essiccazione.
- Montare il mouse in una cornice stereotassica inserendo delicatamente bar orecchio nel condotto uditivo. Una volta che la testa del mouse è stabilizzata tramite le barre di orecchio, è possibile posizionare un pezzo di bocca sopra il muso per il recapito continuo isoflurano. Posizionare il mouse sul tovagliolo o pad sopra un rilievo del heating e iniettare per via sottocutanea buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg di peso corporeo) per garantire l'analgesia postoperatoria.
- Radersi la testa con un rasoio standard e disinfettare la pelle con etanolo al 70%. Utilizzando le forbici chirurgiche, fare un'incisione nella pelle lungo la linea mediana del cranio e aprire la pelle utilizzando pinze chirurgiche.
- Allineare la testa dell'animale con l'ausilio di uno strumento di allineamento stereotassica a livello bregma e lambda. Ci dovrebbe essere meno di 50 µm di offset di altezza tra bregma e lambda. Inoltre, la testa lungo l'asse mediolateral misurando la profondità dal bregma al cranio in superficie al livello definito Distanze destra e sinistra (ad es., 1 mm a sinistra e destra di bregma). Se necessario, regolare l'inclinazione della testa.
- Pulire la testina con 3% di perossido di idrogeno e asciugare con salviette di cotone sterile.
- Determinare la posizione del craniotomy rispetto al bregma utilizzando un appropriato Atlante stereotassiche12.
- Utilizzando una testa del trivello di 0.9 mm, praticare due fori per le viti nell'osso sopra il cervelletto per posizionare le viti di terra e di riferimento. Inoltre, 1-3 fori per viti di ancoraggio sono desiderabili per stabilizzare l'impianto. La posizione delle viti di ancoraggio dipenderà la posizione del craniotomy. Per l'impianto nell'ippocampo, posizionare le viti di ancoraggio sopra corteccia frontale omolaterale e parietale controlaterale. Inserire le viti nell'osso con un cacciavite adatto. Fare attenzione a non per penetrare nel cervello.
- Eseguire il craniotomy fluidificando lentamente il cranio con il trapano in un'area rettangolare intorno al lato dell'impianto. Inumidire frequentemente l'osso con tampone fosfato sterile (PB). Il cranio assottigliato rimanente possa essere delicatamente trafitto e rimosso con l'aiuto di un ago sottile di iniezione (27G) e un paio di pinzette.
- Perforare con attenzione il mater di dura con un sottile ago per iniezione (27G). Formare un piccolo gancio piegando la punta dell'ago con un paio di pinzette e tirare il dura per la rimozione. Applicare PB per evitare che la superficie del cervello dall'asciugarsi.
- Montare l'utensile di inserimento elettrodo su un supporto stereotassica, zero la sonda il bregma e muovere la sonda alle coordinate stereotassiche sopra il craniotomy. Lentamente penetrare la superficie del cervello. Assicurarsi di che non piegare gli alberi di sonda. Evitare l'impianto attraverso i vasi sanguigni.
- Abbassare lentamente la sonda fino a ~ 200 µm sopra la profondità desiderata. Coprire il craniotomy e tibia della sonda silicio con vaselina sterile per la protezione. Applicare il cemento dentale per fissare la base della sonda e la vite di ancoraggio nel cranio.
- Proprio dopo l'applicazione del cemento, muovere lentamente la sonda fino alla profondità di destinazione. Dopo l'applicazione del cemento riduce il movimento laterale della sonda e garantisce danno di tessuto minimo nella zona di destinazione, avanzando l'ultima ~ 200 µm. Si noti che il tempo di polimerizzazione del cemento utilizzato può influenzare questo passaggio del protocollo. Con rapido indurimento cemento, omettere questo passaggio e di impianto direttamente la sonda fino alla profondità di destinazione al fine di evitare danni alla sonda di silicio.
- Dopo che il cemento ha guarito, rilasciare la sonda dallo strumento di inserimento fondendo la cera con un cauterizzatore.
- Rilasciare il connettore piastra dal dispositivo di inserimento e posizionarlo in un punto adatto sul cranio utilizzando una pinza coccodrillo connesso all'handle di inserimento. In caso l'impianto sonda nell'ippocampo, posizionare la scheda di connettore sull'osso parietale controlaterale. Fissare il connettore a bordo al cranio mediante cemento dentale.
- Saldare i fili di terra e di riferimento della scheda connettore per i cavi fissati alle due viti sopra il cervelletto.
- Tagliare il coperchio di protezione all'altezza corretta e metterlo sopra la sonda di silicio. Fissare il coperchio del connettore piastra e cranio utilizzando cemento dentale, evitando la pelle intorno le esposte del cranio. Solitamente non è necessario suturare la pelle intorno al sito di impianto.
3. il recupero dopo l'intervento chirurgico
- Applicare il trattamento analgesico appropriato per almeno 2 giorni (ad es. le iniezioni sottocutanee di buprenorfina ogni 6 h durante il giorno e nell'acqua da bere durante la notte combinato con carprofen (4-5 mg/kg di peso corporeo) per via sottocutanea ogni 24 h). Singolo-alloggiamento è consigliato per evitare danni all'impianto.
- Consentire almeno una settimana per il recupero. Consultare le linee guida locali benessere degli animali.
4. acquisizione dati
- LFPs record da topi utilizzando un sistema di acquisizione dati adatto collegato tramite un commutatore di muoversi liberamente. Per acquisire LFPs, utilizzano una frequenza di campionamento di 1-5 kHz. Frequenze di campionamento più elevati (20-30 kHz) sono necessari se gli scarichi unitario devono essere registrati con la LFP.
- Memorizzare i file di registrazione raw dei singoli canali per l'analisi offline.
5. istologia
- Dopo il completamento della registrazione, profondamente anestetizzare l'animale (per esempio 2 g/kg corpo peso uretano iniettato intraperitonealmente). Confermare lo stato anestetico dalla mancanza di risposta a pizzicare le dita.
- Irrorare il mouse via con gelida tampone fosfato salino (~ 1 min) seguita da paraformaldeide al 4% (~ 10 min) utilizzando standard intracardiaca aspersione metodi13. Prima di aspersione, lesioning elettrolitico dei siti di registrazione potrebbe da eseguire (ad es. mediante l'applicazione di 10-20 V di tensione costante per fino a 1 s). In alternativa, tinture fluorescenti applicato alle punte gambo prima che l'impianto può essere utilizzato per tenere traccia di identificazione. Prova i vari metodi per l'identificazione delle posizioni di elettrodo per ottenere risultati ottimali con diversi tipi di sonde di silicio è raccomandato.
- Tagliare sezioni del cervello (~ 100 µm) e macchiare le fette con 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 µ g/mL) seguita da tre lavaggi in PB (ogni 10 min a temperatura ambiente).
- Posto le sezioni su un vetrino da microscopio, applicare una goccia di mezzo di inclusione e coprire la sezione con un vetrino coprioggetto. Lasciate che l'incasso media asciugare durante la notte a temperatura ambiente.
- Utilizzando un epifluorescenza o microscopio confocale a scansione laser, identificare la posizione dei siti di registrazione.
- Per tentare il recupero della sonda silicio per un ulteriore uso, tenere la sonda con un morsetto a coccodrillo e rilasciare la sonda dal cranio fondendo attentamente il cemento dentale con un saldatore (400 ° C). Fare attenzione a non per toccare gli stinchi sonda durante questa procedura!
- Lavare la sonda con acqua distillata (~ 80 ° C, 15 min) seguita da una soluzione enzimatica (1% Tergazyme in acqua distillata, 30 min a temperatura ambiente) e passo un altro lavaggio in acqua distillata (15 min). Nota che il tasso di successo di recupero sonda è basso.
6. CSD analisi
- Utilizzando un ambiente di analisi adeguati (ad es. Python), convertire dati LFP di un gambo di singolo per CSD approssimando la seconda derivata spaziale lungo la tibia come
dove LFPn, t è il segnale LFP sull'elettrodo nth al tempo t e Δz è la spaziatura inter-elettrodo. Si noti che a causa della n-1 e n+ 1 operazioni, il CSD degli elettrodi primi e l'ultimi del gambo non può essere stimata, che deve essere preso in considerazione durante il posizionamento della sonda. Implementare la formula di approssimazione utilizzando un breve segmento di codice che calcola il segnale CSD per ciascun elettrodo durante lo scorrimento nel tempo (Vedi File di codice supplementare). - Utilizzare il segnale CSD ottenuto per ulteriori analisi (ad esempio, studiando specifiche bande di frequenza delle oscillazioni del cervello applicando filtri passa-banda).
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Representative Results
La figura 1 illustra l'utensile utilizzato per l'impianto di silicio. Registrazioni dal silicio cronicamente impiantato sonde come target l'area CA1 e lo strato delle cellule del granello di circonvoluzione dentata sono mostrati nella Figura 2. Abbiamo registrato LFPs dalla tibia sonda durante la libera circolazione nella homecage. Per minimizzare l'effetto della conduzione di volume, i segnali ottenuti sono stati convertiti alla CSD lungo ogni gambo della sonda (Figura 2BD). Nel primo esempio mostrato nella Figura 2B, una singola tagliente-onda ondulazione evento conduce ad un dissipatore di corrente prominente in strato radiato di CA1. Nel secondo esempio visualizzato nella Figura 2-Eabbiamo registrato da due siti distinti nello strato delle cellule del granello di circonvoluzione dentata (distanza laterale 400 µm). La fascia di alta-gamma è stata isolata mediante l'applicazione di un filtro passa-banda di 60-80 Hz per il segnale CSD, rivelando lampi gamma locale su uno dei due siti di registrazione che si trova nello strato delle cellule del granello (Figura 2D; registrazione rosso sito). Si noti che l'attività di oscillazione locale gamma possono essere rilevati solo dopo la conversione di segnali registrati al CSD (Figura 2D, destra). Figura 2E Mostra periodi di tempo separati della stessa registrazione, durante il quale oscillazioni di gamma su entrambi i siti registrazione differiscono nella loro fase (Figura 2E, sinistra) o l'ampiezza (Figura 2E, medio). Nell'esempio a destra viene visualizzato un'epoca di attività gamma sincronizzata su entrambi i siti registrazione. Questi esempi illustrano che CSD analisi è in grado di isolare le attività locali non solo nella dimensione di analisi, ma anche in direzioni perpendicolari. Per illustrare ulteriormente questo concetto centrale, abbiamo modellato un esperimento con una sonda di silicio che consiste di due steli (I e II) con cinque siti di registrazione, ciascuna in analogia con i risultati mostrati nella Figura 2. Nel nostro modello, la sonda viene impiantata nella circonvoluzione dentata con un'oscillazione di gamma locali emergenti nello strato delle cellule del granello accanto al sito di registrazione 4 della tibia (Figura 3). Supponendo di conduzione volume omogeneo in tutto il tessuto, l'oscillazione locale sarà registrato nella LFP a tutti gli altri siti di registrazione in una versione filtrata in ampiezza (Figura 3). Tuttavia, l'analisi CSD lungo entrambi tibia isola chiaramente il locus della generazione di gamma (Figura 3D). Inoltre, la più piccola è la distanza tra siti di registrazione del gambo stesso, più piccolo il crosstalk tra CSD segnali vicini shanks (Figura 3EF).
Figura 1: immagine dello strumento inserimento. La sonda di silicio è collegata ad un pin insetto incollato alla base di un morsetto a coccodrillo. L'albero del titolare può essere inserito in un manipolatore micro stereotassica per l'impianto. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: risultati rappresentativi di analisi CSD nell'ippocampo. A: un array di elettrodi che consiste di una sonda di silicio quattro-tibia (tibia spaziatura 400 µm, elettrodo spaziatura 100 µm, 8 elettrodi/tibia) è stato impiantato nella zona cornu ammonis 1 (CA1). Shanks A-C traverse strato oriens (o), strato pyramidale (p) e strato radiato (r). HF: Scissura ippocampale. DG: giro dentato. B: LFP (tracce nere) e CSD (color-coded) delle tre steli in CA1 durante un'epoca di 200 ms contenente una spontanea sharp-onda ondulazione evento. Si noti il sink corrente prominente in strato radiato. Barra della scala LFP: 2 mV. C: esempio di una sonda di silicio registrazione della DG. Tibia A e B penetra il DG. CA3: area di ammonis cornu 3. Elettrolitiche lesioni sono state effettuate dopo la registrazione per etichettare le tracce dell'elettrodo. D: disegno degli stinchi di elettrodo in relazione all'anatomia hippocampal. LFP registrazione nello spazio da due siti separati nello strato delle cellule del granello (rosso e blu registrazione sito) suggerisce che le oscillazioni di gamma (60-80 Hz) vengono sincronizzate tra entrambi i siti (a sinistra). Tuttavia, i segnali CSD di stesso intervallo di tempo rivelano una gamma focale 'hot spot' limitata al sito di registrazione rosso (a destra). CSD segnali da entrambi i siti registrazione sono disegnati con la stessa scala. E: segnali CSD ma non LFP identificano periodi di fase (a sinistra) e asincronia di ampiezza (al centro) tra due siti di registrazione. L'epoca sulla destra mostra una breve epoca di attività gamma sincronizzato. Tracce sul fondo illustrano la differenza di fase (Δ-fase in radianti) e indice di differenza di ampiezza (Ampl. indice, definito come la differenza di ampiezza tra due siti di registrazione diviso per la somma delle ampiezze in ogni momento con un intervallo da -1 a 1) per LFP (grigio) e CSD (nero) tracce. Tutti i tre esempi sono 30 ms lunga e si è verificato all'interno di 400 ms. pannelli C e D sono adattati da Strüber et al 201711 sotto Creative Commons (https://creativecommons.org/Licenses/by/4.0/). CSD segnali da entrambi i siti registrazione sono disegnati con la stessa scala in ogni singolo pannello. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: modello sperimentale con simulato focale 40Hz oscillazione nello strato delle cellule del granello di circonvoluzione dentata. A: una sonda di silicio modello con due steli ad una distanza di Dgambo = 400 µm e cinque siti di registrazione situato ad una distanza Delettrodo = 100 µm è collocato nella circonvoluzione dentata. B: accanto al sito di registrazione 4 della tibia, un'oscillazione di 40 Hz focale è simulato come una forma d'onda sinusoidale plus gaussiana rumore bianco. A tutti gli altri siti, è indotta solo rumore. Parametri: ampiezza di gamma: 1 mV; deviazione standard del rumore: 0.05 mV; risoluzione temporale: 10 kHz. C: abbiamo modellato l'ampiezza-filtro effetto della conduzione di volume attraverso lo spazio extracellulare in modo semplificato come un decadimento esponenziale negativo delle ampiezze di gamma con una costante di spazio del tessuto di 500 µm. I parametri esatti correttamente che descrivono la diffusione laterale dei segnali LFP sono altamente controverso14. Tuttavia, la nostra stima si adatta bene ai dati da una gamma neocortical oscillazione coerenza Studio15. Nella LFP risultante, l'oscillazione originariamente focale comprende diversi siti di registrazione. D: dopo aver eseguito l'analisi CSD lungo gli alberi singoli usando l'equazione di CSD determinato, l'oscillazione è visibile solo nella posizione originale. E: Analisi di densità spettrale di potenza di LFP (sinistra, rosso) e tracce CSD (a destra, blu) di registrazione siti 4 sulla tibia I (linea tratteggiata) e II (linea continua). Si noti che CSD analisi isolati correttamente l'oscillazione locale 40 Hz sulla tibia che i, mentre la LFP segnale contiene attività di notevole oscillazione volume-condotto sulla tibia II. PSD analisi è stata effettuata utilizzando la funzione pwelch di MATLAB. F: Aumentando la distanza tra i siti di registrazioni su singoli tibia a 400 µm risultati in una ridotta capacità di analisi CSD per isolare attività focale. Simulazione e l'analisi è stata eseguita utilizzando MATLAB 7.10. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Crescenti evidenze indicano che le oscillazioni del cervello in circuiti neuronali ippocampali si presentano in domini spaziali discreti10,11,16. Analisi CSD riduce drasticamente l'influenza della conduzione di volume, un presupposto fondamentale per lo studio degli eventi di oscillazione locale. Con questo video, forniamo una guida per impiantare punte in silicio nell'ippocampo del mouse per l'analisi dei dati CSD. Vi mostriamo esempi rappresentativi dei segnali CSD di sharp-onda Increspature in CA1 e delle oscillazioni di gamma localizzata nella circonvoluzione dentata. Tuttavia, questo protocollo utilizzabile anche per studiare altri modelli hippocampal attività oscillatoria, come theta o rete di respirazione-relative oscillazioni17.
Successo dell'impianto dipende fondamentalmente il corretto allineamento della testa dell'animale nella cornice stereotassica. Utilizziamo un ago per iniezione vincolato in un titolare stereotassica per misurare la deviazione di testa in direzione anteroposteriore e mediolateral. Ci muoviamo in sequenza l'ago di toccare bregma e lambda e compensare eventuali scostamenti tra le altezze di entrambi i punti inclinando la cornice stereotassica. Allo stesso modo, misurare l'altezza a 1 mm sinistro e destro di bregma indicherà eventuali offset mediolaterale, che può essere regolata inclinando il telaio sinistro o destro. Offset < 50 µm sono consigliati per ottenere i migliori risultati l'impianto.
Scelta del design della sonda è un altro aspetto critico. Le nostre simulazioni indicano che la capacità di isolare gli eventi locali diminuisce con l'aumento della distanza tra elettrodo. Abbiamo isolato con successo eventi di oscillazione gamma localizzata utilizzando punte in silicio con 25 e 100 µm elettrodo spaziatura e 250 e 400 µm tibia spaziatura11. Queste metriche, quindi, fornire un buon punto di partenza per la progettazione di sonda.
Dato gli alti costi del silicio, riutilizzabilità delle sonde registrazione è attualmente un fattore limitante. I metodi descritti qui consentono in capitale per il recupero della sonda. Tuttavia, abbiamo solo recuperato con successo la sonda dopo la registrazione in un caso, che indica che il tasso di successo di tale procedura è molto basso. Miglioramenti futuri del protocollo possono includere l'uso di micro-drive progettato per facilitare la sonda recupero18.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Siamo grati a Karin Winterhalter e Kerstin Semmler per assistenza tecnica. Questo lavoro è stato supportato dal cluster di eccellenza BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) della Fondazione di ricerca tedesca.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Crocodile clamp with stand | Reichelt Elektronik | HALTER ZD-10D | |
| Silicon probe | Cambridge Neurotech | P-series 32 | |
| Stereoscope | Olympus | SZ51 | |
| Varnish-insulated copper wire | Bürklin Elektronik | 89 F 232 | |
| Ground screws | Screws & More GmbH (screwsandmore.de) | DIN 84 A2 M1x2 | |
| Flux | Stannol | 114018 | |
| Ceramic-tipped forceps | Fine Science Tools | 11210-60 | |
| Paraffine Wax | Sigma-Aldrich | 327204 | |
| Cauterizer | Fine Science Tools | 18010-00 | |
| Soldering iron | Kurtz Ersa | OIC1300 | |
| Multimeter | Uni-T | UT61C | |
| Ethanol | Carl Roth | 9065.1 | |
| Pasteur pipettes | Carl Roth | EA65.1 | |
| Heat sterilizer | Fine Science Tools | 18000-45 | |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 1900 | |
| Stereotaxic electrode holder | David Kopf | Model 1900 | |
| Isoflurane | Abbvie | B506 | |
| Oxygen concentrator | Respironix | 1020007 | |
| Buprenorphine | Indivior UK Limited | ||
| Electrical shaver | Tondeo | Eco-XS | |
| Heating pad | Thermolux | 463265/-67 | |
| Surgical clamps | Fine Science Tools | 18050-28 | |
| Hydrogen peroxide | Sigma-Aldrich | H1009 | |
| Sterile cotton wipes | Carl Roth | EH12.1 | |
| Drill | Proxxon | Micromot 230/E | |
| 21G injection needle | B. Braun | 4657527 | |
| Phosphate buffer/phosphate buffered saline | |||
| Stereotaxic atlas | Elsevier | 9.78012E+12 | |
| Surgical scissors | Fine Science Tools | 14094-11 | |
| Surgical forceps | Fine Science Tools | 11272-40 | |
| 27G injection needles | B. Braun | 4657705 | |
| Vaseline | |||
| Dental cement | Sun Medical | SuperBond T&M | |
| Carprofen | Zoetis | Rimadyl 50mg/ml | |
| Recording amplifier | Intan Technologies | C3323 | |
| USB acquisition board | Intan Technologies | C3004 | |
| Recording cables | Intan Technologies | C3216 | |
| Electrical commutator | Doric lenses | HRJ-OE_FC_12_HARW | |
| Acquisition software | OpenEphys (www.open-ephys.org) | GUI | allows platform-independent data acquisition |
| Computer for data acquisition | |||
| Analysis environment | Python (www.python.org) | allows platform-independent data analysis | |
| Urethane | Sigma-Aldrich | ||
| Vibratome | Leica | VT1000 | |
| Microscope slides | Carl Roth | H868.1 | |
| Cover slips | Carl Roth | H878.2 | |
| Embedding medium | Sigma-Aldrich | 81381-50G | |
| Distilled water | Millipore | Milli Q | Table-top machine for the production of distilled water |
| Tergazyme | Alconox | Tergazyme |
References
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