Summary
Este estudo utiliza uma técnica de microscopia (LSFM) de fluorescência de luz-folha de iluminação dupla face combinada com compensação óptica para estudar o coração murino.
Abstract
Microscopia de fluorescência de luz-folha tem sido amplamente utilizada para aquisição de imagem rápida com uma alta resolução axial de micrômetro milímetro escala. Técnicas tradicionais de luz-folha envolvem o uso de um feixe único de iluminação direcionado ortogonalmente no tecido da amostra. Imagens de grandes amostras que são produzidas usando um feixe de iluminação único contêm listras ou artefatos e sofrem uma resolução reduzida devido à dispersão e absorção da luz pelo tecido. Este estudo utiliza um feixe de iluminação dupla face e uma clareza simplificada óptica técnica para o coração de murino de compensação. Estas técnicas permitem mais profunda de imagem removendo lipídios do coração e produzem um grande campo de imagem, maior que 10 x 10 x 10 mm3. Como resultado, esta estratégia permite-nos quantificar as dimensões ventriculares, a linhagem cardíaca de rastrear e localizar a distribuição espacial de proteínas específicas do cardíaco e canais iônicos do pós-natal para corações de rato adulto com contraste suficiente e resolução.
Introduction
Microscopia de fluorescência de luz-folha foi uma técnica desenvolvida pela primeira vez em 1903 e é usada hoje como um método para estudar a expressão gênica e, também, para produzir modelos 3-d ou 4-D, de amostras de tecido a1,2,3. Este método de imagem usa uma folha fina de luz para iluminar um único avião de uma amostra para que só aquele avião é capturado pelo detector. A amostra então pode ser movida na direção axial para capturar cada camada, uma seção de cada vez e processar um modelo 3D após o pós-processamento das imagens adquiridas4. No entanto, devido à absorção e espalhamento de fótons, LSFM tem sido limitada a amostras ou alguns microns de espessura ou são opticamente transparente1.
As limitações do LSFM têm levado a estudos extensivos de organismos que têm tecidos que são opticamente transparentes, como o peixe-zebra. Estudos envolvendo a diferenciação e desenvolvimento cardíaco são frequentemente realizados em zebrafish desde que existem genes conservados entre humanos e zebrafish5,6. Embora estes estudos conduziram a avanços na investigação cardíaca relacionada com cardiomiopatias6,7, ainda há uma necessidade de realizar pesquisas semelhantes em organismos de nível mais alto como mamíferos.
Mamíferos tecido cardíaco apresenta um desafio devido à espessura e opacidade do tecido, a absorção devido à hemoglobina nos glóbulos vermelhos e a distribuição que ocorre devido a iluminação em um lado da amostra sob tradicionais métodos LSFM1 , 8. para compensar estas limitações, propusemo-na usar uma versão simplificada da clareza técnica9 combinado com um índice de refração correspondente solução (aros) e iluminação de duas faces. Portanto, este sistema permite a imagem de uma amostra que é maior que 10 x 10 x 10 mm3 enquanto manter uma boa qualidade resolução axial e lateral aviões8.
Este sistema foi primeiro calibrado usando grânulos fluorescentes dispostos em diferentes configurações dentro do tubo de vidro. Em seguida, o sistema foi usado a imagem corações murino pós-natal e adultas. Primeiro, o coração de rato pós-natal foi fotografado em 7 dias (P7) para revelar a cavidade ventricular, a espessura da parede ventricular, as estruturas de válvula e a presença de trabeculação. Em segundo lugar, foi realizado um estudo para identificar as células que se diferenciam em cardiomyocytes usando um coração de rato pós-natal no dia 1 (P1) com Cre-rotulado cardiomyocytes e proteína fluorescente amarela (YFP). Finalmente, foram imagens de ratos adultos em 7,5 meses para observar a presença de potássio medular externa renal canais (ROMK) após a terapia de gene8.
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Protocol
Todos os procedimentos que envolvem a utilização de animais foram aprovados por comitês de revisão institucional (IACUC) na Universidade da Califórnia, Los Angeles, Califórnia.
1. configuração do sistema imaging
Nota: Veja a Figura 1 e Figura 2.
- Recuperar um onda contínua do laser (CW) com 3 comprimentos de onda: 405 nm, 473 nm e 532 nm. Coloque 2 espelhos (M1 e M2), além de 150 mm e alinhá-los com seus aviões de espelho a 45° para o raio.
Nota: Esta etapa é executada para redirecionar o laser longe a instalação de iluminação de duas faces. O feixe resultante será na mesma direção do feixe inicial. - Passar o feixe por meio de um diâmetro de 25 mm diafragma de íris/pinhole (PH), um filtro de densidade neutra (FDN) 50 mm de diâmetro com uma faixa de densidade óptica de 0 - 4.0, um expansor de feixe (BE), uma fenda de 30 mm (S) com a largura de ~ 0 - 6 mm e um espelho (M3) , todos posicionados 150 milímetros um do outro. Coloque o espelho com seu avião de espelho a 45° para o raio.
- Passe o feixe por meio de um divisor de feixe de 50: 50 colocado 150 mm do M3. Coloque um espelho (M6) 150 mm entre o separador de feixe e alinhá-lo para que seu plano de espelho é de 45° para o raio que é emitido na direção direta. Use o feixe reflectido para formar um lado da folha dupla-iluminação luz.
- Coloque um espelho (M4) 150 mm entre o separador de feixe e alinhá-lo para que seu plano de espelho é de 45° para o raio que foi emitido em um ângulo de 90° entre o separador de feixe. Coloque um segundo espelho (M5) 150 mm da M4 e alinhá-lo para que seu plano de espelho é de 45° para o feixe refletido da M6. Use o feixe emitido do M5 para formar o segundo lado da folha dupla-iluminação luz.
- Configure o sistema de iluminação de dupla face de forma simétrica (ver Figura 1). Coloque uma lente cilíndrica (CL1) [diâmetro (d) = 1; distância focal (f) = 50 mm] 150 mm em consonância com o feixe emitido do M5 de um lado e outro idêntica lente cilíndrica (CL2) 150 mm em consonância com o feixe emitido do M6 do outro lado da setu dual-iluminação p. Coloque 2 espelhos (M7 e M8) cada em consonância com as lentes cilíndricas em distâncias de 50 mm para refletir o feixe a 90 °.
- Forma um dubleto acromático de um par de lentes. Coloque a primeira lente, L1 (d = 1; f = 100 mm), 100 mm da M7 e a segunda lente, L2 (d = 1; f = 60 mm), 160 mm de L1. Repita que isto do outro lado da dupla-iluminação com lentes idênticas (L3, L4) colocados à mesma distância do M8.
- Lugar espelhos, M9 e M10, 60 mm de lentes L2 e L4, respectivamente e em consonância com o feixe. Coloque os objectivos de iluminação, OL1 e OL2 (d = 2; f = 150 mm), 150 mm da M9 M10 e em consonância com o feixe. O feixe emitido a partir dos objectivos forma a folha de luz para as amostras de imagem.
- Use uma impressora 3D para imprimir o porta-amostras de acrilonitrila-butadieno-estireno (ABS). Incorporar um pedaço de vidro de tampa [índice de refração (RI) = 1.4745] em cada lado da câmara, perpendicular ao feixe de iluminação, para minimizar o índice de refração descasamento. Uniformemente Coloque a câmara entre os feixes emitidos a partir as lentes objetivas.
- Instalar um microscópio estéreo com um 1 X objetivo de ampliação e uma câmera de semicondutor (sCMOS) científica de óxido metálico complementar perpendicular para a iluminação de avião (ver Figura 2).
2. calibração do sistema de imagem
- Recupere fluorescentes esferas de poliestireno que são 0.53 μm de diâmetro.
- Prepare a amostra de grânulo fluorescente diluindo a solução do grânulo em uma solução de correspondente do índice de refração (aros) com baixo ponto de fusão apontador agarose a 1% de 1:150, 000. Corte um pedaço de tubo de vidro borosilicato com diâmetro interno de 12 mm e um diâmetro exterior de 18 mm para um comprimento de 30 mm.
Nota: Os tubos de vidro borosilicato é usado para coincidir com o índice de refração (1,47). - Misturar a amostra diluída do grânulo com agarose a 1% e pipetar a solução do grânulo/agarose para a tubagem de borosilicato. Permitir que a agarose solidificar à temperatura ambiente (23 ° C).
- Encha a câmara ABS (da etapa 1.7) com uma solução de glicerol de 99,5%. Coloque o tubo de vidro de borosilicato contendo as esferas dentro da câmara. Coloque a câmara de ABS no sistema da imagem latente para que fique no centro do feixe gaussiano criado pelo sistema dual iluminação.
- Anexar um palco de translação 3D motorizado para o tubo de vidro de borosilicato para controlar o movimento e a orientação da amostra dentro da câmara ABS (consulte Supplemental Figura 1).
- Adquira imagens usando a câmera de sCMOS a uma taxa de 30 quadros por segundo (fps). Usando o controlador do motor, mover a amostra 1 mm no sentido lateral e adquirir imagens em cada incremento de 1 mm, usando a câmera de sCMOS. Continue até a amostra inteira tem sido fotografada.
- Empilhe as imagens adquiridas usando um software de visualização (ver Tabela de materiais). Medir a função de ponto de espalhar (PSF) do sistema usando essas imagens do grânulo. Use este PSF para deconvolução durante o processamento em etapas posteriores de imagem.
3. preparação da amostra
- Dissecar o coração de um rato selvagem tipo P1 e de um duplo heterozigotos sarcolipin-Cre knockin rato com o gene Rosa26-YFP (SlnCre / +; R26repórter YFP / +) no P7.
Nota: A eutanásia foi realizada utilizando pentobarbital e a técnica descrita por Robbins et al . 10. a dissecação foi realizada segundo a técnica descrita pelo nacional do coração, pulmão e sangue Institute (NHLBI)10,11. - Executar um produto químico de compensação dos corações murino como descrito por Kevin Sung et al 12.
Nota: As seguintes etapas devem ser executadas em uma coifa desde que os produtos químicos sendo utilizados são tóxicos.- Lave os corações no 1x tampão fosfato salino (PBS) 3 x por 10 min. Após enxaguar, coloque os corações em uma solução de paraformaldeído 4% e incubar as amostras a 4 ° C durante a noite.
- Coloca as amostras em uma solução de 4% do acrilamido contendo 0,5% w/v de 2, 2'-Azobis dicloridrato. Permitir que as amostras incubar a 4 ° C durante a noite. Após a incubação durante a noite, remover as amostras e incube-os a 37 ° C, durante 2-3h.
- Lavar as amostras com PBS e coloque-os em uma solução de 8% w/v de sódio Dodecil sulfato e o ácido bórico 1,25% w/v. Incube as amostras a 37 ° C, até que eles são claros. Isto pode levar várias horas dependendo da espessura da amostra. Após a limpeza, remover as amostras e colocá-los em 1x tampão fosfato salino para 1 dia.
- Preparar um índice de refração correspondente solução com 40 g de médio gradiente de densidade não iónico (ver Tabela de materiais) em 30 mL de tampão de fosfato 0,02 M (PB), 0.1% Tween-20 e 0,01% de azida sódica. Trazer a solução para um pH de 7,5 com hidróxido de sódio.
- Coloca a amostra apurada em jantes com um índice de refração de agarose 1.46-1.48 e 1%. Inserir a amostra em tubos de vidro borosilicato e permitir que a agarose solidificar à temperatura ambiente (23 ° C).
- Anexar um palco de translação 3D motorizado para o tubo de vidro de borosilicato para controlar o movimento e orientação da amostra dentro de 3-d impresso câmara ABS (consulte Supplemental Figura 1).
4. imagem de coração adulto
- Injete 8,7 x 1012 vírus do vetor de vírus adeno-associado do tipo 9 (AAV9) contendo um promotor específico cardíaco troponina T (miocardite) e proteína verde fluorescente (GFP) em um volume de 100 μL a veia da cauda de um rato de tipo selvagem de 2 meses (C57BL/6).
Nota: O AAV9 foi desenvolvido de acordo com a técnica descrita por Yuan et al . 13. isso faz com que as boas práticas agrícolas ligar para o canal de potássio medular externa renal (ROMK) produzindo AAV9-miocardite-ROMK-GFP (ver Tabela de materiais). - Disse os corações de rato adulto em 7,5 meses de idade, de acordo com a técnica descrita pelo NHLBI11. Prepare as amostras usando etapas 3.1-3.3.
- Conecte o controlador do motor para o motor do atuador. Anexar o atuador para o tubo de vidro de borosilicato para controlar o movimento e orientação da amostra dentro de 3-d impresso câmara ABS.
- Posicione a amostra para que fique no centro do feixe gaussiano criado pelo sistema dual iluminação. Adquira imagens usando a câmera de sCMOS a uma taxa de 100 fps.
- Usando o controlador do motor, mover a amostra 1 mm no sentido axial e adquirir imagens em cada incremento de 1 mm com a câmera de sCMOS. Continue até a amostra inteira tem sido fotografada.
Nota: O sistema é controlado por um software de controle de instrumento desenvolvidos. - Empilhe as imagens adquiridas usando um software de visualização (ver Tabela de materiais). Desenvolva imagens 3D usando essas pilhas de imagem e o software de visualização14. Deconvolve o PSF da etapa 2.6 com a pilha de imagem adquirida. Defina um valor de intensidade de limiar de pixel para observar os contornos do coração e adicionar cor pseudo para as imagens com base na intensidade desta escala de cinza.
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Representative Results
A técnica descrita aqui usado um feixe de iluminação dupla face combinado com uma compensação óptica de amostras de tecido de coração de rato para atingir uma profundidade de imagem mais profunda e um maior volume de imagens com resolução de imagem suficiente (Figura 1). Para calibrar o sistema, grânulos fluorescentes foram colocados dentro de tubos de vidro e dentro do sistema da imagem latente. Os grânulos foram então fotografados e visualizados em x-y avião, y-z plano, e no plano x-z obter o ponto de espalhar a função (PSF) para o sistema8. A calibração do sistema produziu uma resolução no sentido lateral de ≈lateral d 2,8 µm e uma resolução nas direções axiais de 17.4 µm d ≈XZ e d ≈YZ 17,9 µm quando utilizando glicerol como a incorporação de média8.
Depois que os grânulos fluorescentes foram utilizados para a calibração, o sistema de imagem foi usado para corações de rato de imagem em 1 dia e 7 dias pós-parto (Figura 2)8. As dimensões da cavidade ventricular, válvulas cardíacas e trabeculação ventricular são evidentes nestas imagens do coração do mouse. Para estudar uma diferenciação de casos dentro do coração, heterozigotos knockin ratos com Cre-rotulado cardiomyocytes foram fotografados pós-natal. As imagens da cardiomyocytes Cre-etiquetados são em cada direção de avião junto com uma renderização em 3D do coração8 (Figura 3).
Além de estudar ratos pós-natal, o sistema de imagem também foi usado para estudar o coração de rato adulto. Inicialmente, terapia genética foi usada para introduzir canais GFP-etiquetado ROMK o coração de rato. Em 7,5 meses, o coração de rato foi fotografado e estes canais ROMK foram visualizadas na parede ventricular (Figura 4). Esta etapa dentro do procedimento ilustra a capacidade deste sistema para grandes amostras de imagem e distinguir estruturas não vistas com coloração histológica dentro do coração. A Figura 4 mostra os canais ROMK de cada direção de avião junto com uma renderização em 3D do coração8.
Figura 1 : Diagrama esquemático do sistema de microscopia de fluorescência de luz-folha. Isso é uma renderização 3-dimensional do sistema de microscopia de fluorescência folha de luz, incluindo as distâncias entre os componentes e os comprimentos focais dos componentes utilizados no sistema. Esta figura foi modificada de Yichen Ding et al . 8. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Vista do sistema de microscopia de luz folha com deteção superior. Esta é a vista superior do sistema de microscopia de iluminação dupla face onde a região azul escura representa o feixe em cada local dentro do sistema. Incluído é uma secção alargada 2-dimensional que mostra uma das regiões consistindo de doublets acromáticas e objectivo de iluminação. Esta seção alargada também mostra o princípio da formação de folha de luz, e como as vigas são combinadas para iluminação forma uma dupla face. Esta figura foi modificada de Yichen Ding et al . 8. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Imagens em 3D do coração murino pós-natal. (um) este painel mostra uma imagem do coração do mouse pós-natal no dia 7 mostrando a cavidade do ventrículo. (b) este painel mostra uma imagem do coração do mouse pós-natal no dia 7 mostrando a espessura da parede do ventrículo. (c) este painel mostra a imagem do coração do mouse pós-natal no dia 1, mostrando a localização das estruturas da válvula. (d) esta imagem mostra uma secção alargada do coração pós-natal do mouse no dia 1 mostrando o pectinate músculo localizado no átrio do coração. (e) esta imagem mostra trabeculação no ventrículo dentro do coração de rato pós-natal no dia 1. Barra de escala: 1 mm. A região em um círculo vermelho dentro do encarte mostra dois corações de rato translúcido depois de submetidos a técnica de clareza e sendo inserido para o tubo de vidro de borosilicato. Esta figura foi modificada de Yichen Ding et al . 8. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : Imagens do cardiomyocytes Cre-etiquetadas em um rato pós-natal do coração de cada avião. O coração de rato P1 foi fotografado com cardiomyocytes Cre-etiquetadas em cada plano transversal: (um) XY, (b), YZ e (c) XZ. Estas imagens transversais mostram a presença de Cre-rotulado cardiomyocytes no átrio e no ventrículo do mouse P1. (d) as imagens também foram fundidas para criar uma renderização em 3D do coração. A região em um círculo vermelho dentro do encarte mostra dois corações de rato translúcido depois de submetidos a técnica de clareza e sendo inserido para o tubo de vidro de borosilicato. Barra de escala: 1 mm. Esta figura foi modificada de Yichen Ding et al . 8. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Imagens do coração rato adulto mostrando os canais ROMK de cada avião. O coração de rato foi fotografado em 7,5 meses de idade para mostrar a presença e localização de canais ROMK. O coração foi fotografado em cada plano transversal: (um) XY, (b), YZ e (c) XZ. O valor de escala de cinza indica a intensidade óptica dentro da imagem, com as regiões mais leves correspondente a intensidade de luz mais e as regiões mais escuras, correspondente à menor intensidade de luz. (d) as imagens também foram fundidas para criar uma renderização em 3D do coração, e as original grayscaled imagens foram pseudo coloridas para que os canais ROMK aparecem verdes. A região em um círculo vermelho dentro do encarte mostra um coração de rato adulto translúcido único depois de submetidos a técnica de clareza e sendo inserido para o tubo de vidro de borosilicato. Barra de escala: 1 mm. Esta figura foi modificada de Yichen Ding et al . 8. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Suplementar Figura 1: imagem da câmara com a tubagem de borosilicato dentro da folha de luz do sistema de geração de imagens de ABS. Clique aqui para baixar este arquivo.
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Discussion
O sistema LSFM e a técnica descrita aqui utiliza um feixe de iluminação dupla face combinado com uma clareira óptica a imagem do coração de rato em pós-natal e adultos fases do seu desenvolvimento. Um feixe de iluminação único tradicional sofre de espalhamento do fóton e absorção através de de1,de amostras de tecido mais grosso e maior3. As duas faces de vigas fornecem uma iluminação mais uniforme da amostra, minimizando assim o efeito de distribuição e outros artefatos que são muitas vezes vistos em imagens produzidas por uma iluminação unilateral. Esta técnica também aumenta o tamanho da amostra que pode ser fotografada, ajustando a posição do duplo feixes Gaussian8. A separação máxima nestas vigas permite imagens de uma amostra de tecido vários milímetros de tamanho, tais como o coração de rato adulto, enquanto uma única iluminação limita o tamanho da amostra para corações menores tais como corações de zebrafish e Drosophila .
Fluorescência de imagens em tecidos que não são opticamente transparentes é mais desafiador, já que o espalhamento de luz pode não ser uniforme em toda a amostra de tecido. Isso limita a profundidade a que uma amostra pode ser fotografada e a eficácia da imagem latente de fluorescência. Por esta razão, é comum o uso de organismos como o peixe-zebra, que naturalmente têm tecido opticamente transparente5. No entanto, para executar fluorescência imagem estudos sobre os organismos que naturalmente não têm pele opticamente transparente, existem técnicas de compensação óptica diferentes que foram desenvolvidas para remover a coloração do tecido. Uma tal técnica de compensação óptica é clareza, onde o tecido é colocado em um hidrogel, então incubado durante um longo período de tempo e finalmente colocado em uma solução de compensação que reduz a quantidade de reflexão e refração entre a amostra e outros meios de comunicação1 ,9. Neste estudo, esta técnica foi modificada para reduzir a quantidade de reagente utilizado de compensação e não exigem a adição de bombas de vácuo ou de gás de nitrogênio8.
Embora esta técnica fornece uma resolução de imagem melhorada para amostras opacas mais espessas, existem limitações para esta estratégia que poderia ser melhorado em futuros estudos. Estudos adicionais têm sido realizados com vigas de Bessel e uma excitação não-linear de dois fotões para fornecer uma melhor resolução às profundidades de imagem suficientes15,16. Esses métodos atualmente têm sido utilizados para estudar modelos cardíacos menores, mas podem ser adaptados para estudar os processos dinâmicos dentro de um embrião em desenvolvimento. Também, as alterações para o método de clareza para amostras maiores de tecido podem melhorar a eficácia da imagem fluorescente, reduzindo o número de fluorophores que pode potencialmente ser perdidos durante a clareira processo8. Recentemente, integramos esse sistema LSFM com realidade virtual para elucidar o desenvolvimento cardíaca mecânica17.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Os autores gostaria de expressar gratidão ao Thao Nguyen e Atsushi Nakano da UCLA para o fornecimento da amostra de ratos a imagem. Este estudo foi suportado por estrelas de bolsas NIH HL118650 (para Tzung K. Hsiai), HL083015 (para Tzung K. Hsiai), HD069305 (para N. C. Chi e Tzung K. Hsiai.), HL111437 (para Tzung K. Hsiai e N. C. Chi), HL129727 (para Tzung K. Hsiai) e sistema de Universidade do Texas, financiamento (a Quélen Lee).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CW Laser | Laserglow Technologies | LMM-GBV1-PF3-00300-05 | Excitation of fluorophores |
| Neutral density filter | Thorlabs | NDC-50C-4M | Controls amount of light entering system |
| Achromatic beam expander | Thorlabs | GBE05-A | Expands the beam of light |
| Mechanical slit | Thorlabs | VA100C | Controls width of beam |
| Beam splitter | Thorlabs | BS013 | Forms dual-illumination beam |
| Stereo microscope with 1X objective lense | Olympus | MVX10 | Used for observation of sample |
| ORCA-Flash4.0 LT sCMOS camera | Hamamatsu Photonics | C11440-42U | Used to capture Images |
| Acrylonitrile butadiene styrene (ABS) | Stratasys | uPrint | Material used to 3-D print a sample holder |
| Fluorescent polystyrene beads | Spherotech Inc | PP-05-10 | Used for imaging system calibration |
| Borosilicate glass tubing | Corning | Pyrex 7740 | Tubing for sample embedding |
| Glycerol | Fisher Scientific | BP229-4 | Fill for sample chamber |
| Phosphate-buffered saline | Fisher Scientific | BP39920 | Rinse solution for mouse hearts |
| Paraformaldehyde | Electron microscopy sciences | RT-15700 | First incubation solution |
| Acrylamide | Wako Chemicals | AAL-107 | Mixed with 2,2'-Azobis dihydrochloride for second incubation solution for mouse hearts |
| 2,2'-Azobis dihydrochloride | Wako Chemicals | VA-044 | Mixed with Acrylamide for second incubation solution for mouse hearts |
| Sodium dodecyl sulfate | Sigma Aldrich | 71725 | Mixed with Boric acid for third incubtion solution for mouse hearts |
| Boric acid | Fischer Scientific | A74-1 | Mixed with Sodium dodecyl sulfate for third incubtion solution for mouse hearts |
| Sigma D2158 | Sigma Aldrich | D2158 | Mixed with PB, Tween-20, and Sodium azide as a refractive index matching solution |
| Tween-20 | Sigma Aldrich | 11332465001 | Mixed with Sigma D2158, PB, and Sodium azide as a refractive index matching solution |
| Sodium azide | Sigma Aldrich | S2002 | Mixed with Sigma D2158, PB, and Tween-20 as a refractive index matching solution |
| Adeno-associated virus vector 9 with a cardiac-specific Troponin T promoter tagged with GFP | Vector Biolabs | VB2045 | Expresses GFP when bound to ROMK |
| DC Servo Motor Actuator | Thorlabs | Z825B | Used for movement of sample in axial direction within light sheet |
| K-Cube Brushed DC Servo Motor Controller | Thorlabs | KDC101 | Connects to motor actuator and controls movement of the actuator |
| Amira | FEI Software | N/A | Visualization software for producing 2-D and 3-D images |
References
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