Summary
이 작품은 optogenetic 단일-단위 맞춤 유리 optrode를 사용 하 여 깨어 마우스에서 안정적으로 녹화를 수행 하는 방법을 소개 합니다.
Abstract
그것은 어떻게 다른 신경 과학에서 중요 한 관심사 종류 뉴런의 신경 회로에서 작동. Optogenetics의 최근 발전은 광범위 한 뇌 영역에 vivo에서 electrophysiological 실험에서 신경 유형 식별을 활성화 했습니다. Optogenetics 실험, 그것이 기록 사이트에 빛을 전달 하기 위해 중요 합니다. 그러나, 그것은 종종 뇌의 표면에서 깊은 두뇌 영역을 자극 빛을 제공 어렵다입니다. 특히, 그것은 종종 깨어 있는 동물에서 녹음의 경우 뇌 표면의 광 투명성은 낮은, 깊은 두뇌 지역 도달 자극 빛 어렵습니다. 여기, 우리는 주문 품 유리 optrode를 사용 하 여 깨어 마우스에서 빛을 스파이크 응답 하는 방법을 설명 합니다. 이 방법에서는, 빛은 안정적으로 깊은 두뇌 지구에서 빛으로 기록 된 신경 자극 수 있도록 녹음 유리 전극을 통해 배달 됩니다. 이 주문 품 optrode 시스템 접근 가능 하 고 저렴 한 재료를 이루어져 있고 조립 하기 쉽습니다.
Introduction
다양 한 종류의 다른 기능을 하는 신경 중추에 의하여 이루어져 있다. 이러한 서로 다른 유형의 신경 신경 회로 내에서 작동 하는 어떻게 신경 과학에서 중요 한 관심사 중 하나입니다. 그러나, 많은 두뇌 지구에서 그것은 되었습니다 하지 몇 가지 예외와 함께 전기 스파이크 신호 자체에 분명 차이가 있기 때문에 전기 활동의 비보에 녹음에 신경 종류를 구별 하는 것. Optogenetics의 최근 발전 돌파구1,2를 만들었습니다. 빛에 민감한 opsin (예를 들어, channelrhodopsin-2) 특정 신경 종류에 표현 하는 유전자 변형 동물을 사용 하 여, 그것은 되었다 vivo에서 녹음3, 에서 효율적으로 신경 종류를 구별할 수 4,,56. 이 동물에 빛에 민감한 opsin와 뉴런 전기 녹음 하는 동안 가벼운 자극을 제공 하 여 흥분 하지만 다른 신경 있습니다. Opsin 양성 신경, 따라서 쉽게 구별 된다 다른 신경 종류에서 빛에 대 한 답변으로.
Optogenetics 실험, 그것이 기록 사이트에 빛을 전달 하기 위해 중요 합니다. 비-침략 적 방법으로 빛은 종종 뇌의 표면에서 감독. 그러나, 빛의 강도 감소 뇌 조직 속으로, 때문에 두뇌의 표면에서 깊은 두뇌 지구를 자극 하기 어렵다. 특히, 그것은 종종 깨어 있는 동물에서 녹음의 경우 뇌 표면의 광 투명성은 낮은, 깊은 두뇌 지역 도달 자극 빛 어렵습니다. 마 취 동물에 electrophysiological 실험 자주 수행 되었습니다 몸 움직임 녹음에 잡음을 발생 하기 때문에. 그러나 잘 설명 된 대로, 마 취 신경 응답7,8,,910변경으로 알려져 있다. 따라서, 그것은 깨어 있는 동물을 사용 하 여 마 취의 인공 효과 없이 신경 응답을 공부 하기 위하여 필요가 있다. 마 취 동물 실험, 달리 electrophysiological 녹음 깨어 동물 실험에서 수술에서 회복 후 수행 됩니다. 수술과 기록 사이 간격 동안 조직 exudate 자주 뇌 표면에 축적 하 고 낮은 뇌 표면의 광 투명성을 만든다.
여기, 우리는 주문 품 유리 optrode를 사용 하 여 깨어 마우스에서 단일 단위 기록 기록 하는 방법을 설명 합니다. 이 방법에서는, 빛은 안정적으로 깊은 두뇌 지구에서 빛으로 기록 된 신경 자극 수 있도록 녹음 유리 전극을 통해 배달 됩니다. 이 주문 품 optrode 시스템 접근 가능 하 고 저렴 한 재료를 이루어져 있고 조립 하기 쉽습니다.
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Protocol
모든 절차는 동물 관리 위원회의 가나자와 의과대학의 승인와 일본의 생리 사회의 원칙에 따라 수행 됩니다.
1입니다. 건설 유리 Optrode 홀더
참고: 유리 optrode 홀더를 구축 하는 상업 전극 홀더 사용 됩니다 (그림 1A).
- 부드럽게 소유자의 배럴에서 압력 제어를 위해 스틸 튜브 밖으로 당겨.
- 드릴링에 의해 소유자의 배럴에서 핀 좌석 쪽의 구멍을 확대. 깊이 3 m m 직경에서 그리고 12mm 구멍을 확인 합니다.
- 스테인리스 강 관 (직경에서 3 m m, 두께, 0.5 m m 그리고 길이; 8 m m를 넣어 그림 1A 2) 구멍에.
- 구멍에 ⌀2.5 m m 깃 봉 (그림 1A1)에 대 한 짝짓기 소매를 분할 하는 세라믹을 삽입 합니다.
- 에폭시 접착제는 L 자 모양의 사 개에 전극 홀더의 배럴을 수정 합니다.
- 사 개에 구멍 (직경에서 3 m m)를 확인 하 고 나사와 조작에 첨부.
2. 머리 포스트 설치
- 회로 보드 스페이서의 만든 맞춤식 머리 게시물을 준비. 열 회로 보드 스페이서 밀링 커터 cuboidal 모양으로 만들고 (그림 1B) 톱으로 2 머리 게시물에 그것을 잘라. 밀링 커터 헤드 게시물의 하단에 평평 하 게.
- 빛에 민감한 opsin 연구에 대 한 특정 뉴런 형식에 표현 하는 유전자 변형 동물을 준비 합니다. 이 작품에는 억제 신경 channelrhodopsin-2 (ChR2)11 을 표현 하는 유전자 변형 마우스 (VGAT-ChR2 마우스) 사용 됩니다.
- 복 관리에 의해 medetomidine의 0.3 mg/kg, 4.0 mg/kg, midazolam의 및 butorphanol의 5.0 mg/kg의 혼합물으로 동물을 anesthetize. 동물 마 취 완벽 하 게 확인, 곤란 꼬리의 반응을 테스트 합니다.
- 생리대에 stereotaxic 프레임에 마우스를 놓습니다. 청소 stereotaxic 프레임 및 난방 패드 70% 알코올로 미리. 치아를 물린 바의 구멍에 놓고 가볍게 코 클램프를 조여. 귀 막대를 사용 하 여 머리의 양쪽 모두를 수정 합니다. 머리 귀 막대로 고정 올바르게 때 코 클램프를 조입니다. 눈에 눈 연 고를 적용 합니다.
- 작은 위로 머리 피부를 면도 하 고 액체 글 루 콘 산의 면봉으로 두 피를 청소. 수술 하기 전에 수술 도구와 머리 압력솥 (121 ° C, 15 분)와 게시 모든 소독 합니다.
- 두 피 중간 선 따라가 위로 잘라 고 옆으로 밀어. 눈 (약 20 m m)를 머리 뒤쪽에서 절 개를 확인 합니다. 70% 알코올에 담근 면봉으로 여과 제거 하 고 건조 한 두개골.
- 조작자를 머리 게시물을 연결 합니다. 머리 게시물 두개골 bregma 조작자를 사용 하 여 주위에 배치 합니다.
- 단위체 (4 정), 촉매 (1 방울), 및 냉장고에 미리 냉장은 작은 접시에 치과 시멘트의 폴리머 (1 작은 스푼) 섞는다. 정면에 해골 머리 게시물 수정 두개골의 정수 리 뼈 (1 g) 아래 치과 시멘트를 넣어.
- 치과 시멘트 하드 후, stereotaxic 프레임에서 마우스를 제거 합니다. 노출 된 피부에 항생제 연 고를 넣어. Medetomidine 길 항 제 (0.3 mg/kg)과 항생제 (oxytetracycline; 20 mg/kg) 주사. 깨우 고, 주택 케이지를 반환 때까지 장소와 모니터에 마우스에에서 패드.
- 하우스 몇 가지 농축 장치 개별 주택 장에 동물. 케이지를 청결 한 유지 하 고 감염을 방지 하기 위해 매일 침구 동물 종이 변경 합니다. 신중 하 게 모니터링 동물 표시 불편의 어떤 표시 든 지. 상처에 적용 lidocaine 통증이 의심 되는 경우. 관리 meloxicam 또는 carprofen 두 머리 포스트 설치 및 craniotomy 수술 후 48 h 한 번 모든 24 h. 로컬 lidocaine 주어질 수 있다 또한 경우에 NSAID 적합 하지 않습니다.
3입니다. 새 환경 순응
- 2 일 (최소), 마 취에서 회복 후 녹음 실에서 머리 고정 상태로 동물 적응. 적어도 5 일 동안 새 환경 순응 세션을 수행 합니다.
- 새 환경 순응 세션 동안 사용자 클램프에 고정 머리 게시물 사용 녹음 실에서 동물을 놓습니다. 움직임을 제한 하기 위하여 세션 동안 커버 맞춤 수 지 반 튜브 (그림 1C), 시체 3 차원 프린터를 사용 하 여 만든.
참고: 1 일, 새 환경 순응 세션 5 분 긴를 이어야 한다. 그것은 다음 증가 매일 10, 20, 40, 및 60 분 동안 2, 3, 4, 및 5, 각각. - 각 세션의 끝에, 동물을 음식 보상을 제공 합니다. 동물에 새 환경 순응 기간 동안 지속적으로 투쟁을 하는 경우는 세션을 중지 합니다.
4입니다. craniotomy
참고: 새 환경 순응, 후 한 craniotomy가 이루어집니다 녹음에 대 한 뇌 영역을 통해. craniotomy 마 취, 머리로 설치 게시물 stereotaxic 프레임에서 수행 됩니다. 사후 작업 절차는 머리 게시물 설치는 동일 합니다.
- Craniotomy, 하기 전에 액체 글 루 콘 산 및 70% 알코올 면봉으로 두개골을 청소.
- 조심 스럽게 치과 함께 녹음 사이트를 통해 두개골을 다쳤어요. 뼈를 충분히 얇은 되 면 메스의 팁으로 넘어가지 고 그것을 제거 합니다.
- 두개골을 강화 노출 지역의 치과 시멘트를 넣어.
- 치과 시멘트 하드 후 실리콘 접착제로 노출 된 뇌 영역을 커버. 수술 후 절차는 2.8 단계에서 설명한 대로.
5. electrophysiological 기록
- 동물 electrophysiological 녹화를 수행 하기 전에 craniotomy 후 최소 1 일에 대 한 복구를 허용 합니다. 같은 방법으로 그것을 녹음 시작 될 때 새 환경 순응 세션 동안 한 녹음 실에서 동물을 놓습니다.
- 붕 규 산 유리 모 세관에서 유리 펫 만들기 (OD = 1.5 m m, ID = 0.9 m m, 길이 90.0 m m) 전극 끌어당기는 사람에. 그들의 팁 직경은 2-3 µ m 이다, 그리고 그들의 저항에서 4-6 m ω가 때 그들은 10mm PBS로 가득. 전극의 길이 40-50 m m입니다. 일부 녹음에 2% neurobiotin 10 m m PBS에 추가 됩니다.
- 주문 품 optrode 홀더를 채워진된 유리 피 펫을 연결 합니다.
- 유리 피 펫에 Ag Cl 코팅 실버 와이어 (직경에서 0.2 m m)를 넣어. 실버 와이어를 핀을 통해 얇은 코팅된 전기 와이어를 연결 합니다. 녹음 앰프의 headstage에 핀을 연결 합니다.
- 광섬유 패치 코드를 연결 (코어 = 960 µ m, 클 래 딩 1000 µ m, NA = = 0.63) 지 르 코니 아 깃 봉을 가진 (OD = 2.5 m m) optrode 홀더에 소매 짝짓기 분할. 아무의 팁 연락처 유리 피 펫의 뒷면까지 소매에 패치 코드를 밀어. 패치 코드 제공 빛 (파장 = 465 nm) LED에서. LED 빛은 단일 채널 LED 드라이버에 의해 제어 됩니다.
- craniotomy 통해 실리콘 접착제를 제거 합니다. 넣어 예 열된 염 분 (38 ° C) 기록 세션 동안 건조에서 뇌 표면 방지 하기 위해 주기적으로 뇌 표면에. 필요한 경우 날카로운 핀셋으로 경질을 제거 합니다.
- 유리 전극 조작자와 뇌 조직에 삽입 합니다. 이 삽입 될 때 전극 저항을 모니터링 합니다. 저항 되는 전극의 팁 손상 될 수 있습니다 때문에 예상 보다 낮은 전극을 교체 합니다. 관심의 깊이에서 검색 하 고 2 ~ 5 µ m 단계에 깊이 조정 하 여 단일 단위 스파이크를 분리 합니다.
- 단일 단위 격리 된 후에, LED 빛을 전달 하 고 빛 자극에 응답을 관찰.
- 세포 유형의 식별 후 신경 활동을 기록 합니다. 2-3 h에 대 한 녹음을 수행 합니다. 녹음에서 만든 연속 일 (최대 2 일의), 경우 실리콘 접착제 craniotomy 커버. 녹음을 완료 하 고 동물 희생, 머리 게시물을 검색 하 고 세척 하 고 그것을 다시 아세톤에 넣어.
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Representative Results
그림 2, 우리는 팁 크기의 효과 유리 펫 펫 (그림 2A-B)의 끝에 빛 파워에의 길이 검사합니다. 가벼운 힘 1 m m 팁에서 배치 하는 광 파워 미터에 의해 측정 되었다. 팁 크기 전체 길이 변화 때 2.5 µ m 팁 크기 설정 하는 동안, 변화 하는 때 전체 길이 50 ± 2 mm로 설정 되었습니다. 유리 피 펫의 샹 크 8 m m로 설정 되었습니다. 3-5 mW (평균 ± SD;에서 배열 하는 끝에 가벼운 힘 그림 2A: 3.77 ± 0.29 mW, n = 20; 그림 2B: 4.24 ± 0.31 mW, n = 21). 펫의 팁 크기 (그림 2A)은 거의 빛 전원 연관 (R = 0.1555). 피펫으로의 길이 약간 연관 빛 전원 네거티브 방식에서 (R =-0.2054). 이러한 결과 팁과는 펫의 길이 거의 끝에 가벼운 힘 영향을 건의 한다. 우리는 또한 유리 펫에 솔루션 (10 m m PBS)의 볼륨 부하의 양을 빛 전원 (그림 2C)에 영향을 확인 합니다. 솔루션의 볼륨 피펫으로에서 솔루션의 길이 의해 평가 되었다. 데이터 4 펫에서 기록 되었다 (팁 크기: 0.25 µ m, 전체 길이: 50 ± 2mm, 칼의 길이: 8 m m). 우리는 그 변화는 피 펫에서 솔루션의 볼륨 미치지 않았다 빛 전원 (그림 2C) 발견.
그림 3, 우리는 깨어 있는 VGAT ChR2 마우스 (2-4 개월)의 열 등 한 colliculus (IC)에 기록 하는 스파이크 반응을 보여줍니다. IC는 midbrain에 청각 센터 이며, glutamatergic 및 이루어져 GABAergic 신경12,13, 둘 다 소리3,4에 응답. IC의 VGAT-ChR2 마우스 GABAergic 신경 ChR24구체적으로 표현. 이전 작품에서는, glutamatergic 및 GABAergic 신경 흥분 또는 억제, 각각, 그들은 주어진 가벼운 자극3,4때 했다 보였다. 깨어 있는 쥐에서 우리는 뉴런 (그림 3A-B)의 두 종류를 발견. 빛 자극 유리 전극을 통해 전달 될 때 일부 뉴런 (그림 3A)에 스파이크 응답을 되 살려. 대조적으로, 다른 뉴런에서 빛 자극 소리 자극 (그림 3B) 의해 갖는 스파이크 응답 억제. 이러한 결과 유리 optrode 잘 격리 된 단일 단위 활동을 기록 하 고 안정적으로 빛에 의해 기록 된 뉴런을 자극 수 있습니다 보여 줍니다.
그림 1: Optrode 홀더 및 녹음 액세서리. 패널 (A) 및 (B) 표시 optrode 홀더 패널 (A) optrode 소유자의 부품 구조를 보여줍니다. (1) 이것은 짝짓기 슬리브 세라믹 분할. (2) 이것은 스테인리스 스틸 튜브 이다. (3) 소유자의 배럴입니다. (4) 이것은 콘 세탁기 이다. (5)이 폴 리 카보 네이트 모자입니다. (B) 패널 조립된 optrode 홀더를 보여 줍니다. Panels (C) 및 (D) 사용자 머리 게시물을 표시합니다. 패널 (C) 머리 게시물의 측면 보기를 보여줍니다. 패널 (D) 머리 게시물의 간접 보기를 보여줍니다. (오른쪽) 두 머리 포스트 회로 보드 스페이서 (왼쪽)에서 만들어집니다. 패널 (E), (F), 및 (G) 주문 품 수 지 반 튜브를 표시. 패널 (E) 그리고 수 지 반 튜브의 (F) 표시 치수 도면. 패널 (E) 수 지 반 관의 전면 보기를 보여 줍니다. 패널 (F) 수 지 반 튜브의 측면 보기를 보여줍니다. 패널 (G)는 반 관의 사진 이미지를 보여줍니다. 패널 (E)에 있는 숫자와 (F) m m. 드로잉 치수를 나타내는 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.
그림 2: 는 끝에 가벼운 힘에 유리 펫의 구성의 효과. (A)는 팁의 크기 빛 파워에 대 한 표시 했다. 피펫으로의 전체 길이 설정 50 ± 2mm. 칼의 길이 설정 했다에 8 m m. (B)는 피 펫의 길이 빛 파워에 대 한 표시 했다. 팁 크기는 0.25 µ m로 설정 했다. 칼의 길이 설정에 8 m m. (C)이 패널 빛 전원 솔루션 (10 m m PBS)의 볼륨 부하의 효과 보여줍니다. 4 펫에서 데이터 다른 기호 및 선으로 표시 됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.
그림 3 : 빛 갖는 응답 깨어 VGAT ChR2 쥐의 IC에. (A) 빛 자극 (파란색 상자, 0.03 s) 스파이크 응답을 불러 일으켰다. (B) 빛 자극 (파란색 상자, 0.03 s) 소리 (회색 상자) 의해 갖는 스파이크 응답 억제. 위 3 트레이스는 소리에 응답 하 고 낮은 3 트레이스는 응답 때 소리와 빛을 부여 했다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.
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Discussion
Optogenetics 신경 과학에 강력한 도구가 되고있다. 그것은 특정 신경 통로의 활동을 조작 뿐만 아니라 특정 신경 형식에서을 식별 비보에 이용 되었습니다. 신경 종류의 신경 활동의 명확한 신경 회로의 메커니즘의 이해를 촉진합니다. 여기, 우리는 깨어 VGAT ChR2 쥐의 IC에 유리 전극을 통해 녹음 사이트에 빛을 전달 하는 방법을 설명 했다.
설명 하는 방법을 몇 가지 중요 한 단계가 있다. 첫째, 그것은 동물 대상 신경에 있는 opsins의 충분 한 및 특정 식을 사용 하 여 요구입니다. Extracellular 녹음과 빛에 대 한 응답을 식별 하는 opsin 활성화 대상 신경에서 스파이크 끝이 필요 하다. 일부 유전자 변형 종자에 신경에 있는 transgene 식 수준 낮은 젊은 동물14, 그리고 실험에 대 한 최소 연령은 있을 가능 하다. 또한, 그것은 빛 자극에 응답 (예를 들어, immunohistochemistry) 대상 신경 형식에 특정 경우 확인 하려면 몇 가지 추가 실험을 수행 하기 위해 필요할 수 있습니다. 대상 신경 흥분 성의 때, 그것은 응답의 대기 시간 임계 처리에 의해 할 수 있는 synaptically 갖는 응답에서 직접 갖는 응답을 구별 하는 데 필요한 것입니다. 둘째, 그것은 되도록 뇌 조직 청결 중요입니다. 청결의 유지 보수는 어떤에서 craniotomy와 녹음 하는 동안 출혈을 방지 하기 위하여 특히 필요 합니다. 또한, 뇌의 표면에서 실리콘 접착제로 단단히 표면을 커버 여는 craniotomy 후 건조 방지 되어야 한다.
전극 팁에서 빛을 효율적으로 제공 하는 광학 경로에서 어떤 손실을 줄이기 위해 중요 하다. optrode의 구성에서는 빛 전원 삭제 열 배 전극 홀더를 통해: 조명 전원이 45 mW 광섬유 패치 코드, 그것은 유리 피 펫의 끝에 3-5 mW의 끝에. 결과 같이 팁 크기와 전체 길이 미치지 않았다 (그림 2) 끝에 가벼운 힘. 이러한 결과 표시 빛 감쇄 유리 피 펫의 구성에 상당히 안정 됐다. 우리가 비록 다른 녹음 구성에 문제가 있습니다 IC의 복 부 가장자리 (2 mm 깊이)에서 빛 활성화 스파이크를 기록 가능 했던 확인 하기 때문에 빛이 감쇠 VGAT ChR2 마우스에 IC의 녹음에 중요 하지 않았다. 그것은 극적으로, 빛의 감쇠를 줄이기 위해 어려울 것 이다 하지만 개선 위한 가능성 있을 수 있습니다. 첫째, 붕 규 산 유리 대신 전극 피 펫으로 석 영을 사용 하 여 효과적일 수 있습니다. 석 영 전도도, 빛 더 있다 있도록 전극15통해 빛 손실을 줄일 수 있습니다 알려져 있다. 또한,는 피 펫의 끝의 폴란드어 피 펫 및 패치 코드15사이의 접촉면에 빛 손실 감소 보도 했다. 조명 감쇠에 개선 충분 하지 않습니다, 경우 그것은 레이저 보다 더 많은 비용이 있지만 LED, 대신 레이저를 사용 하 여 효과적일 것 이라고.
유리 피 펫 전극의 장점 중 하나는 작성 솔루션 추적기 또는 벡터를 추가 하 여 조직학 절차를 수행할 수입니다. 조직학 절차 electrophysiological 데이터를 유용한 정보 (기록의 위치), 기록 된 신경 등의 형태학의 큰 거래를 추가 합니다. 또한, 그것은 약리 설문 조사 작성 솔루션15차단제와 유리 전극을 사용 하 여 수행 가능 하다는 것으로 알려졌다. 이러한 장점을 달리 유리 피 펫 전극의 한계는 여러 격리 된 단위에서 기록할 수 없습니다 이다. 여러 녹음을 달성, 단일 Ag Cl 코팅 와이어 대신 유리 피 펫에 tetrode 와이어를 넣어 수 수 있습니다. 이 경우에, 그것은 큰 팁 크기 (30-60 µ m, 일반적인 팁 크기는 tetrode의) 한 피 펫을 사용 하는 피 펫의 끝에서 밖으로 tetrode의 끝 필요한 것입니다.
이전에 보고 된 optrodes는 종종 복잡 한 제조16,17필수, 매기와 그의 동료는 optrode는 optrode와 우리18설계 표준 유리 펫을 사용 하 여 개발 했습니다. 그들의 방법에 그들은 빛을 제공 하는 피 펫에 얇은 광섬유를 삽입 합니다. 삽입 하는 피 펫의 정강이 정도로 얇은 섬유를 만들기 위해 그들은 125 µ m 피복 섬유 끝에 8-10 µ m의 직경 9 µ m 코어와 에칭. 이 방법의 장점은 iontophoresis에 자주 사용 되는 구부러진된 피 펫에도 적용할 것 이다입니다. 그러나, 그것은 표준 상용 Led 충분 한 빛 전원 통해 9 µ m 코어 파이버 달성 하지 것입니다 때문에 LED를 광원으로 사용 하기 어려운 수 있습니다.
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Disclosures
저자는 공개 없다.
Acknowledgments
저자는 승진의 과학 KAKENHI 그랜트 JP16K11200 및 17 H 02223, 일본 사회와 가나자와 의료 대학 S2016-8 및 C2017-3에서 연구 보조금에 의해 지원 되었다. 우리는 사진 촬영에 그의 지원에 대 한 Yuhichi 것을 감사 합니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K. Targeting neural circuits. Cell. 165 (3), 524-534 (2016).
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
