Summary
In questo articolo, presentiamo un protocollo per indurre lesioni polmonari acute nei suini tramite l'iniezione venosa centrale di acido oleico. Si tratta di un modello animale stabilito per lo studio della sindrome da distress respiratorio (ARDS).
Abstract
La sindrome da distress respiratorio acuta è una malattia di rilevanti intensiva con un'incidenza compresa tra 2,2% e 19% dei pazienti di terapia intensiva. Nonostante i progressi del trattamento negli ultimi decenni, ARDS pazienti soffrono ancora i tassi di mortalità tra i 35 e 40%. C'è ancora una necessità di ulteriori ricerche migliorare l'outcome dei pazienti affetti da ARDS. Un problema è che nessun singolo modello animale può imitare il pathomechanism complesso della sindrome da distress respiratorio, ma esistono diversi modelli per studiare le diverse parti di esso. Iniezione di acido oleico (OAI)-ferita indotta del polmone è una modella ben affermata per studiare strategie di ventilazione, distribuzione di meccanica e ventilazione/perfusione polmonare negli animali. OAI conduce allo scambio di gas gravemente compromessa, deterioramento della meccanica polmonare e rottura della barriera alveolo-capillare. Lo svantaggio di questo modello è la controversa rilevanza meccanicistica di questo modello e la necessità di accesso venoso centrale, che è una sfida soprattutto in modelli animali più piccoli. In sintesi, OAI-indotta del polmone ferita conduce a risultati riproducibili in piccoli e grandi animali e quindi rappresenta un modello particolarmente adatto per lo studio di ARDS. Tuttavia, ulteriore ricerca è necessaria per trovare un modello che imita tutte le parti di ARDS e manca i problemi associati con i diversi modelli esistenti oggi.
Introduction
La sindrome da distress respiratorio (ARDS) è una sindrome di cure intensive che è stato ampiamente studiata dalla relativa prima descrizione circa 50 anni fa1. Questo corpo di ricerca hanno portato a una migliore comprensione della patofisiologia e provoca lo sviluppo di ARDS conseguente migliore cura del paziente e risultato2,3. Tuttavia, la mortalità nei pazienti affetti da ARDS rimane molto alta con circa 35-40%4,5,6. Il fatto che circa il 10% dei ricoveri di ICU e il 23% dei pazienti di ICU che richiedono la ventilazione meccanica è a causa di ARDS sottolinea la rilevanza per ulteriori ricerche in questo campo.
Modelli animali sono ampiamente utilizzati nella ricerca per esaminare i cambiamenti patofisiologici e potenziali modalità di trattamento per i diversi tipi di malattie. A causa della complessità di ARDS, non esiste nessun singolo modello animale di imitare questa malattia, ma diversi modelli che rappresentano diversi aspetti7. Un modello ben consolidato è iniezione di acido oleico (OAI)-ha indotto la lesione del polmone. Questo modello è stato utilizzato in una vasta gamma di animali, tra cui topi8, ratti9, maiali10, cani11e pecore12. L'acido oleico è un acido grasso insaturo e l'acido grasso più comune nel corpo di esseri umani sani13. È presente nel plasma, le membrane cellulari e del tessuto adiposo umano13. Fisiologicamente, è associato all'albumina mentre è trasportato attraverso il flusso sanguigno13. Aumento dei livelli di acidi grassi nel sangue è associati con diverse patologie e la gravità di alcune malattie correla con livelli di siero acido grasso13. L'acido oleico ARDS-modello è stato sviluppato nel tentativo di riprodurre ARDS causato da embolia lipidica, come si è visto in pazienti di trauma14. L'acido oleico ha effetti diretti su recettori immuni innati nel polmoni13 e trigger l'accumulazione del neutrofilo15, mediatore infiammatorio produzione16e delle cellule morte13. Fisiologicamente, acido oleico induce velocemente di progressione ipossiemia, aumento della pressione arteriosa polmonare e l'accumulo di acqua polmonare extravascolare. Inoltre, induce ipotensione arteriosa e depressione del miocardio7. Gli svantaggi di questo modello sono la necessità di accesso venoso centrale, la dubbia rilevanza meccanicistica e il potenziale progresso letale causata da rapida ipossiemia e depressione cardiaca. Il vantaggio di questo modello rispetto ad altri modelli è l'usabilità in piccoli e grandi animali, la riproducibilità valido dei meccanismi fisiopatologici in ARDS, l'inizio acuto di ARDS dopo l'iniezione di acido oleico, e la possibilità di studiare isolato ARDS senza infiammazione sistemica come molti altri sepsi modelli7. Nel seguente articolo, diamo una descrizione dettagliata della ferita polmonare indotta da acido oleico nei suini e fornire dati rappresentativi per caratterizzare la stabilità dei compromessi nella funzione polmonare. Esistono diversi protocolli per la ferita di polmone OAI-indotta. Il protocollo fornito qui è in grado di indurre in modo affidabile il danno polmonare acuto.
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Protocol
Tutti gli esperimenti sugli animali descritti qui sono stati approvati dal Comitato istituzionale e statale cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblenza, Germania; numero di omologazione G14-1-077) e sono stati condotti in conformità con le linee guida della Società europea e tedesca delle scienze animali di laboratorio. Gli esperimenti sono stati condotti in suini maschi anestetizzati (sus scrofa domestica) di età 2-3 mesi, peso kg 27-29.
1. anestesia, l'intubazione e ventilazione meccanica
- Trattenere il cibo per 6 ore prima dell'anestesia per ridurre il rischio di aspirazione, ma consentire il libero accesso all'acqua per ridurre lo stress.
- Per la sedazione, iniettare una combinazione di ketamina (4 mg kg-1) e Azaperone (8 mg kg-1) nel collo o il muscolo del gluteo del maiale con un ago per iniezione intramuscolare (20 G) mentre l'animale è nella finestra di animale.
Attenzione: Usare i guanti quando si lavora con l'animale. - Inserire il catetere vena periferica (20 G) in una vena dell'orecchio dopo disinfezione locale con alcool.
- Iniettare fentanil (4 µ g kg-1), propofol (3 mg kg-1) e atracurium (0,5 mg kg-1) per via endovenosa per l'induzione dell'anestesia.
- Quando il maiale smette di respirare, posto in posizione supina sulla barella e immobilizzare esso con bende.
- Iniziare a monitorare la saturazione periferica di ossigeno (SpO2) fissando il sensore su uno delle orecchie o la coda dell'animale.
- Ventilare il maiale con una maschera per la ventilazione cani, taglia 2, con un picco di pressione inspiratoria sotto 20 cm H2O, un positivo fine pressione espiratoria (PEEP) di 5 cm H2O, una frequenza respiratoria di 14-16/min e una frazione inspiratoria di ossigeno (FiO2) di 1.0.
- Iniziare un'infusione continua con soluzione elettrolitica equilibrata (5 mLkg-1 h-1), propofol (8-12 mg kg-1 h-1) e del fentanyl (0.1-0.2 mg kg-1 h-1) per mantenere l'anestesia.
- Per l'intubazione, preparare un comune tubo endotracheale adatto per l'animale (ad es., peso di 25-30 kg, diametro interno del tubo endotracheale (ID) 6-7 mm) armati con tubo endotracheale introduttore e un laringoscopio comune con un Macintosh lama 4.
Nota: Due persone sono necessari per l'intubazione. - Persona 1: Tirare fuori la linguetta con una mano e premere il muso dorsalmente con l'altro.
- Persona 2: Inserire il laringoscopio e come al solito farlo avanzare fino a visualizzare l'epiglottide.
- Tirare il laringoscopio ventralmente per visualizzare le corde vocali.
Nota: A volte l'epiglottide "si attacca" a Palatino morbido. In questo caso, mobilitare e con la punta del tubo. - Inserire il tubo attraverso le corde vocali e tirare fuori l'introduttore.
- Bloccare il manicotto del tubo con una siringa con 10 mL di aria.
- Collegare il tubo al ventilatore.
- Verificare il corretto posizionamento del tubo di esalazione regolare di anidride carbonica (CO2) con capnografia e ventilazione uguale di entrambi i polmoni con l'auscultazione.
- Iniziare la ventilazione meccanica (tidal volume 6-8 mL/kg, positivo PEEP 5 cm H20, FiO2 per mantenere la saturazione periferica dell'ossigeno (SpO2) tra il 94-98%17, frequenza respiratoria per mantenere la pressione delle maree fine di biossido di carbonio (etCO 2) tra 35 – 45 mmHG).
2. Strumentazione
- Arti posteriori con bende per tendere la pelle sopra l'area femorale per cateterismo necessarie navi si ritraggono.
- Preparare una siringa da 5 mL, una siringa da 10 mL, ago di un Seldinger, 3 guaine introduttore (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) con guide metalliche orientabili, un catetere venoso centrale con 3 porte (7 Fr, 30cm) con filo guida e un catetere arterioso polmonare (7,5 Fr, 110 cm).
- Generosamente disinfettare la zona femorale con disinfettante della pelle applicando una tecnica di strofinare.
- Riempire completamente i catetere con soluzione fisiologica.
- Posizionare la sonda ad ultrasuoni sul legamento inguinale destra e scansione per vasi femorali.
- Ruotare la sonda di 90° per visualizzare completamente l'arteria femorale in asse lungo.
- Incannulare arteria femorale di destra sotto visualizzazione ad ultrasuoni in linea con l'ago di Seldinger.
Nota: Ci sono diversi modi per ottenere l'accesso vascolare con o senza ultrasuoni. Ultrasuono-guida di incannulamento vascolare non è necessario per questo modello. - Quando il pulsante luminoso sangue scorre fuori, introdurre il filo guida e ritrarre l'ago.
- Visualizzare la vena femorale e incannulare la vena sotto visualizzazione ad ultrasuoni in linea e aspirazione continua con l'ago.
- Quando il sangue venoso è aspirabili, scollegare la siringa e inserire il filo guida.
- Ritirare l'ago.
- Controllare la posizione dei fili con l'ultrasuono.
- Inserire l'introduttore arterioso (5 Fr) e catetere venoso centrale utilizzando la tecnica di Seldinger (per maggiori dettagli sulla tecnica di Seldinger, vedere Metodo pubblicato18).
- Ripetere la puntura arteriosa e venosa su altro lato e inserire le guaine di introduttore con tecnica di Seldinger´s, come descritto in precedenza (arteria 6 Fr, vena 8 Fr).
- Collegare l'introduttore arterioso e il catetere venoso centrale ad un sistema di trasduttore adatto all'attrezzatura.
- Calibrare il monitoraggio invasivo contro atmosfera (zero) aprendo i tre-modo-rubinetti di arresto per l'atmosfera e premere Zero tutto sul monitor.
- Tornare indietro tre-modo-Rubinetti per misurare emodinamica.
- Avviare il monitoraggio emodinamica.
- Posizionare tutti i trasduttori di pressione all'altezza dell'atrio destro.
- Passare l'infusione di propofol (8-12 mg kg-1 h-1) e del fentanyl (0.1-0.2 mg kg-1 h-1) a una delle porte della linea venosa centrale per mantenere l'anestesia.
3. ultraveloce misurazione della pressione parziale dell'ossigeno (pO2)
Nota: La misurazione della pO2 con la sonda per ultraveloce pO2-misurazione non è obbligatorio ma aiuta a visualizzare le modifiche in tempo reale a pO2.
- Aprire il software NeoFox visualizzatore e fare clic su Opzioni.
- Scegliere la scheda di calibrazione e fare clic sul pulsante di Calibrazione aperta .
- Scegliere file di calibrazione e fare clic su Apri e Scarica.
- Confermare la finestra popup facendo clic su Sì.
- Aprire la finestra di dialogo Opzioni .
- Scegliere la scheda di calibrazione e fare clic su calibrazione a punto singolo.
- Immettere 21% nel campo dell'ossigeno e la temperatura nel campo di temperatura.
- Fare clic su uso corrente Tau e scaricare. In seguito, confermare la finestra popup facendo clic su Sì.
- Inserire la sonda per misure ultraveloce di pO2 attraverso l'introduttore arterioso sinistro.
4. INSERIMENTO DEL CATETERE DELL'ARTERIA POLMONARE
- Verifica il palloncino del catetere arterioso polmonare per danni.
- Connettersi al sistema di trasduttore adatto all'attrezzatura.
- Calibrare la pressione arteriosa polmonare monitoraggio contro l'atmosfera (zero) aprendo il rubinetto a tre vie per l'atmosfera e premere Zero sul monitor.
- Girare il rubinetto a tre vie indietro per misurare la pressione arteriosa polmonare.
- Avviare il monitoraggio della pressione arteriosa polmonare.
- Inserire il catetere arterioso polmonare attraverso l'introduttore venoso sinistro (palloncino sgonfiata).
- Quando il catetere dell'arteria polmonare è passato attraverso l'introduttore, gonfiare il palloncino con 1 mL di aria.
- Far avanzare il catetere dell'arteria polmonare e monitorare le forme d'onda tipiche (vasi venosi, atrio destro, ventricolo destro, arteria polmonare e la pressione di cuneo capillare polmonare). Sgonfiare il palloncino e verificare, se è possibile aspirare il sangue attraverso tutte le porte del catetere dell'arteria polmonare.
Nota: per istruzioni dettagliate su come inserire il catetere arterioso polmonare, fare riferimento alla precedente pubblicazione19.
5. l'induzione di danno polmonare
- Preparare la soluzione di acido oleico: 0,1 mL kg-1 di acido oleico in un 20ml siringa e collegarlo a un rubinetto a 3 vie.
- Assumere 2 mL di sangue in un'altra siringa da 20 mL e aggiungere soluzione fisiologica per un volume totale di 20 mL in entrambi siringhe.
- Collegare anche la seconda siringa al rubinetto a 3 vie.
Attenzione: Utilizzare guanti e occhiali protettivi quando si lavora con acido oleico. - Preparare la norepinefrina (0,1 mg/mL) per infusione continua e per iniezione in bolo (10 µ g/mL).
- Collegare la pompa a siringa noradrenalina a una delle porte del catetere venoso centrale senza avviarla.
- Avviare l' ultraveloce pO2-misura.
- Prima dell'induzione del danno polmonare, registrare i valori (baseline) da tutti i parametri rilevanti.
- Impostare il FioO2 1.0 e condurre una manovra di reclutamento del polmone (altopiano pressione 40 cm H2O per 10 s).
- Collegare il rubinetto a 3 vie alla porta prossimale del catetere dell'arteria polmonare.
- Miscelare bene l'acido oleico e la miscela di sangue/saline, iniettando ripetutamente da una siringa a altra tramite il rubinetto a 3 vie e mantenere tutto il tempo di miscelazione.
- Quando si tratta di un'emulsione omogenea, iniettare 2 mL di emulsione e continuare a mescolare.
Nota: Se la miscelazione viene arrestato, l'emulsione può separare in un lipofilico e una parte idrofila. - Seguire da vicino l'emodinamica dopo l'iniezione di acido oleico e tenere a portata di mano la norepinefrina. Se necessario, dare noradrenalina come iniezione in bolo (10 – 100 µ g) o l'infusione continua per mantenere la pressione arteriosa media superiore a 60 mmHg.
- Ripetere l'iniezione di 2 mL di soluzione ogni 3 minuti fino a quando la pressione parziale arteriosa di ossigeno (PaO2) / FiO2-rapporto è inferiore a 200 mmHg.
- Se la siringa è vuota prima del PaO2stato2-rapporto tra 100 e 200 mmHg, preparare 2 siringhe più come descritto al punto 5.1.
- Attendere 30 min e rivalutare il PaO2stato2-rapporto. Se è ancora oltre 200 mmHg, ripetere i passaggi da 5.5-5.8 fino al PaO2stato2-rapporto è compreso tra 100 e 200 mmHg.
- Se PaO2stato2-rapporto è tra 100 e 200 mmHg, aspettare 30 minuti e verificare nuovamente.
- Se è persistente inferiore a 200 mmHg avviare esperimento per trattamenti e massaggi, altrimenti preparare 2 siringhe più come descritto al punto 5.1 e ripetere i passaggi 5.5-5,9.
- Impostare la ventilazione secondo i suggerimenti dalla rete ARDS20.
6. fine dell'esperimento e l'eutanasia
- Iniettare 0,5 mg di fentanil inoltre al continuo anestesia e attendere per 5 min. iniettare 200 mg di propofol e 40 mmol di cloruro di potassio per eutanasia animale in anestesia profonda.
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Representative Results
PaO2stato2-rapporto diminuisce dopo l'applicazione frazionata di acido oleico (Figura 1). Nello studio presentato, 0,185 ± 0,01 ml kg-1 acido oleico era necessaria per l'induzione di danno polmonare. Tutti gli animali hanno mostrato un'alterata ossigenazione dopo l'induzione di danno polmonare, con varietà nel tempo ulteriore corso. In animale 1 e 3, è rimasto a un livello con piccole fluttuazioni; in animali 2, si osserva un aumento iniziale, seguito da una diminuzione alla fine, mentre animale 4 Mostra un aumento costante. Tuttavia, troviamo un profondo danno nell'ossigenazione in tutti i 4 animali dopo 6 h. Pertanto, è necessario monitorare attentamente PaO2stato2-rapporto mentre induce la lesione di polmone. Usiamo un pO ultraveloce2-sonda di misura per monitorare la diminuzione della PaO2 in tempo reale21. Un'altra opzione è di prendere campioni di gas del sangue arterioso regolare dal momento che della SpO2 inizia a cadere. Negli animali veicolo-trattati (5 e 6), non c'è nessuna diminuzione PaO2stato2-rapporto.
La diminuzione della PaO2stato2-rapporto è parallelizzato tramite un aumento nella pressione arteriosa polmonare (PAP), che solitamente rimane elevata per il resto dell'esperimento (Figura 2). Simile a PaO2stato2-rapporto, a volte oscilla un po'. In un animale (animal 3), MPAP alloggiato a questo livello in seguito; in due animali (animal 1 e 4), è caduto un po'; in un animale (animal 2), esso è caduto inizialmente per salire in seguito. Negli animali veicolo-trattati (5 e 6), MPAP non cambia durante l'esperimento.
Ferita di polmone è anche visivamente rilevabile nei polmoni dopo la morte dell'animale. La figura 3 Mostra i polmoni rappresentativi di un maiale con la ferita di polmone OAI-indotta dopo l'eutanasia. A fette istologiche, elaborate secondo precedenti pubblicazioni22, l'emorragia e l'edema alveolare sono visibili (Figura 4).
Figura 1 : Sviluppo di PaO 2 Stato 2 -Rapporto durante 6 h dopo l'iniezione di acido oleico in 4 maiali esemplare e 2 suini trattati con il veicolo. (A). rappresentante diagrammi che mostrano valori stabili con piccole fluttuazioni aumento iniziale (animali 1 e 3), seguito da una diminuzione (animale 2) o un aumento continuo (animale 4). Veicolo trattato maiali (animali 5 e 6) mostrano poca variazione nel tempo. (B). Media e deviazione standard per tutti gli animali. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 : Sviluppo della pressione media dell'arteria polmonare (MPAP) durante 6 ore dopo l'iniezione di acido oleico in 4 maiali esemplare e 2 suini trattati con il veicolo. (A). rappresentante diagrammi che mostrano un aumento iniziale in 4 tutti gli animali. In un animale (animal 3), MPAP alloggiato a questo livello in seguito; in due animali (animal 1 e 4), è caduto un po'; in un animale (animal 2), esso è caduto inizialmente per salire in seguito. Veicolo trattato maiali (animali 5 e 6) mostrano poca variazione nel tempo. (B). Media e deviazione standard per tutti gli animali. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 : Polmoni dopo l'iniezione di acido oleico. Foto di polmoni 6 h dopo l'iniezione di acido oleico. Zone emorragiche sono visibili. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 : Immagini istologiche della lesione di polmone dopo l'iniezione di acido oleico. I polmoni sono stati fissati in formalina al 10% per paraffina sezionamento ed ematossilina/eosina. Immagine di ingrandimento: 10x. (A). l'edema alveolare. (B). l'emorragia. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Animali 1 | Animali 2 | Animale 3 | Animale 4 | Animali 5 | Animali 6 | |
| Peso corporeo [kg] | 27 | 28 | 27 | 27 | 27 | 29 |
| Lobo superiore di destra bagnato [g] | 96 | 83 | 116 | 116 | 60 | 44 |
| Lobo superiore di destra asciutto [g] | 14 | 13 | 13 | 11 | 11 | 9 |
| -A secco | 6,9 | 6,4 | 8,9 | 10,5 | 5,5 | 4,9 |
Tabella 1: Questa tabella mostra il peso degli animali, peso bagnato, peso a secco e umido a secco-rapporto-del lobo superiore di destra del polmoni degli animali.
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Discussion
In questo articolo viene descritto un metodo della lesione di polmone indotta da acido oleico come modello per studiare i vari aspetti della ARDS grave. Ci sono anche altri protocolli con emulsioni differenti, differenti siti di iniezione e diverse temperature dell'emulsione23,24,25,26,27,28 ,29. Il nostro metodo offre un stabile e riproducibile deterioramento della funzione polmonare. Come l'effetto di acido oleico è dose-dipendente, è necessario definire la soglia individuale per la PaO2stato2-rapporto, a seconda del desiderato studiare e trovare la dose necessaria di acido oleico per raggiungere questo rapporto.
Quando si utilizza questo metodo, ci sono alcune insidie. Il primo è la lipofilia dell'acido oleico. Per mantenerlo emulsionato nella miscela di sangue/soluzione fisiologica, è necessario mescolare continuamente. Un altro problema è l'improvviso cambiamento in emodinamica dopo l'iniezione di acido oleico. Direttamente dopo l'iniezione di acido oleico, PAP valori possono aumentare bruscamente a più di 60 mmHg, che può provocare il decompensation emodinamico improvviso e la morte dell'animale. Pertanto, è necessario mantenere sufficiente farmaco di salvataggio, per esempio, norepinefrina, preparata e a portata di mano. Tuttavia, il decompensation emodinamico a volte provoca la morte improvvisa dell'animale che non può essere impedito. L'ultima insidia è la ripercussione di acido oleico. Simile a ARDS umano, il tempo di insorgenza dei sintomi può variare e non è né possibile prevedere esattamente quanto acido oleico è necessaria in un maiale dato per l'induzione di danno polmonare, né per prevedere l'impatto di una data dose il PaO2stato2-rapporto. PaO2stato2-rapporti possono essere quasi stagnante; ma potrebbe anche migliorare o diminuire ulteriormente. Questo viene visualizzato in Figura 1. Una volta il PaO2stato2-rapporto è tra 100 e 200 mmHg in un PEEP ≥ 5 cm H2O, richiediamo l'ossigenazione di rimanere alterata e sotto questa soglia per più di 30 min. di solito, PaO2stato2 rimane relativamente costante Durante questo corso di tempo, però può scendere ulteriormente. Raramente, anche un miglioramento è possibile, raggiungendo valori superiori a 200 mmHg. In queste circostanze, è necessario più di acido oleico.
L'induzione di danno polmonare da acido oleico hanno alcune limitazioni. Il principale svantaggio è la necessità di accesso venoso centrale, che può essere difficile specialmente nei piccoli animali. Un altro è la domanda circa l'attinenza meccanicistica di questo modello. L'acido oleico ARDS-modello è stato sviluppato nel tentativo di riprodurre ARDS dovuto l'embolia lipidica, come si è visto in pazienti di trauma14. Ma il trauma è solo causativo per circa il 10% dei casi ARDS30 e indipendentemente dal fatto che altre cause, come sepsi o polmonite condividono lo stesso meccanismo è ancora in discussione. Lo svantaggio finale di questo modello di maiale per ARDS è la complessa strumentazione e l'esperienza clinica necessari per mantenere l'anestesia negli animali hypoxic grandi con improvvisi cambiamenti emodinamici. Quindi, solo ricercatori con esperienza in grandi animali ricerca e terapia intensiva Medicina dovrebbero funzionare con questo modello o almeno molto attentamente sorvegliare i ricercatori inesperti.
Esistono, tuttavia, i vantaggi distinti per questo modello. Produce le mutazioni patologiche base di ARDS umano – lesioni infiammatorie polmonari con cambiamenti di permeabilità, danno nella meccanica del polmone e cambio gas – molto bene e con buona riproducibilità7,31. Questo rende superiore ad altri modelli che solitamente mancano uno o più degli effetti patologici. Lo svuotamento di tensioattivo tramite il lavaggio induce solo po' alveolare cambiamenti epiteliali7,19 e amministrazione di lipopolisaccaride, un modello di sepsi, induce solitamente soltanto i cambiamenti minimi della barriera alveolo-capillare7. Iniezione di acido oleico è fattibile in piccoli e grandi animali, quindi può essere utilizzato in vari laboratori che utilizzano modelli animali8,9,10,12. In terzo luogo, non solo imita la fase in anticipo di ARDS, ma anche le fasi successive con deposizione di fibrina sulla superficie alveolare16. Inoltre, quando si utilizza animali di grandi dimensioni, è possibile utilizzare monitoraggio clinico esteso e strumentazione che non è completamente disponibile in piccoli animali. Questo ricorda la situazione di un'impostazione che medici di terapia intensiva sono abituati, permettendo così un accesso più facile per i medici di questo metodo e facilitare la realizzazione più veloce negli algoritmi di trattamento sul comodino.
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Disclosures
Tutti gli autori non divulgare alcun conflitto di interessi finanziario o di qualsiasi altra.
Acknowledgments
Gli autori vogliono ringraziare Dagmar Dirvonskis per il supporto tecnico eccellente.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-way-stopcock blue | Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden | 394602 | |
| 3-way-stopcock red | Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden | 394605 | |
| Atracurium | Hikma Pharma GmbH , Martinsried | 4262659 | |
| Canula 20 G | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | 301300 | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | ||
| Desinfection | Schülke & Mayr GmbH, Germany | 104802 | |
| Endotracheal tube | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | 112482 | |
| Endotracheal tube introducer | Rüsch | 5033062 | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ||
| Fentanyl | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | ||
| Gloves | Paul Hartmann, Germany | 9422131 | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Germany GmbH | 9004112 | |
| Ketamine | Hameln Pharmaceuticals GmbH | ||
| Laryngoscope | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | 671067-000020 | |
| Logical pressure monitoring system | Smith- Medical Germany GmbH | MX9606 | |
| Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm | Smith- Medical Germany GmbH | MXA233x30x70-E | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | ||
| Mask for ventilating dogs | Henry Schein, Germany | 730-246 | |
| Neofox Kit | Ocean optics Largo, FL USA | NEOFOX-KIT-PROBE | |
| Norepinephrine | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | 73016 | |
| Oleic acid | Applichem GmbH Darmstadt, Germany | 1,426,591,611 | |
| Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock | B.Braun Melsungen AG, Germany | 8728810F | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | 744F75 | |
| Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport | Arrow international inc. Reading, PA, USA | AK-07903 | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | 8713820 | |
| Potassium chloride | Fresenius, Kabi Germany GmbH | 6178549 | |
| Propofol 2% | Fresenius, Kabi Germany GmbH | ||
| Saline | B.Braun Melsungen AG, Germany | ||
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ||
| Stainless Macintosh Size 4 | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | 670000 | |
| Sterofundin | B.Braun Melsungen AG, Germany | ||
| Stresnil 40mg/ml | Lilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health | ||
| Syringe 10 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | 309110 | |
| Syringe 2 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | 300928 | |
| Syringe 20 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | 300296 | |
| Syringe 5 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain | 309050 | |
| venous catheter 22G | B.Braun Melsungen AG, Germany | 4269110S-01 |
References
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