Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Ácido oleico-injeção nos suínos como um modelo para a síndrome respiratória aguda

Published: October 26, 2018 doi: 10.3791/57783

Summary

Neste artigo, apresentamos um protocolo para induzir a lesão pulmonar aguda em porcos por injeção venosa central de ácido oleico. Este é um modelo animal estabelecido para estudar a síndrome respiratória aguda (Sara).

Abstract

A síndrome respiratória aguda é uma doença de relevantes cuidados intensivos com uma incidência variando entre 2,2% e 19% dos pacientes de cuidados intensivos. Apesar dos avanços de tratamento nas últimas décadas, os pacientes SDRA ainda sofrem taxas de mortalidade entre 35 e 40%. Ainda há uma necessidade de novas pesquisas melhorar o resultado dos pacientes que sofrem de SDRA. Um problema é que não há modelo único animal pode imitar o complexo pathomechanism da síndrome respiratória aguda, mas existem vários modelos para estudar diferentes partes dele. Injeção de ácido oleico (OAI)-lesão pulmonar induzido é um modelo bem estabelecido para o estudo de estratégias de ventilação, distribuição de mecânica e ventilação/perfusão pulmonar em animais. OAI leva a troca do gás gravemente prejudicado, deterioração da mecânica pulmonar e o rompimento da barreira alveolo-capilar. A desvantagem deste modelo é a controversa relevância mecanicista deste modelo e a necessidade de acesso venoso central, que é um desafio especialmente em modelos animais menores. Em resumo, induzida por OAI pulmão lesão leva a resultados reprodutíveis em pequenos e grandes animais e, portanto, representa um modelo adequado para o estudo de SDRA. No entanto, uma pesquisa mais adicional é necessária para encontrar um modelo que imita todas as partes da SDRA e carece de problemas associados com os diferentes modelos existentes hoje.

Introduction

A síndrome respiratória aguda (Sara) é uma síndrome de cuidados intensivos que tem sido extensivamente estudada desde sua primeira descrição há cerca de 50 anos1. Este corpo de pesquisa levou a um melhor entendimento da fisiopatologia e faz com que o desenvolvimento da SDRA, resultando em melhor atendimento e resultado2,3. No entanto, a mortalidade em pacientes que sofrem de SDRA permanece muito alta, com cerca de 35-40%4,5,6. O fato de que cerca de 10% das admissões de ICU e 23% dos pacientes de UTI que necessitam de ventilação mecânica é devido a SDRA ressalta a relevância de novas pesquisas neste campo.

Modelos animais são amplamente utilizados na pesquisa para examinar as alterações fisiopatológicas e possíveis modalidades de tratamento para diferentes tipos de doenças. Devido à complexidade da SDRA, não há nenhum único modelo animal para imitar esta doença, mas modelos diferentes, que representam diferentes aspectos7. Um modelo bem estabelecido é a injeção de ácido oleico (OAI)-induzido por lesão pulmonar. Este modelo tem sido utilizado em uma grande variedade de animais, incluindo ratos8ratos9, porcos10, cães11e ovelhas12. Ácido oleico é um ácido graxo insaturado e o ácido graxo mais comum no corpo de humanos saudáveis13. Ela está presente em uma de plasma, as membranas das células e tecido adiposo humano13. Fisiologicamente, que está vinculado a albumina, enquanto é realizado através da corrente sanguínea13. Aumento dos níveis de ácidos graxos na corrente sanguínea está associado a diferentes patologias e a gravidade de algumas doenças correlaciona-se com soro ácido graxo níveis13. O ácido oleico SDRA-modelo foi desenvolvido na tentativa de reproduzir a SDRA causada por embolia lipídica como visto em pacientes de trauma14. Ácido oleico tem efeitos directos sobre receptores imunes inatos no pulmões13 e gatilhos acúmulo de neutrófilos15, mediador inflamatório produção16e célula morte13. Fisiologicamente, o ácido oleico induz rapidamente progressiva hipoxemia, aumento da pressão arterial pulmonar e acumulação de água extravascular pulmonar. Além disso, induz a hipotensão arterial e depressão miocárdica7. As desvantagens deste modelo são a necessidade de acesso venoso central, a questionável relevância mecanicista e progresso potencial letal causada por hipoxemia rápida e depressão cardíaca. A vantagem deste modelo em relação aos outros modelos é a usabilidade em pequenos e grandes animais, a reprodutibilidade válido dos mecanismos fisiopatológicos na SDRA, o início agudo de SDRA após a injeção de ácido oleico, e a possibilidade de estudar isolado SDRA sem inflamação sistêmica como em muitos outro sepse modelos7. No artigo a seguir, damos uma descrição detalhada da lesão pulmonar induzida por ácido oleico em suínos e fornecer dados representativos para caracterizar a estabilidade dos compromissos da função pulmonar. Existem diferentes protocolos para a lesão pulmonar induzida por OAI. O protocolo fornecido aqui é capaz de induzir confiantemente a lesão pulmonar aguda.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Todos os experimentos animais descritos aqui foram aprovados pelo Comitê institucional e estaduais cuidado animal (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Alemanha; número de aprovação 077-G14-1) e foram conduzidos de acordo com as diretrizes do Sociedade Europeia e alemã de Ciências de animais de laboratório. Os experimentos foram realizados em suínos machos anestesiados (sus scrofa domestica) de idade de 2-3 meses, pesando 27-29 kg.

1. anestesia, intubação e ventilação mecânica

  1. Reter comida para 6 h antes da anestesia para reduzir o risco de aspiração, mas permitir o livre acesso à água para reduzir o stress.
  2. Para sedação, injete uma combinação de cetamina (4 mg kg-1) e azaperona (8 mg kg-1) no pescoço ou o músculo glúteo do porco com uma agulha para injeção intramuscular (20 G) enquanto o animal está na caixa do animal.
    Atenção: Use luvas ao trabalhar com o animal.
  3. Inserir o cateter de veia periférica (20 G) em uma veia da orelha após a desinfecção local com álcool.
  4. Injete o fentanil (4 µ g kg-1), propofol (3 mg kg-1) e atracúrio (0,5 mg kg-1) por via endovenosa para a indução da anestesia.
  5. Quando o porco parar de respirar, coloque-o em posição supina na maca e imobilizá-lo com ligaduras.
  6. Começa a monitorar a saturação periférica de oxigênio (SpO2) pelo recorte do sensor, em uma das orelhas ou cauda do animal.
  7. Ventilar o porco com uma máscara de ventilação cães, tamanho 2, com uma pressão inspiratória de pico abaixo de 20 cm H2O, um positivo e pressão expiratória (PEEP) de 5 cm H2O, uma frequência respiratória de 14-16/min e uma fração inspiratória de oxigênio (FiO2) de 1.0.
  8. Iniciar uma infusão contínua com solução eletrolítica balanceada (5 mLkg-1 h-1), propofol (8-12 mg kg-1 h-1) e fentanil (0.1-0.2 mg kg-1 h-1) para manter a anestesia.
  9. Para a intubação, prepare um tubo endotraqueal comum adequado para o animal (ex., peso de 25-30 kg, diâmetro interno do tubo endotraqueal (ID) 6-7 mm) armado com introdutor do tubo endotraqueal e um laringoscópio comum com um Macintosh lâmina 4.
    Nota: Duas pessoas são necessárias para a intubação.
  10. Pessoa 1: Retire a língua com uma mão e pressione o focinho dorsalmente com o outro.
  11. Pessoa 2: Inserir o laringoscópio e avançá-lo como de costume até a epiglote entra em modo de exibição.
  12. Puxe o laringoscópio ventralmente para visualizar as cordas vocais.
    Nota: Às vezes a epiglote "paus" para o Palatino macio. Neste caso, é mobilize com a ponta do tubo.
  13. Insira o tubo pelas cordas vocais e puxe para fora o introdutor.
  14. Bloquear a braçadeira do tubo com uma seringa com 10 mL de ar.
  15. Conecte o tubo do ventilador.
  16. Verifique o posicionamento correto do tubo por exalação regular de dióxido de carbono (CO2) com capnografia e ventilação igual de ambos os pulmões com ausculta.
  17. Iniciar ventilação mecânica (volume corrente positiva PEEP 5 cm H20, 6-8 mL/kg, FiO2 para manter a saturação periférica de oxigênio (SpO2) entre 94-98%17, ritmo respiratório para manter a pressão final da maré de dióxido de carbono (etCO 2) entre 35-45 mmHG).

2. instrumentação

  1. Recolha as patas traseiras com ataduras para esticar a pele acima da área femoral para catheterizing os navios necessários.
  2. Preparar uma seringa de 5 mL, uma seringa de 10 mL, agulha de uma Seldinger 3 bainhas de introdutor (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) com fios-guia, um cateter venoso central com 3 portas (7 Fr, 30 cm) com fio-guia e um cateter de artéria pulmonar (7,5 Fr, 110 cm).
  3. Generosamente, desinfete a área femoral com desinfectante de pele aplicando uma limpeza técnica em baixo.
  4. Preencha completamente os cateteres com solução salina.
  5. Coloque a sonda de ultra-som sobre o ligamento inguinal direita e varredura para vasos femorais.
  6. Transformar a sonda 90° para visualizar totalmente a artéria femoral no eixo longo.
  7. Canule artéria femoral direita sob visualização do ultra-som em linha com agulha de Seldinger.
    Nota: Existem diferentes maneiras de obter acesso vascular com ou sem o ultrassom. Guiada por ultra-som vascular canulação não é necessária para este modelo.
  8. Quando pulsando brilhante sangue flui para fora, introduzir o fio guia e retire a agulha.
  9. Visualizar a veia femoral e Canule a veia sob aspiração contínua e visualização de ultra-som em linha com a agulha.
  10. Quando o sangue venoso é aspirable, desconecte a seringa e insira o fio de orientação.
  11. Retire a agulha.
  12. Verifique a posição dos fios com ultra-som.
  13. Inserir a bainha do introdutor arterial (5 Fr) e cateter venoso central, usando a técnica de Seldinger (para obter detalhes sobre a técnica de Seldinger, consulte método publicado18).
  14. Repetir a punção venosa e arterial do outro lado e inserir as bainhas de introdutor usando a técnica de Seldinger´s, conforme descrito acima (artéria 6 Fr, veia 8 Fr).
  15. Conectar-se a bainha do introdutor arterial e cateter venoso central para um sistema transdutor adequado ao equipamento de controlo.
  16. Calibrar o monitoramento invasivo contra atmosfera (zero), abrindo os três-maneira-torneiras para a atmosfera e pressione Zero tudo no monitor.
  17. Volte as três-maneira-torneiras para medir a hemodinâmica.
  18. Iniciar a monitoração hemodinâmica.
  19. Coloque todos os transdutores de pressão na altura da aurícula direita.
  20. Alternar a infusão de propofol (8-12 mg kg-1 h-1) e fentanil (0.1-0.2 mg kg-1 h-1) para uma das portas da linha venosa central para manter a anestesia.

3. ultra rápida medida da pressão parcial de oxigênio (pO2)

Nota: A medida de pO2 com a sonda para ultra rápida pO2-medição não é obrigatório, mas ajuda a visualizar as alterações em tempo real na pO2.

  1. Software Visualizador NeoFox aberto e clique em Opções.
  2. Escolha a guia de calibração e clique no botão de Calibração aberto .
  3. Escolha o arquivo de calibração e clique em abrir e baixar.
  4. Confirme a janela pop-up clicando Sim.
  5. Abra o diálogo de Opções .
  6. Escolha a guia de calibração e clique em calibração de ponto único.
  7. Digite 21% no campo de oxigênio e a temperatura no campo de temperatura.
  8. Clique em usar atual Tau e Download. Depois, confirme a janela pop-up clicando Sim.
  9. Introduza a sonda para medições ultra rápidas de pO2 através da bainha do introdutor arterial esquerdo.

4. INSERIR O CATETER DE ARTÉRIA PULMONAR

  1. Verifique o balão do cateter de artéria pulmonar por danos.
  2. Conecte ao sistema transdutor adequado ao equipamento de controlo.
  3. Calibre a pressão arterial pulmonar monitoramento contra a atmosfera (zero), abrindo a torneira de 3-vias para a atmosfera e pressione Zero no monitor.
  4. Volte a torneira de três vias para medir a pressão arterial pulmonar.
  5. Começa a monitorar a pressão arterial pulmonar.
  6. Inserir o cateter de artéria pulmonar através da bainha do introdutor venoso esquerdo (balão desinflado).
  7. Quando o cateter de artéria pulmonar passa através da bainha introdutora, insufle o balão com 1 mL de ar.
  8. Avance o cateter de artéria pulmonar e monitorar as formas de onda típicas (vasos venosos, átrio direito, ventrículo direito, artéria pulmonar e pressão de encravamento capilar pulmonar). Esvazie o balão e verificar, se é possível aspirar sangue através de todas as portas do cateter de artéria pulmonar.
    Nota: Para obter instruções detalhadas sobre como inserir o cateter de artéria pulmonar, consulte anterior publicação19.

5. indução de lesão pulmonar

  1. Preparar a solução de ácido oleico: 0,1 mL kg-1 de ácido oleico em um 20ml seringa e conectá-lo a uma torneira de 3 vias.
  2. Tomar 2 mL de sangue em outra seringa de 20 mL e adicionar soro fisiológico para um volume total de 20ml em ambas as seringas.
  3. A segunda seringa também Conecte a torneira de 3 vias.
    Atenção: Usar luvas e óculos de proteção quando trabalhar com ácido oleico.
  4. Prepare a norepinefrina (0,1 mg/mL) para infusão contínua e para injeção em bolus (10 µ g/mL).
  5. Ligue a bomba de seringa de norepinefrina a uma das portas do cateter venoso central sem iniciá-lo.
  6. Iniciar o ultra rápida pO2-medição.
  7. Antes da indução da lesão pulmonar, registre os valores (de base) de todos os parâmetros relevantes.
  8. Definido o FeuO2 como 1.0 e realizar uma manobra de recrutamento pulmonar (platô pressão 40 cm H2O para 10 s).
  9. Ligue a torneira de 3 vias à porta proximal do cateter de artéria pulmonar.
  10. Homogeneiza o ácido oleico e a mistura de sangue/soro fisiológico injectando-o repetidamente de uma seringa para o outro através da torneira de 3 vias e continue misturando o tempo todo.
  11. Quando é uma emulsão homogênea, Injete 2 mL da emulsão e continue misturando.
    Nota: Se a mistura for interrompido, a emulsão pode separar em um lipofílico e uma parte hidrofílica.
  12. Estreitamente, monitorar a hemodinâmica após a injeção de ácido oleico e manter a norepinefrina na mão. Se necessário, dar norepinefrina como injeção em bolus (10-100 µ g) ou infusão contínua para manter a pressão arterial média acima de 60 mmHg.
  13. Repetir a injeção de 2 mL da solução de todos os 3 min até que a pressão parcial arterial de oxigênio (PaO2) / FiO2-relação é abaixo de 200 mmHg.
  14. Se a seringa está vazia antes do PaO2/FiO2-relação entre 100 e 200 mmHg, preparar 2 seringas mais conforme descrito na etapa 5.1.
  15. Espere 30 min e re-avaliar o PaO2/FiO2-relação. Se é ainda mais de 200 mmHg, repita as etapas até PaO2/FiO25.5-5.8-relação cai entre 100 e 200 mmHg.
  16. Se PaO2/FiO2-relação é entre 100 e 200 mmHg, esperar 30 minutos e verifique novamente.
  17. Se for persistente abaixo de 200 mmHg iniciar a experiência de tratamento, caso contrário preparar 2 seringas mais conforme descrito na etapa 5.1 e repita etapas 5.5-5,9.
  18. Conjunto de ventilação de acordo com as sugestões do SDRA rede20.

6. fim do experimento e eutanásia

  1. Injetar 0,5 mg de fentanil Adicionalmente à anestesia contínua e aguarde 5 min. injetar 200 mg de propofol e 40 mmol de cloreto de potássio para abater o animal em anestesia profunda.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

PaO2/FiO2-proporção diminui após a aplicação fracionada de ácido oleico (Figura 1). No estudo apresentado, 0.185 ± 0,01 ml kg-1 ácido oleico foi necessária para a indução da lesão pulmonar. Todos os animais mostraram uma oxigenação prejudicada após a indução da lesão pulmonar, com variedades na época mais curso. No animal 1 e 3, permaneceu em um nível com pequenas flutuações; no animal 2, observamos um aumento inicial, seguido por uma diminuição no final, enquanto o animal 4 mostra um aumento constante. No entanto, encontramos uma imparidade marcada na oxigenação em todos os 4 animais após 6 h. Portanto, é necessário acompanhar de perto PaO2/FiO2-relação enquanto induzindo a lesão pulmonar. Nós usamos um ultra rápida pO2-sonda de medição para monitorar a diminuição da PaO2 em tempo real21. Outra opção é pegar amostras de gás de sangue arterial normal desde o momento em que o SpO2 começarem a cair. Em animais tratados com veículo (5 e 6), não há nenhuma diminuição na PaO2/FiO2-relação.

A diminuição da PaO2/FiO2-proporção é em paralelo por um aumento na pressão arterial pulmonar (PAP), que geralmente permanece elevada para o resto do experimento (Figura 2). Semelhante ao PaO2/FiO2-relação, isso às vezes varia um pouco. Em um animal (animal 3), PAPM permaneceu neste nível posteriormente; em dois animais (animal 1 e 4), caiu um pouco; em um animal (animal 2), inicialmente caiu para levantar-se depois. Em animais tratados com veículo (5 e 6), PAPM não mudou durante o experimento.

Lesão pulmonar também é visualmente detectável nos pulmões retirados após a morte do animal. A Figura 3 mostra os pulmões representativos de um porco com lesão pulmonar induzida por OAI após a eutanásia. Em fatias histológicas, processadas de acordo com anteriores Publicações22, hemorragia e edema alveolar são visíveis (Figura 4).

Figure 1
Figura 1 : Desenvolvimento de PaO 2 /Fio 2 -Relação durante 6 h após a injeção de ácido oleico em 4 porcos exemplares e 2 porcos tratados com veículo. (A). representante parcelas mostrando valores estáveis com flutuações pouco aumento inicial de (animais 1 e 3), seguido por uma diminuição (animal 2) ou a ascensão contínua (animal 4). Veículo tratados porcos (animais 5 e 6) mostram pouca variação ao longo do tempo. B. desvio médio e padrão para todos os animais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. 

Figure 2
Figura 2 : Desenvolvimento de pressão média de artéria pulmonar (PAPM) durante 6 h após a injeção de ácido oleico em 4 porcos exemplares e 2 porcos tratados com veículo. (A). representante parcelas mostrando um aumento inicial em todos os 4 animais. Em um animal (animal 3), PAPM permaneceu neste nível posteriormente; em dois animais (animal 1 e 4), caiu um pouco; em um animal (animal 2), inicialmente caiu para levantar-se depois. Veículo tratados porcos (animais 5 e 6) mostram pouca variação ao longo do tempo. B. desvio médio e padrão para todos os animais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Pulmões após a injeção de ácido oleico. Foto de pulmões 6 h após a injeção de ácido oleico. Áreas hemorrágicas são visíveis. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : Imagens histológicas da lesão pulmonar após a injeção de ácido oleico. Os pulmões foram fixados em formol a 10% para o seccionamento de parafina e coloração de hematoxilina/eosina. Ampliação da imagem: 10 X. (A). edema Alveolar. B. hemorragia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Animal 1 Animal 2 Animal 3 Animal 4 Animal 5 Animal 6
Peso corporal [kg] 27 28 27 27 27 29
Lóbulo superior direito molhado [g] 96 83 116 116 60 44
Lóbulo superior direito seco [g] 14 13 13 11 11 9
A-seco e molhado 6,9 6,4 8,9 10,5 5,5 4,9

Tabela 1: Esta tabela mostra o peso dos animais, peso úmido, peso seco e molhado-a-seco-relação do lobo superior direito dos pulmões dos animais.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Este artigo descreve um método de lesão pulmonar induzida por ácido oleico como um modelo para o estudo de vários aspectos da SDRA severa. Existem também outros protocolos com diferentes emulsões, locais de injeção diferentes e diferentes temperaturas da emulsão23,24,25,26,27,28 ,29. Nosso método oferece uma estável e reprodutível deterioração da função pulmonar. Como o efeito do ácido oleico é dose dependente, é necessário definir o limiar individual para o PaO2/FiO2-relação, dependendo do que o desejado estudar e encontrar a dose necessária de ácido oleico para atingir esta taxa.

Ao usar esse método, há algumas armadilhas. A primeira é a lipofilicidade do ácido oleico. Para mantê-lo emulsionado na mistura sangue/soro fisiológico, é necessário misturá-la continuamente. Outro problema é a mudança repentina na hemodinâmica após a injeção de ácido oleico. Diretamente após a injeção de ácido oleico, valores PAP podem aumentar abruptamente a mais de 60 mmHg, o que pode resultar na súbita descompensação hemodinâmica e a morte do animal. Portanto, é necessário manter a medicação de resgate suficientes, por exemplo, noradrenalina, preparada e à mão. Não obstante, a descompensação hemodinâmica às vezes resulta em morte súbita do animal que não pode ser prevenido. A última armadilha é o After-efeito do ácido oleico. Semelhante a SDRA humana, o tempo de aparecimento do sintoma pode variar e é possível prever exatamente quanto ácido oleico é necessário em um determinado porco na indução da lesão pulmonar, nem para prever o impacto de uma dada dose na PaO2/FiO2-relação. PaO2/FiO2-rácios podem ser quase estagnação; Mas eles podem também melhorar ou declinar ainda mais. Isso é exibido na Figura 1. Uma vez PaO2/FiO2-relação é entre 100 e 200 mmHg em um PEEP ≥ 5 cm H2O, exigimos a oxigenação para manter-se prejudicada e abaixo deste limiar para mais de 30 min. geralmente, PaO2/FiO2 permanece relativamente constante durante este tempo, embora ele pode cair ainda mais. Raramente, mesmo uma melhoria é possível, atingindo valores acima de 200 mmHg. Nestas circunstâncias, é necessário mais ácido oleico.

A indução de lesão pulmonar por ácido oleico tem certas limitações. A principal desvantagem é a necessidade de acesso venoso central, que pode ser um desafio particularmente em pequenos animais. Outra é a questão sobre a relevância de mecanicista deste modelo. O ácido oleico SDRA-modelo foi desenvolvido na tentativa de reproduzir a SDRA devido a embolia de lipídios, como visto em pacientes de trauma14. Mas o trauma é apenas causador por cerca de 10% dos casos de SDRA30 e se é ou não outras causas como sepse ou pneumonia compartilham o mesmo mecanismo ainda em discussão. A desvantagem final deste modelo de porco para SDRA é a instrumentação complexa e experiência clínica necessária para manter a anestesia em hipóxicos animais de grandes porte com súbitas alterações hemodinâmicas. Portanto, apenas os investigadores com experiência em grande medicina animal, pesquisa e terapia intensiva devem trabalhar com este modelo ou pelo menos estreitamente supervisionar pesquisadores inexperientes.

Há, no entanto, vantagens distintas para este modelo. Ela produz as alterações patológicas básicas de SDRA humana – lesão inflamatória pulmonar com alterações de permeabilidade, imparidade em mecânica de troca e pulmão de gás – muito bem e com boa reprodutibilidade7,31. Isso o torna superior aos outros modelos que não possuem geralmente um ou mais dos efeitos patológicos. Depleção de surfactante por lavagem induz apenas pouco alveolar alterações epiteliais7,19 e administração de lipopolissacarídeo, um modelo de sepse, geralmente induz apenas mínimas alterações da barreira alveolo-capilar7. Injeção de ácido oleico é viável em grandes e pequenos animais, para que possa ser usado em vários laboratórios que utilizam modelos animais8,9,10,12. Em terceiro lugar, não só imita a fase inicial da SDRA, mas também as fases posteriores com deposição de fibrina sobre a superfície alveolar16. Além disso, ao utilizar animais de grandes porte, é possível usar o acompanhamento clínico prolongado e instrumentação que não está totalmente disponível em pequenos animais. Isto assemelha-se a situação de uma cabeceira definindo quais cuidados intensivos médicos são usados para, permitindo assim o acesso mais fácil para os clínicos para este método e facilitando a implementação mais rápida em algoritmos de tratamento.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Todos os autores não divulgar nenhum conflito de interesses financeiro ou de qualquer outro.

Acknowledgments

Os autores querem agradecer Dagmar Dirvonskis por excelente suporte técnico.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3-way-stopcock blue Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394602
3-way-stopcock red Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394605
Atracurium Hikma Pharma GmbH , Martinsried 4262659
Canula 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 301300
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany 104802
Endotracheal tube Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 112482
Endotracheal tube introducer Rüsch 5033062
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA
Fentanyl Janssen-Cilag GmbH, Neuss
Gloves Paul Hartmann, Germany 9422131
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Germany GmbH 9004112
Ketamine Hameln Pharmaceuticals GmbH
Laryngoscope Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 671067-000020
Logical pressure monitoring system Smith- Medical Germany GmbH MX9606
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm Smith- Medical Germany GmbH MXA233x30x70-E
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Mask for ventilating dogs Henry Schein, Germany 730-246
Neofox Kit Ocean optics Largo, FL USA NEOFOX-KIT-PROBE
Norepinephrine Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH 73016
Oleic acid Applichem GmbH Darmstadt, Germany 1,426,591,611
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany 8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA 744F75
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA AK-07903
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany 8713820
Potassium chloride Fresenius, Kabi Germany GmbH 6178549
Propofol 2% Fresenius, Kabi Germany GmbH
Saline B.Braun Melsungen AG, Germany
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Size 4 Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 670000
Sterofundin B.Braun Melsungen AG, Germany
Stresnil 40mg/ml Lilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health
Syringe 10 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309110
Syringe 2 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300928
Syringe 20 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300296
Syringe 5 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309050
venous catheter 22G B.Braun Melsungen AG, Germany 4269110S-01

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. The Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  2. Brower, R. G., et al. Ventilation with lower tidal volumes as compared with traditional tidal volumes for acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1301-1308 (2000).
  3. Briel, M., et al. Higher vs lower positive end-expiratory pressure in patients with acute lung injury and acute respiratory distress syndrome: systematic review and meta-analysis. JAMA. 303 (9), 865-873 (2010).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, Patterns of Care, and Mortality for Patients With Acute Respiratory Distress Syndrome in Intensive Care Units in 50 Countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  5. Chiumello, D., et al. Respiratory support in patients with acute respiratory distress syndrome: an expert opinion. Critical Care. 21 (1), 240 (2017).
  6. Barnes, T., Zochios, V., Parhar, K. Re-examining Permissive Hypercapnia in ARDS: A Narrative Review. Chest. , (2017).
  7. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
  8. Kobayashi, K., et al. Thromboxane A2 exacerbates acute lung injury via promoting edema formation. Scientific Reports. 6, 32109 (2016).
  9. Tian, X., Liu, Z., Yu, T., Yang, H., Feng, L. Ghrelin ameliorates acute lung injury induced by oleic acid via inhibition of endoplasmic reticulum stress. Life Sciences. , (2017).
  10. Kamuf, J., et al. Endexpiratory lung volume measurement correlates with the ventilation/perfusion mismatch in lung injured pigs. Respiratory Research. 18 (1), 101 (2017).
  11. Du, G., Wang, S., Li, Z., Liu, J. Sevoflurane Posttreatment Attenuates Lung Injury Induced by Oleic Acid in Dogs. Anesthesia & Analgesia. 124 (5), 1555-1563 (2017).
  12. Prat, N. J., et al. Low-Dose Heparin Anticoagulation During Extracorporeal Life Support for Acute Respiratory Distress Syndrome in Conscious Sheep. Shock. 44 (6), 560-568 (2015).
  13. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., Silva, A. R., Burth, P., Castro-Faria, M. V., Castro-Faria-Neto, H. C. Acute Respiratory Distress Syndrome: Role of Oleic Acid-Triggered Lung Injury and Inflammation. Mediators of Inflammation. 2015, (2015).
  14. Schuster, D. P. ARDS: clinical lessons from the oleic acid model of acute lung injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 149 (1), 245-260 (1994).
  15. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., et al. Oleic acid induces lung injury in mice through activation of the ERK pathway. Mediators of Inflammation. 2012, 956509 (2012).
  16. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  17. O'Driscoll, B. R., et al. BTS guideline for oxygen use in adults in healthcare and emergency settings. Thorax. 72, Suppl 1 90 (2017).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), 2652 (2011).
  19. Russ, M., et al. Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments. (115), 53610 (2016).
  20. Brower, R. G., et al. Higher versus lower positive end-expiratory pressures in patients with the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 351 (4), 327-336 (2004).
  21. Hartmann, E. K., et al. Influence of respiratory rate and end-expiratory pressure variation on cyclic alveolar recruitment in an experimental lung injury model. Critical Care. 16 (1), (2012).
  22. Hartmann, E. K., et al. Inhalation therapy with the synthetic TIP-like peptide AP318 attenuates pulmonary inflammation in a porcine sepsis model. BMC Pulmonary Medicine. 15, 7 (2015).
  23. Julien, M., Hoeffel, J. M., Flick, M. R. Oleic acid lung injury in sheep. Journal of Applied Physiology. 60 (2), 433-440 (1986).
  24. Wiener-Kronish, J. P., et al. Relationship of pleural effusions to increased permeability pulmonary edema in anesthetized sheep. Journal of Clinical Investigation. 82 (4), 1422-1429 (1988).
  25. Yahagi, N., et al. Low molecular weight dextran attenuates increase in extravascular lung water caused by ARDS. American Journal of Emergency Medicine. 18 (2), 180-183 (2000).
  26. Eiermann, G. J., Dickey, B. F., Thrall, R. S. Polymorphonuclear leukocyte participation in acute oleic-acid-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 128 (5), 845-850 (1983).
  27. Townsley, M. I., Lim, E. H., Sahawneh, T. M., Song, W. Interaction of chemical and high vascular pressure injury in isolated canine lung. Journal of Applied Physiology. 69 (5), 1657-1664 (1990).
  28. Young, J. S., et al. Sodium nitroprusside mitigates oleic acid-induced acute lung injury. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (1), 224-227 (2000).
  29. Katz, S. A., et al. Catalase pretreatment attenuates oleic acid-induced edema in isolated rabbit lung. Journal of Applied Physiology. 65 (3), 1301-1306 (1988).
  30. El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes. Respiratory Care. 62 (9), 1178-1185 (2017).
  31. Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury. European Surgical Research. 40 (4), 305-316 (2008).

Tags

Medicina questão 140 SDRA lesões pulmonares ácido oleico porco modelo animal método
Ácido oleico-injeção nos suínos como um modelo para a síndrome respiratória aguda
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kamuf, J., Garcia-Bardon, A.,More

Kamuf, J., Garcia-Bardon, A., Ziebart, A., Thomas, R., Rümmler, R., Möllmann, C., Hartmann, E. K. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. J. Vis. Exp. (140), e57783, doi:10.3791/57783 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter