Summary
Das Ziel dieses Artikels ist es, eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die Atemfunktion im bewussten Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie bewerten.
Abstract
Luft Volumenänderungen durch eine bewusste Thema Atmung spontan in einem Körper-Box erstellt sind an der Basis der Plethysmographie, eine Technik verwendet, um einige Features die Atemfunktion im Menschen ebenso wie bei Versuchstieren nicht-invasiv zu bewerten. Der vorliegende Artikel konzentriert sich auf die Anwendung der Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) bei Kleintieren. Es bietet Hintergrundinformationen zu der Methodik sowie eine detaillierte schrittweise Prozedur zum Atemfunktion in Bewusstsein, spontan atmen Tiere in eine nicht-invasive Weise erfolgreich zu bewerten. Das DCP kann verwendet werden, um die Atemfunktion von mehreren Tieren gleichzeitig auch Veränderungen, die durch Aerosol Stoffe über einen gewählten Zeitraum zu identifizieren und in gewissem Sinne wiederholte zu überwachen. Experimente zur Kontrolle und allergische Mäuse werden hierin verwendet, um das Dienstprogramm der Technik zu demonstrieren, erläutern Sie die damit verbundenen Outcome-Parameter, sowie die damit verbundenen Vorteile und Mängel zu diskutieren. Insgesamt bietet das DCP gültige und theoretisch fundierte auslesen, die vertrauenswürdig, die Atemfunktion der bewussten Kleintiere zu Studienbeginn und nach Herausforderungen mit Aerosol Substanzen zu bewerten sind.
Introduction
Der zunehmende Einsatz von kleinen Tieren, Modell menschlicher Erkrankungen der Atemwege drängte die Entwicklung von Techniken, um die Funktionen des Atmungssystems bei diesen Tieren quantitativ zu bewerten. Derzeit ist die erzwungene Schwingung-Technik (FOT) als die genauesten Ansatz anerkannt, Atemwege Mechanik in Kleintiere1,2bewerten. Jedoch wie die Phänotypisierung Unschärferelation erklärt, wird was in Messgenauigkeit mit BAV gewonnen aus gegen einen Verlust in Noninvasiveness3gehandelt. In der Tat sind BAV Messungen unter sehr kontrollierten experimentellen Bedingungen erworben, die Anästhesie sowie Tracheotomie oder orale Intubation und Beatmung notwendig machen; ein Szenario vom wirklichen Leben.
In Situationen, wo die experimentellen Anforderungen verbieten den Einsatz von Anästhetika oder wenig oder gar keine Abweichung von der natürlichen physiologischen Zustand des Tieres fordern, kann Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) betrachtet werden. Wie der Name schon sagt, bestehend eine DCP-Setup aus zwei verbundenen starren Kammern gebaut, um den Kopf des Tieres (oder Nase), in die vordere Kammer, aus seinen Brustkorb so luftdicht wie möglich isolieren in der hinteren Kammer. Innerhalb der Einrichtung das Tier bewusst und atmet spontan während zurückgehalten wird. Weil die Wände der Kammern erweitern oder zurückziehen können, erzeugt die Bewegung der Luft-and-out des Tieres eine entsprechende aber entgegengesetzte Wellenform in der hinteren Kammer, als Folge der Kompression/Dekompression der umgebenden Luft. Die Wellenform durch nasale Strömung in die vordere Kammer und eine rund um die thorakale Bewegung in die hintere Kammer kann so getrennt und gleichzeitig erfasst. Je nach Bauart des DCP-Setups können diese Wellenformen mit Druckaufnehmer oder Pneumotachographs können Sie jeweils die Änderungen im Kammerdruck oder Luftstrom-and-out der Kammern als Funktion der Zeit aufzeichnen erworben werden. Der zweite Ansatz ist heute häufiger.
Während das Tier Atemfrequenz durch jede Art von Plethysmographie Techniken genau bestimmt werden kann, ist die Situation nicht das gleiche für die Bestimmung der Tidalvolumen und seine Verwandten beatmungsparameter (z.B., Minute Lüftung, exspiratorischen Volumen, etc.). Im Gegensatz zu den Ganzkörper-plethysmogramm (WBP) Technik, wo das Tier Tidalvolumen von Feld Signal4,5geschätzt wird, bietet die DCP-Technik präzise Einschätzungen der Tidalvolumen. Dies bezieht sich auf den direkten Erwerb der thorakalen Bewegung des Tieres in der hinteren Kammer sind proportional zu den Veränderungen im Lungenvolumens während der Atmung.
Zusätzlich zu diesen präzise ventilatorischen Parametern (z.B., Tidalvolumen, Atemfrequenz und Minute Lüftung), einige Störungen in der Form der Atmungszyklus können auch zur neuronalen Aspekte zu untersuchen, die Regeln der atemantrieb oder respiratorische Reflexe. Ein konkretes Beispiel für diese Anwendung wäre Reizung Potenzialbeurteilung inhalierten Substanzen auf die oberen Atemwege sensorischen Neuronen6. Hier wird die Dauer einer Pause zu Beginn der Ablauf über einen Parameter namens Ende inspiratorische Pause (EIP), auch bezeichnet als Dauer des Bremsens6ermittelt. Die Verlängerung dieser Pause durch eine reizende Substanz ist verbunden mit der Schließung des Tieres Stimmritze, verursacht einen messbaren Zeitraum von Bremsen im ersten Teil der Ablauf6,7.
Ein weiterer wichtiger Vorteil des DCP ist, dass es zwei validierte und unbestrittene Parameter liefert, die empfindlich auf Luftstrom behindert sind. Man nennt man den Fluss in Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen und ist abgekürzt EF508,9,10. Es ist der Luftstrom bei Midway Lautstärke jedes Gezeiten Kurzatmigkeit bei Ablauf. EF50 wird der thorakalen Ablaufprotokoll entzogen und somit ohne die vordere Kammer (d. h., bei einer Kopf-draußen-Konfiguration) gemessen werden. Der andere nennt man spezifische Atemwegswiderstand und abgekürzte sRaw11,12,13. Die Bestimmung der sRaw erfordert die gleichzeitige Aufnahme des Tieres nasale und thorakalen fließt, wie es von der Zeitverzögerung zwischen diesen separaten Atemwege Spuren zum Zeitpunkt Null Strömung am Ende der Inspiration berechnet wird. Die Gründe, die die Grundlage beschreibt, bezieht sich diese Verzögerung auf sRAW, breitgetreten wurde bisher11. Einfach ausgedrückt, vorausgehen Lunge Volumenänderungen der Luftbewegung da einem Druckgradienten entwickeln, um zu fahren Luftstrom muss. Bei einem gesunden Tier ruhig atmen ist diese Verzögerung in der Regel sehr klein. Allerdings ist der Druckgradient, der erforderlich ist, um einen bestimmten Strom (z.B., eine Strömung, die ausreicht, um ausreichende Belüftung) unterzubringen durch den Grad der Atemwegswiderstand beeinflusst. Während Bronchokonstriktion ist zum Beispiel der Gradient der Druck notwendig, um einen bestimmten Strom unterzubringen größer, was impliziert, dass das Tier härter arbeiten, für die Atmung muss. Eine größere Steigung von Druck im Brustkorb des Tieres bedeutet auch, dass ein größerer Teil des Förderstroms der hinteren Kammer-and-out durch Dekompression/Kompression der Luft in den Brustkorb, die Teil des insgesamt thorakalen Ausbau/einfahren, ist aus der Phase mit dem nasale Fluss. Die erhöhte Resistenz durch Bronchokonstriktion erhöht somit die Verzögerung zwischen dem hinteren und vorderen Kammern und vergrößert damit sRaw. Der Gradient der Druck, die Luftstrom-and-out der Lunge treibt prägt auch das anfängliche thorakale Gasvolumen (TGV). Bei einem größeren TGV beispielsweise Ausbau/Rücknahme des Thorax erforderlich, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren ist größer (einfach weil die Volume-Verschiebung, die erforderlich sind, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren größer ist), das bedeutet auch, dass die Tier muss härter arbeiten, für die Atmung. Wieder, diese zusätzliche thorakalen Verschiebungen sind erforderlich, um Luft in den Brustkorb dekomprimieren/komprimieren und sind somit nicht in Phase mit dem nasale Fluss. Also, eine erhöhte TGV erhöht auch die Verzögerung zwischen den Kammern und erhöht dadurch sRaw. Wie man sehen kann, führen Bronchokonstriktion und erhöhte TGV ein wichtiger Versuch, Luft-and-out der Lunge ziehen. Dies ist im Wesentlichen die physiologische Bedeutung des sRaw. Es repräsentiert den Aufwand für die Atmung5,14.
Es ist daher wichtig zu verstehen, dass zwei unterschiedliche Faktoren sRaw beeinflussen: Atemwegswiderstand und TGV. In der Tat kann sRaw als das Produkt der Atemwegswiderstand und TGV11ausgedrückt werden. Bewusste Tiere können ihre TGV nach Belieben ihre Belüftung an eine bestimmte Umgebung anzupassen. Unter solchen Bedingungen, wo das Tier natürlichen physiologischen Zustand unverändert ist, ist es so unmöglich zu erkennen, ob eine Änderung im sRaw ergibt sich eine Änderung im Atemwegswiderstand, eine Änderung im TGV oder eine Mischung aus beidem. Daher empfiehlt es sich, die DCP-Auswertung mit mehr invasiven Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lungenvolumen, wie Sie durch das BAV1,15ergänzen.
Bisher wurde das DCP in verschiedenen Anwendungen in der Forschung eingesetzt. Die Technik kann verwendet werden mit oder ohne Kopf Kammer, quantitativ und genau bewerten die Wirkung von verschiedenen Substanzen, wie z. B. pharmazeutische Wirkstoffe, Allergene, Reizstoffe oder anderer Vermittler auf Atemfunktion in bewusste Kleintiere 16,17,18. Die vordere Kammer dient auch als ein freilegen Kammer Aerosol Substanzen oder unterschiedlichen Gas-Konzentrationen (Hypoxie, Hyperkapnie, etc.)-19. Bequem, erlaubt es, damit auch die akuten Wirkungen von diesen Forderungen zu messen. In der Tat ist eines der häufigsten Verwendungen des DCP, den Grad des Reaktionsvermögens zu Aerosol Methacholine in verschiedenen Modellen von Atemwegserkrankungen20,21,22,23, 24 , 25.
Obwohl die DCP-Technik scheinbar einfach, könnten die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse einige praktische Herausforderungen potenziell unerfahrene Benutzer zu verhindern oder beeinträchtigen. Der vorliegende Beitrag liefert eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die erfolgreich Atemwege Aufnahmefunktion von DCP im bewussten, zurückhaltend, spontan atmenden Mäuse. Die Beschreibung bezieht sich auf das angegebene Gerät (siehe die Tabelle der Materialien). Den Nutzen und Wert des DCP zeigt sich auch in ein gemeinsames Modell der allergische Lungenentzündung in zwei Stämme von Mäusen getestet bei Studienbeginn und als Reaktion auf Aerosol Methacholine.
Protocol
Die folgenden Verfahren wurden gemäß den Richtlinien des Canadian Council auf Animal Care (CCAC) von Quebec Herz und Lunge Institut Animal Care Committee genehmigt.
1. Vorbereitung
- Studie
- (Kritische) Erhalten Sie vor jedem Experiment durchführen die entsprechenden Genehmigungen (z. B. IACUC) und Trainings (z. B. tierische Handling).
- Machen Sie sich vertraut mit der Ausrüstung und der Betriebssoftware. Lesen der Bedienungsanleitungen und, wenn erforderlich, erstellen Sie eine Konfigurationsdatei zu definieren die Anzahl der Standorte, input Signale, Analysatoren und Parameter.
Hinweis: Achten Sie darauf, wählen eine hohe Abtastrate (2 KHz). - Konfigurieren Sie die Analysatoren-Einstellungen für die Parameter von Interesse.
- Wählen Sie Tuning aus der Tool-Leiste und dann Analysatoren.
- Passen Sie den Fluss-Schwellenwert auf einen Wert, der die Atemzüge richtig trennt (Maus: 0,5 mL/s) und entscheiden Sie sich für Ti + Te , die Atemfrequenz zu berechnen.
- Legen Sie einen Wert für den Luftdruck (760 mm Hg), und geben Sie die maximale Abweichung der inspiratorischen/exspiratorischen Volumen für einen Atemzug als gültig betrachtet werden (Maus: 20 %).
- Klicken Sie auf die Einstellung im Feld Parameter berechnet , um die Grenzen der Akzeptanz anzupassen.
Hinweis: Die folgenden Einstellungen für die beschriebenen Maus Experimente verwendet wurden: Inspiration Zeit, 50 bis 170 ms; Ablaufzeit, 40 bis 180 ms; Frequenz der Atmung, 30 bis 450 Bpm; spezifische Atemwegswiderstand, 0 bis 15 CmH2O·s; Midexpiratory Fluss mit einer Genauigkeit von mindestens 3 Dezimalstellen. - Abschließend wählen Sie übernehmen und schließen Sie das Dialogfenster zu verlassen.
- Menü Bar Tool zur Tuning wieder und dann Speicher eine gewünschte Datenrate Speicher festlegen. Klicken Sie auf übernehmen und schließen Sie das Fenster zu verlassen.
Hinweis: Durchschnittlich alle 10 s ist in der Regel verwendet. - Erstellen Sie ein Protokoll in der Betriebssoftware, eine Folge von Befehlen und den gewünschten Zeitpunkt für jeden einzelnen zu definieren. Ein Beispiel ist in Abbildung 1angezeigt.
- Wenn das Experiment die Verabreichung eines Stoffes durch Aerosol beinhaltet, bereiten Sie die passenden Lösungen und Verdünnungen nach Konzentrationen getestet werden.
- Tier
- Arbeiten Sie in einer ruhigen Gegend, weit entfernt von den Gehäuse-Raum. Lassen Sie die Tiere an die Veränderung der Umwelt anpassen.
- Wiegen Sie die Tiere und wählen Sie die entsprechende Zurückhaltung Größe.
- (Kritische) Die Tiere die einschränkende und Verfahren vor dem Start des Experiments zu akklimatisieren. Abhängig von der experimentellen Design, mehrere Akklimatisierung Sitzungen von zunehmender Dauer (z. B. 5-30 min) erforderlich sein.
Hinweis: Tiere, die nicht akklimatisieren sollte die Studie entnommen werden.- Setzen Sie auf jeder Tagung der Akklimatisierung das Tier in die Restrainer, ausgehend von der Rückseite Öffnung; das Gerät senkrecht halten kann hilfreich sein.
- Sobald das Tier in der Lage ist, legen Sie den hinteren Kolben und verriegeln Sie sanft es ohne eine übermäßige Krafteinwirkung.
- (Kritische) Visuell zu überprüfen, dass das Tier normal atmet. Passen Sie ggf. die Position durch Verschieben des Verriegelungsmechanismus. Stellen Sie sicher, dass das Tier Nares außerhalb der Prüfkopf mit der Schnauze an den Innenwänden der die Restrainer hervorstehenden sind.
- Lösen Sie die hintere Abdeckung der thorakalen Kammer, legen Sie die Restrainer, enthält das Tier durch den Kautschuk in der thorakalen Kammer öffnen und Schließen der Kammers.
- Befestigen Sie die Kopf-Kammer und sorgen für eine Voreingenommenheit. Verwenden Sie einen Strom von 0,5 L/min für eine Maus.
- Lassen Sie das Tier für 5 min entspannen.
- Sobald das Tier ruhig ist, starten Sie die Aufnahme der nasale und thorakalen Fluss Signale. Überprüfen Sie auf dem Computerbildschirm angezeigt, dass die Spuren glatt sind und sie eine regelmäßige Atmung anzeigen; Siehe Beispiel in Abbildung 2.
Hinweis: Wenn das Protokoll die Aerosol-Verabreichung eines Stoffes umfasst, kann eine Kochsalzlösung Herausforderung in der Akklimatisierung Verfahren einbezogen werden. - Am Ende jeder Sitzung entfernen Sie das Tier aus der thorakalen Kammer und die Restrainer und seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurückkehren.
- Ausrüstung
- Am Tag des Experiments starten Sie eine experimentelle Sitzung und laden Sie die entsprechende Konfigurationsdatei.
Hinweis: Stellen Sie sicher, dass sie das gewünschte Protokoll für das Experiment enthält. - Gehe, um in das Tool-Bar-Menü. Geben Sie das Experiment und Informationen des Tieres. Ist das erledigt, klicken Sie auf die Schaltfläche " Ausführen " am unteren Rand des Fensters.
- Fahren Sie mit der Kalibrierung des Systems. Jede Website zu kalibrieren und Eingangssignal getrennt.
- Schalten Sie das Bias Atemtherapiegerät, an den Kopf Kammer über ein Stück Schlauch anschließen und Einstellen der Durchflussmenge.
- Schließen Sie die obere Öffnung der Kopf Kammer mit einer Kappe.
- Lösen Sie die Rückwand des thorakalen Kammer, legen Sie fest Kalibrierungstool im Inneren des Gummis Öffnung zwischen dem Kopf und der Körper Kammer eine Hermetische Abdichtung zu erstellen. Dann schließen Sie und befestigen Sie die Rückwand der thorakalen Kammer.
- Stellen Sie sicher, dass der Seitenanschluss der thorakalen Kammer verschlossen ist.
- Das Software-Tool-Bar-Menü wechseln Sie zu Tuning und dann Kalibrieren.
- An Eingang 1 (Thorax) und wählen Sie Kalibrieren , Kalibrierung-Dialogfeld für die thorakalen Flow Signal zu starten.
- (Kritische) Stellen Sie sicher, dass die aufgeführten Parameter im Dialogfenster Kalibrierung die entsprechenden Einstellungen, d.h. körperliche Belastungen angewendet niedrigen Wertanzeigen: 0; Körperliche Belastungen angewendet hohen Wert:-20 mL/s; Proben: integrieren. Ist das erledigt, klicken Sie auf niedrig im Fenster " Proben ".
- Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal über das Anzeigefenster konstant ist, und klicken Sie dann auf Schließen.
- Verbinden Sie eine 20 mL-Spritze durch den Seitenanschluss der thorakalen Kammer mit einer Kunststoff-Anschluss und ein Stück Schlauch.
- (Kritische) Wählen Sie im Fenster " Proben " hoch und sofort Spritzen Sie 20 mL Luft in die Kammer über einen Zeitraum von 2 s bei einer Durchflussrate so konstant wie möglich.
- Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal komplett innerhalb des Anzeigefensters angezeigt wird. Mithilfe des Pfeilsymbols um zu überprüfen, ob das Signal zentriert und symmetrisch um die Null-Linie ist. Klicken Sie auf Schließen. Entfernen Sie alle Offset von NULL durch Anklicken Entfernen AC Versatz im Fenster " Proben "
Hinweis: Die hochwertige Kalibrierung kann erneuert werden, wenn nötig. - Stellen Sie sicher, dass der daraus resultierende Skaliert Eingabebereich innerhalb des empfohlenen Bereichs liegt (Maus: ±280, ±420 mL/s). (Kritische) Wiederholen Sie die Kalibrierung-Schritte, wenn die Werte außerhalb des zulässigen Bereichs liegen.
- Kalibrieren der Kopf-Kammer in ähnlicher Weise wie die thorakalen Kammer (Schritt 1.3.3.6). Wählen Sie diesmal Input 2 (Nasal).
Hinweis: (Wichtig) Der Wert für körperliche Belastungen angewendet hohen Wert festgelegt werden, um + 20 mL/s. Dies ändert sich die Polarität der Strömung in die vordere Kammer in Bezug auf die hintere Kammer. Daher, wenn das Tier atmet, werden die zwei Fluss-Signale fast in Phase, abgesehen von der Verzögerung zur Berechnung des sRaw.
- Am Tag des Experiments starten Sie eine experimentelle Sitzung und laden Sie die entsprechende Konfigurationsdatei.
2. Lunge Funktion Messungen
- Wiegen Sie die Tiere und notieren Sie ihr Körpergewicht.
- Legen Sie das Tier in die Restrainer und legen Sie es in der thorakalen plethysmogramm Kammer (Schritte 1.2.3.1 zu 1.2.3.5).
- Lassen Sie das Tier mindestens 5 min lang entspannen.
- Im ersten Schritt wählen Sie zunächst das Protokoll der Befehle, und klicken Sie dann auf Ausführen.
- Überprüfen Sie auf dem Bildschirm, dass das Tier Atmung sind normal und glatt (Abbildung 2) signalisiert. Die Software zeigt automatisch die berechneten Parameter auf Basis Breath-by-Breath. Stellen Sie sicher, dass das Tier Parameter stabil sind.
- Aufzeichnung der Atemmuster Grundlinie Bedingungen für bis zu 10 Minuten.
- Protokolle, die mit der Verwaltung einer Prüfsubstanz durch Aerosol gehen Sie wie folgt vor:
- Den Vernebler pünktlich und Pflicht Zyklus, je nach Bedarf anpassen.
Hinweis: In den Beispielen in diesem Artikel gezeigt, wurde der Vernebler betrieben bei einer Einschaltdauer von 5 % für 10 s. - Durchführen einer Fahrzeug-Herausforderung (z. B. Kochsalzlösung) und notieren Sie die Antwort.
- Bei Bedarf setzen Sie das Tier zu steigenden Konzentrationen der Prüfsubstanz durch Veränderung der Konzentration in den Zerstäuber in eskalierende Schritte (z. B. Verdoppelung Konzentrationen). Notieren Sie die Antwort, nach jeder Verabreichung.
- Am Ende der experimentellen Sitzung falls nicht automatisch geschehen, die Aufzeichnung beenden und das Tier seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurück.
- Den Vernebler pünktlich und Pflicht Zyklus, je nach Bedarf anpassen.
- Falls erforderlich, wählen Sie Ausführen aus dem Tool Bar Menü eine andere experimentelle Sitzung ausgeführt.
- Zwischen den Sitzungen reinigen Sie plethysmogramm Kammern und spülen Sie den Zerstäuber mit Wasser.
Hinweis: Der Konsum von Alkohol kann die plethysmogramm irreversibel schädigen.
- Zwischen den Sitzungen reinigen Sie plethysmogramm Kammern und spülen Sie den Zerstäuber mit Wasser.
- Wenn die Studie wiederholte Auswertungen im Laufe der Zeit umfasst, wiederholen der gesamte Messablauf zu jeder gewählten Timepoint.
Hinweis: Empfohlen wird mit Bedacht das Studium mit einigen präzisen Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lunge Bände1,15ergänzen.
(3) Datenanalyse
Hinweis: Die Software speichert die experimentelle Datei automatisch und exportiert die aufgezeichneten Parameter, wenn die experimentelle Sitzung geschlossen wird.
- Berechnen Sie eine Grundlinie Mittelwert für die Parameter von Interesse für jedes Tier und experimentelle Gruppe.
Hinweis: Tabelle 1 listet eine Reihe von typischen Parameter kategorisiert basierend auf die Art der Informationen, die sie bieten. - Wenn relevant, bewerten Sie die Wirkung der Aerosol Substanz auf die Parameter des Interesses bei jeder Konzentration mit einem bestimmten Zeitpunkt (z.B. maximal- bzw. Minimalwert Wert), durchschnittlich oder Vollzeit-Kurs studiert; eine Normalisierung zu Baseline kann auch betrachtet werden.
- Bericht über die Gruppe Mittel und Fehler in einer Tabelle oder Grafik-Format. Die Ergebnisse statistisch analysieren.
Hinweis: In der vorliegenden Studie, zwei-Wege-ANOVAs mit wiederholt Maßnahmen wurden zur Beurteilung der Wirkung von Methacholine, dem Allergen – Hausstaub Milben (HDM) – und ihre Interaktion auf verschiedenen DCP auslesen (sRaw und EF50) sowie verschiedene FOT auslesen (RN, G und (H), in beiden Stämme von Mäusen. Sidak mehrere Vergleichstests wurden dann verwendet, um die Konzentrationen von Methacholine bestimmen, an dem die allergische Mäuse unterscheiden sich von den Kontroll-Mäusen. Die gleichen Tests wurden zur Beurteilung der Wirkung von Tagen, HDM und deren Zusammenspiel zu Studienbeginn (d.h.vor Methacholine) auf Anzeigen der Atemwegsobstruktion (sRaw und EF50) und der Belüftung Muster (BF, TV, MV und EIP). Pearson Korrelation wurden verwendet, um die Zusammenhänge zwischen sRaw erhalten mit dem DCP und RN mit der BAV erhalten zu bewerten. Alle statistischen Auswertungen und Grafiken wurden mit alternativen standard Statistiksoftware (z.B.GraphPad Prism) durchgeführt. p ≤ 0,05 wurde als ausreichend, um die Nullhypothese ablehnen.
Representative Results
Die Ergebnisse der wiederholten Bewertungen der Atemfunktion durch DCP, durchgeführt unter geplanten Bedingungen an drei aufeinanderfolgenden Tagen (Tage 12, 13 und 14 des Protokolls, die in Abbildung 1dargestellt) in Steuerung und allergische BALB/c Mäuse sind in Abbildung 3 dargestellt . Die Parameter, die ausgewählt wurden, um das Muster der Atmung beurteilen enthalten Atmung Frequenz (Abb. 3A), Tidalvolumen (Abb. 3 b), Minute Belüftung (Abbildung 3) und Ende-inspiratorische Pause (Abbildung 3D). Die Parameter zur Beurteilung der Atemwegsobstruktion waren EF50 (Abbildung 3E) und sRaw (Abbildung 3F). Die Ergebnisse der einzelnen ausgewählten Parameter waren über diese drei aufeinander folgenden Tagen in beiden Gruppen mit keine offensichtliche Effekt verursacht durch eine allergische Entzündung stabil.
Der Grad des Reaktionsvermögens zu Methacholine wurde von DCP an aufeinanderfolgenden Tagen ausgewertet (Tage 12, 13 und 14 des Protokolls, die in Abbildung 1dargestellt) in Steuerung und allergische BALB/c Mäuse. In Abbildung 4dargestellten Ergebnisse zeigen die Änderungen in den zwei Parametern, die empfindlich auf Atemwegsobstruktion, nämlich sRaw (Abbildung 4A, B und C) und EF50 (Abbildung 4, E und F). Wie erwartet, inkrementelle Konzentrationen von Methacholine schrittweise erhöht sRaw und schrittweise verringert EF50. Diese Antworten wurden durch eine allergische Entzündung, vor allem auf die Endkonzentration getestet, die das Vorhandensein von hyperreaktivität bestätigt potenzierte. Die Ergebnisse zeigen auch, dass die übertriebene Maß an Reaktionsfähigkeit auf den ersten Tag (Tag 12) beschränkt war, wie es nicht, während die zwei nachfolgenden Bewertungen (d. h.am Tage 13 und 14 beobachtet wurde).
Die Ergebnisse der Bewertung der Atemwege Mechanik vom BAV, durchgeführt am letzten Tag des experimentellen Protokolls (Tag 15; Abbildung 1) Kontrolle und allergische BALB/c Mäuse sind in Abbildung 5dargestellt. Diese Experimente wurden in der Studie die DCP-Auswertungen ergänzen. Das BAV ist anerkannt als eine genauere Annäherung Atemfunktion2bewerten. Eine seiner Stärken ist, dass es topographische Erkenntnisse liefert, die welche Seiten der Lunge (Dirigieren Airways im Vergleich zu peripheren Atemwege und Lungengewebe) durch die getesteten Eingriffe (z.B., Allergen und Methacholine) betroffen sind. Die empfohlene Methode Atemwege Mechanik mit der BAV zu beurteilen war zuvor beschriebenen1. Hierin wurden drei FOT Parameter verwendet, um die Veränderungen der Atemwege Mechanik induziert durch allergische Entzündung und Methacholine beschreiben. Diese Parameter enthalten: 1-Newtonschen Widerstand (RN; ( Abb. 5A), die Änderungen in Wert vor allem für die, Parameter reflektieren Variationen in den Widerstand der großen leitenden Atemwege; 2-Gewebe Dämpfung (G; Abbildung 5 b), die Änderungen in Wert vor allem für die, Parameter reflektieren Variationen im Gewebe Widerstand; und 3-Gewebe Elastance (H; Abbildung 5), die Änderungen in Wert vor allem für die, Parameter reflektieren Variationen im Gewebe Steifigkeit2. Wie erwartet, gab es eine Steigerung in jeder dieser Parameter als Reaktion auf inkrementelle Konzentrationen von Methacholine. Einklang mit sRaw und EF50 erzielten Ergebnisse mit den DCP vom Vortag (Tag 14; ( Abbildung 1), waren die Veränderungen in RN induziert durch Methacholine (Abb. 5A) zwischen dem Steuerelement und die allergische Mäuse vergleichbar. In der Tat, die Werte der sRaw am 14. Tag korreliert mit den Werten von RN Tag 15 (Abbildung 5). Der Anstieg der H induziert durch Methacholine ähnelte auch zwischen dem Steuerelement und die allergische Mäuse (Abb. 5 b). Methacholine-induzierten Anstieg G war jedoch deutlich stärker in die allergische Mäuse (Abbildung 5). Dieses Ergebnis zeigt das Vorhandensein eines anhaltenden hyperreaktiven Phänotyps in die allergische Mäuse am Tag 15, die nicht durch die DCP-Auswertungen durchgeführt an den beiden Vortagen entdeckt wurde.
Die gesamte Studie wurde mit C57BL/6 Mäusen wiederholt. Die Ergebnisse der aufeinanderfolgenden DCP Bewertungen von sRaw, am Tage 12, 13 und 14 des Protokolls (Abbildung 1) und der BAV-Bewertung des R-N, Tag 15, sind in Abbildung 6dargestellt. In diesem spezifischen Maus Stamm blieb die übertriebene Methacholine Reaktion bei den allergischen Mäusen beobachtet in den drei aufeinander folgenden Tagen (Abb. 6A, Bund C). Dieser Phänotyp hyperreaktiven wurde auch mit der BAV Tag 15 durch einen Anstieg der RN induziert durch Methacholine, die in die allergische Mäuse (Abb. 6E) stärker ausfiel dargestellt. Diese waren im Gegensatz mit den Ergebnissen mit den Mäusen BALB/c, wo eine fortschreitende schwinden die hyperreaktivität ereignete sich von Tage 12-14 (Abbildung 4) und ein Mangel an Unterschied in der Methacholine-induzierten Anstieg der RN beobachtet wurde Tag 15 (Abb. 5A). Gemeinsam zeigten diese Ergebnisse eine zeitabhängige Wirkung des Allergens auf die Methacholine-induzierte Reaktion zwischen den beiden Stämmen von Mäusen. Wichtig ist, wurde dieser Stamm Unterschied durch das DCP und die BAV dargestellt. Übereinstimmend, die Werte der sRaw gemessen durch das DCP am 14. Tag korreliert mit den Werten von RN FOT Tag 15 (Abb. 6F) gemessen, wie mit den Mäusen BALB/c (Abbildung 5) beobachtet wurde.
Abbildung 1 . Protokolle verwendet, um allergische Lungenentzündung auslösen und die Reaktionsfähigkeit auf Methacholine beurteilen. Diese Studie wurde an weiblichen BALB/c und C57BL/6 Mäusen von 7 bis 9 Wochen alt. Die Reihenfolge der Maßnahmen über die gesamte Studie durchgeführt wird im Bedienfeld "(A) angezeigt. Die Hälfte der Mäuse ausgesetzt war 50 µg Hausstaub Milben (HDM) Extrakt intranasal an 14 aufeinander folgenden Tagen, allergische Lungenentzündung zu induzieren. Die andere Hälfte war Kochsalzlösung ausgesetzt und als Kontrolle verwendet. Atemfunktion wurde durch Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) bei drei verschiedenen Gelegenheiten (Tage 12, 13 und 14; schwarze Kreise) beurteilt nach einer Akklimatisierung Sitzung (Tag 11; grauer Kreis), die eine Herausforderung mit Aerosol Kochsalzlösung enthalten. Während jeder Sitzung beurteilte Grundlinie Atemfunktion und die Reaktion auf Methacholine über das automatisierte Protokoll im Bedienfeld "(B) gezeigt. Tag 15 wurde eine invasive Beurteilung der Atemwege Mechanik mit der erzwungenen Schwingung-Technik (FOT) als zuvor beschriebenen1durchgeführt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 . Repräsentative Fluss Signale von einer gesunden BALB/c Maus. Die Tafeln zeigen typische Aufnahme-Spuren durch Doppel-Kammer-Plethysmographie in einer Kontrolle Maus unter geplanten Bedingungen erhalten. Thorakalen Strömung wird im oberen Bereich angezeigt und nasale Fluss wird im unteren Fensterbereich angezeigt. Negative Werte sind während der Inspiration und positive Werte sind bei Ablauf. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 . Wiederholte Auswertungen der Atemfunktion in bewusste BALB/c Mäuse. Grundlinie Atemfunktion wurde von Doppel-Kammer Plethysmographie (DCP) bei Kontrolle (offene Symbole) und allergische (feste Symbole) Mäusen am Tage 12, 13 und 14 des Protokolls, die in Abbildung 1dargestellten bewertet. Die DCP-Parameter zur Beurteilung der Atemfunktion inklusive Atmung Frequenz in (A), Tidalvolumen (TV) (B), Minute Belüftung (MV) (C) Ende inspiratorische pause (EIP) fließen in Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen (in (D), EF50) in (E) und spezifische Atemwegswiderstand (sRaw) (F). Die Werte der Atmung Frequenz, TV, MV, sRaw und EIP für jede Maus waren, dass die durchschnittlichen Werte über 1,5 min aufgezeichnet. Der Wert der EF50 war der minimale Wert während dieser Aufnahme-Zeit. Die Ergebnisse werden als Gruppe ± Standardabweichung bedeutet (n = 5/Gruppe). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4 . Methacholine Bronchoprovocation Test in bewusste BALB/c Mäuse. Methacholine Reaktionsfähigkeit wurde durch Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) Kontrolle (offene Symbole) und allergische (feste Symbole) Mäuse am Tage 12, 13 und 14 des Protokolls, die in Abbildung 1dargestellten bewertet. Die DCP-Parameter verwendet, um die Antwort zu bewerten enthalten spezifische Atemwegswiderstand (sRaw) in (A) bis (C) und Durchfluss an Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen (EF50) in (D) bis (F). Die Bronchoprovocation erfolgte durch aerosolizing Methacholine in der DCP-Kopf-Kammer für 10 s bei inkrementellen Konzentrationen. Die Antwort war während 1,5 min nach jeder Konzentration überwacht. Der Wert des sRaw für jede Maus bei jeder Konzentration war, dass der durchschnittliche Wert über 1,5 min aufgezeichnet. Der Wert der EF50 war der minimale Wert während dieser Aufnahme-Zeit. Die Ergebnisse werden als Gruppe ± Standardabweichung bedeutet (n = 5/Gruppe). Das Sternchen-Symbol * bezeichnet einen statistisch signifikanten Unterschied (p 
Abbildung 5 . Invasive Beurteilung der Atemwege Mechanik bei Mäusen BALB/c. Atemwege Mechanik an der Basislinie und als Reaktion auf Methacholine wurde durch die erzwungene Schwingung-Technik (FOT) am Tag 15 des Protokolls, die in Abbildung 1dargestellten bewertet. Die Steuerung (offene Symbole) und die allergische (feste Symbole) Mäuse waren die gleichen wie diejenigen von Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) getestet auf Tage 12, 13 und 14. Die Parameter zur Beurteilung der Atemwege Mechanik waren Newtonschen Widerstand (RN) in (A), Gewebe Elastance (H) in (B) und Gewebe (G) (C) Dämpfung. Die Bronchoprovocation wurde durch Vernebelung inkrementelle Konzentrationen von Methacholine direkt in den Endotrachealtubus narkotisierten, tracheotomized, gelähmt und mechanisch belüfteten Mäuse in Rückenlage durchgeführt. Die Antwort wurde während 5 min nach jeder Konzentration überwacht. Der Wert für jeden Parameter für jede Maus bei jeder Konzentration war der Spitzenwert in diesem Zeitraum der Aufnahme erhalten. Die Ergebnisse werden als Gruppe ± Standardabweichung bedeutet (n = 5/Gruppe). Panel (D) zeigt die Korrelation zwischen spezifischen Atemwegswiderstand (sRaw) von DCP an Tag 14 und RN gemessen vom BAV am Tag 15. Die offene Symbole repräsentieren die Werte an der Basislinie und die solide Symbole repräsentieren die maximalen Werte in der höchsten Konzentration von Methacholine für das Steuerelement (Kreise) oder allergisch (Quadraten) Mäusen getestet. Der Inset zeigt der Bestimmungskoeffizient (R2). Das Sternchen-Symbol * bezeichnet einen statistisch signifikanten Unterschied (p ≤ 0,05). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 6 . Respiratorische Funktion und invasive Atemwege Mechanik bei C57BL/6 Mäusen. Spezifische Atemwegswiderstand (sRaw) war am Tage 12 (A), 13 (B) und 14 (C) der vom Doppel-Kammer Plethysmographie (DCP) bei Studienbeginn und als Reaktion auf Methacholine bei Kontrolle (offene Symbole) und allergische (feste Symbole) Mäusen bewertet die Protokoll in Abbildung 1dargestellt. Newtonschen Widerstand (RN) bei Studienbeginn und als Reaktion auf Methacholine wurden durch die erzwungene Schwingung-Technik (FOT) am Tag 15 (D) bewertet. Die Bronchoprovocations wurden durchgeführt, wie in Abbildung 4 und Abbildung 5 für das DCP und die BAV beschrieben. Die Ergebnisse werden als Gruppe ± Standardabweichung bedeutet (n = 5/Gruppe). Platte (E) zeigt die Korrelation zwischen sRaw DCP an Tag 14 und RN FOT am Tag 15 gemessen daran gemessen. Die offene Symbole repräsentieren die Werte an der Basislinie und die solide Symbole repräsentieren die maximalen Werte in der höchsten Konzentration von Methacholine für das Steuerelement (Kreise) oder allergisch (Quadraten) Mäusen getestet. Der Inset zeigt der Bestimmungskoeffizient (R2). Das Sternchen-Symbol * bezeichnet einen statistisch signifikanten Unterschied (p ≤ 0,05). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| Parameter | Einheit | Beschreibung | Informationen |
| F | BPM | Atemfrequenz | Muster der Lüftung |
| TV | mL | Tidalvolumen | |
| MV | mL | Minute Lüftung | |
| TI | MS | Inspiratorische Zeit | |
| Te | MS | Exspiratorischen Zeit | |
| PIF | mL/s | Inspiratorische Höchstfluß | |
| PEF | mL/s | Exspiratorischen Spitzenfluss | |
| EV | mL | Exspiratorischen Volumen | |
| NTV | mL | Nasale Atemvolumen | |
| NEV | mL | Nasale exspiratorischen Volumen | |
| EIP | MS | Ende inspiratorische pause | |
| EEP | MS | Ende exspiratorischen pause | |
| dT | MS | Zeitliche Verzögerung | Luftstrom Obstruktion |
| sRaw | CmH2O·s | Spezifische Atemwegswiderstand | |
| sGaw | 1/CmH2O·s | Spezifische Atemwege Leitwert | |
| EF50 | mL/s | An Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen fließen | |
| SR | % | Erfolgsquote | Qualitätskontrolle |
| N | Anzahl der gültigen Atemzüge |
Tabelle 1. Liste der typischen Parameter gewonnenen Doppel-Kammer Plethysmographie. Die Parameter wurden entsprechend der Art der Informationen bieten sie während eine Atemfunktion Bewertung gruppiert.
| Vorteile | Einschränkungen |
| · Bewusste Tiere | · Notwendigkeit, die Umgebung zu kontrollieren |
| · Genaue beatmungsparameter | · Vorherige Akklimatisierung der Tiere |
| · Unbestrittene Indizes der Luftstrom Obstruktion (sRaw, EF50) | · Anforderung, die nasale und thorakalen fließt hermetisch zu trennen |
| · Anpassbar an verschiedene Arten und Tier Größen | · Absolutwert Variabilität für einige Outcome-Parameter |
| · Verwendet in vielen Anwendungen in der Forschung | · sRaw keine echte Messung des Widerstands |
| · Einfache Technik | · Präsenz der oberen Atemwege |
| · Empfindlich auf Ändern | · Ergänzend zu die Messungen mit einer invasiven Bewertung |
Tabelle 2. Liste der Vorteile und Einschränkungen verbunden mit Doppel-Kammer-Plethysmographie.
| Doppel-Kammer-Plethysmographie | Erzwungene Schwingung Technik | |
| Des Tieres Zustand des Bewusstseins | Unveränderte | Betäubt (und in der Regel gelähmt) |
| Stellung des Tieres | Aufrecht | Rückenlage |
| Zugänglichkeit des Tieres | Innerhalb der Kammer beschränkt | Zugänglich |
| Tierische Integration in das Messgerät | Nase oder Hals Dichtung | Tracheotomie oder orale intubation |
| Des Tieres Atemwege Baum | Intakt | Teilweise – obere Atemwege Segment ausgeschlossen (d. h. nasale führt, Rachen und Kehlkopf) |
| Lungenvolumen, bei dem die Outcome-Parameter erzielt werden | Variable - spontane Volumen angenommen durch das Tier | Standardisiert - mit kontrollierten Rekrutierung Manöver und End-exspiratorischen Überdruck. |
| Frequenz, bei dem die Outcome-Parameter bewertet werden | Variable - spontane Atemfrequenz angenommen durch das Tier | -Mit vordefinierten Wellenformen bei bestimmten Frequenzen gesteuert |
| Beitrag von oberen Atemwegen Segment zum Outcome-Parameter | Zu erwartenden | Umgangen |
| Website der Aerosol-Lieferung | In der Kopf-Kammer | Direkt in der Luftröhre |
| Wirkung der oberen Atemwege Segment auf inhalierte Dosis / Aerosol Deposition Muster | Zu erwartenden | Verhindert |
| Fähigkeit zur Änderung - basierend auf den Ergebnissen der vorliegenden Studie zu erkennen | Beobachtet | Beobachtet |
| Inhärente Variabilität der Technik - basierend auf den Ergebnissen der vorliegenden Studie | Fluktuation der Variationskoeffizient für sRaw bei Studienbeginn: 7,5-20,6 % | Fluktuation der Variationskoeffizient für RN zu Studienbeginn: 3,6-13,4 % |
Tabelle 3. Vergleich zwischen dem Doppel-Kammer-Plethysmographie und erzwungene Schwingung Techniken.
Discussion
Die Fähigkeit zur Messung der Lungenfunktion in bewusste Tiere ist eindeutig in der respiratorischen Forschung geboten. Im Allgemeinen ist das DCP ein interessanter Ansatz, die Lüftungsfunktion des respiratorischen Systems in bewusste und spontan atmen Tiere26zu bewerten. Genauer gesagt, schlägt das DCP oder seine Kopf-draußen-Variante oft eine richtige Balance zwischen der Qualität der bereitgestellten Informationen und das gewünschte Maß an Invasivität3 (Tabelle 2). Die Technik kann auf verschiedene Arten (z. B. Maus, Ratte, Meerschweinchen) oder tierische Größen angepasst werden und kann in vielen Anwendungen in der Forschung verwendet werden. Es ist besonders nützlich, um zahlreiche Tiere auf einmal in eine parallele Studiendesign, um die Atemfunktion wiederholt zu überwachen und die Kinetik der Reaktion im Laufe der Zeit zu erfassen, zu bewerten. Darüber hinaus ist die Technik ist einfach und relativ zeitnah erlernt werden kann. In der vorliegenden Arbeit, ein Protokoll mit DCP Messungen bei Mäusen diente als Vorbild für die praktischen Aspekte beschreiben Plethysmographie Technik sowie zurückhaltend die entscheidenden Schritte zu diskutieren und Ergebnisse.
Beim Arbeiten mit bewusst Tiere ist es wichtig, die Bedingungen der Umgebung (z. B. Ruheraum mit einer begrenzten Anzahl von Personen oder Aktivität) zu kontrollieren, um reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Da die wachstumsbefürworter in verschiedenen Dimensionen kommen, ist es wichtig, mit der entsprechenden Größe zu starten, so dass die Atmung Bewegungen gelassen sind. Es ist auch hilfreich und oft erforderlich, um den Tieren den Versuchsaufbau und Verfahren, zu gewöhnen, wie auch bei Mäusen feststeht, dass einstweilige Verfügung die Atmung Frequenz12 betrifft. Je nach Versuchsanordnung oder Bedingungen können mehrere Sitzungen von inkrementellen Dauer erforderlich sein. Schließlich ist so dass genügend Zeit zum Jahresbeginn ein Experiment für die Tiere zur Anpassung an den Raum verändern und notwendige Handling eine einfache Überlegung, die erwies sich effektiv als, um sicherzustellen, dass die Atmung stets regelmäßig und entspannt bei Studienbeginn ist. Arbeiten unter Bedingungen, wo die Tiere komfortabel, gut angepasst und ruhig sind, werden auch vorteilhaft in Bezug auf Ergebnis Variabilität und Qualität. Sie schränkt auch Stress-induzierte Freisetzung von Katecholamin, die Atemwege Kaliber zu erhöhen und eine induzierte Bronchokonstriktion zu vermindern.
Es ist wichtig zu verstehen, dass es notwendig ist, so luftdicht wie möglich die nasale und thorakalen fließt zu trennen. Je nach System oder Arten untersucht kann der Verschluss-Mechanismus in einem Zustand wie in Wirksamkeit variieren. In das DCP, die wir hier beschrieben, wird die Dichtung zwischen Schnauze des Tieres und die Haltevorrichtung erstellt. Bei der Beurteilung der Atemfunktion durch DCP ist es auch wichtig, eine ausreichende und kontinuierliche Bias Strömung, da ein Rückgang in der Höhe von Sauerstoff zur Verfügung, um das Tier zu erheblichen Auswirkungen führt. Unter Berücksichtigung das Wohlbefinden des Tieres in die Restrainer schränkt die Neigung Luftundichtigkeiten erstellt durch Agitation und dadurch maximiert die Qualität der Daten. Kontrastreich, führt ein Bruch in der Dichtung abgelehnten Datasets oder einer Unterschätzung einiger Parameter.
Darüber hinaus um die separate Erfassung der nasalen Flow Signal zu ermöglichen, die Kopf-Kammer dient normalerweise um das Tier zu Aerosol Substanzen aussetzen. Wie in diesem Artikel dargestellt, kann dies genutzt werden, um einen Bronchoprovocation Test um unterschiedliche Grade der Reaktionsfähigkeit zu demonstrieren. In solchen Experimenten der Einstellbereich der getesteten Konzentrationen kann erforderlich sein, je nach der Spezies, die Dehnung oder die Geschlecht der Tiere untersucht. Als zuvor gezeigt8,9,10,27zeigen die vorliegenden Ergebnisse, dass die Methacholine-induzierte Veränderungen im sRaw gut mit invasive FOT Messungen des Atemwegswiderstandes korreliert. Die Ergebnisse zeigen auch, dass die DCP-Technik nicht so empfindlich wie das BAV für seine Fähigkeit, respiratorische Dysfunktion zu erkennen und zu einer veränderten Reaktion innerhalb der unteren Fächer der Lunge (Lungengewebe und/oder kleinen peripheren Atemwege) lokalisiert ist . Da das Tier Airways intakt sind, kann das Vorhandensein der oberen Atemwege, die den größten Teil der Atemwege Gesamtwiderstand Luftstrom28ausmacht, die Aerosol-Verteilung und Ablagerung in Ergänzung zu den Beitrag von Dämpfen beeinflussen die unteren Atemwege mit einer Messung. Tabelle 3 fasst weitere Unterschiede zwischen den DCP-Technik und das BAV. Zu guter Letzt zwar wäre es theoretisch möglich, das Tier total Atemwegswiderstand (einschließlich der oberen Luftwege) aus einer Messung der sRaw zu schätzen, in der Regel empfiehlt es sich, mit einer invasiven Messverfahren wie die DCP Bewertung ergänzen die BAV-29 direkte Messungen der detaillierten Atemwege Mechanik. Je nach Zielsetzung der Studie können Messungen der oberen Atemwegswiderstand30,31,32berücksichtigt werden.
Fazit
Aufgrund seiner begrenzten Grad der Invasivität ist der DCP eine Technik, die ein Bedürfnis in der respiratorischen Forschung erfüllen kann. Es ist in der Lage, genaue Ablesung der Lüftung Muster bewusst Tiere gleichzeitig mit einige unbestrittene Indizes der Luftstrom behindert. Die gewonnenen Informationen ergänzt, die auch wirklich von mehr invasive Ansätze.
Disclosures
DB und AR sind durch SCIREQ wissenschaftliche Respiratory Equipment Inc, ein gewerbliches Unternehmen involviert in Themen rund um den Inhalt dieses Artikels beschäftigt. DB besitzt auch bestand. SCIREQ Inc. ist eine Firma Emka Technologien.
Acknowledgments
SML stützt sich auf eine Zugehörigkeit von Canadian Institutes of Health Research, MG wird unterstützt durch ein Stipendium von der Respiratory Health Network von der FRQS (Fonds de recherche du Québec – Santé) und YB ist nach einem Forschungsjahr von FRQS.
AUTOREN-BEITRAG
Alle Autoren beigetragen, die Konzeption des Manuskripts und/oder das Video. SML und LD die Daten gesammelt. SML, LD, YB, DM, DB und AR beigetragen zur Datenanalyse, die Erzeugung von Figuren und Manuskript schreiben. YB, AR, KL und MG waren beteiligt bei der Erstellung der video-Skripts. Das Spiel wurde von YB, KL und MG durchgeführt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetyl-β-methylcholine chloride | Sigma-Aldrich | A-2251 | Methacholine |
| Phosphate buffered saline | Multicell | 311-506-CL | PBS 10X |
| House dust mite extract | GREER | 290902 | HDM |
| DCP complete system | SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES | ||
| iox software | SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES | ||
| Aerogen Aeroneb nebulizer | SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES | ||
| flexiVent FX complete system | SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES |
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