Summary
Qui presentiamo un protocollo di campionamento di sangue punta della coda per la raccolta del campione di frequente nei topi sfrenati. Questo metodo è utile per la valutazione dei modelli di secrezione pulsatile dell'ormone luteinizzante e potrebbe essere adattato per l'analisi di altri fattori circolanti.
Abstract
In molti sistemi endocrini, ormoni o fattori circolanti non vengono rilasciati continuamente, ma sono secreti come impulsi discreti in risposta ad un fattore di rilascio. Singolo punto di campionamento misure non siano sufficienti comprendere appieno il significato biologico di modello secretivo di ormoni pulsatile o in condizioni fisiologiche normali, o anche durante condizioni della disregolazione. Ormone luteinizzante (LH) è sintetizzata dalle cellule gonadotrope pituitaria anteriore e secreta in un modello pulsatile che richiede frequente raccolta di campioni di sangue per la valutazione del polso. Questo non è stato possibile nei topi fino a recentemente, a causa dello sviluppo di un dosaggio di LH di alto-sensibilità e avanzamento in una tecnica per frequente campionario a basso volume, inizialmente descritto da Steyn e colleghi. 1 qui descriviamo un protocollo per la raccolta del campione di sangue periferico frequenti da topi con sufficiente acclimatazione di movimentazione per rilevare pulsatile secrezione di LH. L'attuale protocollo i dettagli di un periodo di acclimatazione espanso che permette la valutazione di impulsi robusti e continui di LH nel corso di più ore. In questo protocollo, la punta della coda viene ritagliata e sangue raccolti dalla coda utilizzando una pipetta tenuto in mano. Per la valutazione di LH pulsatile in topi gonadectomized, campioni di serie sono raccolti ogni 5-6 minuti per un minimo di 90-180 d'importanza, la raccolta di sangue e misurazione di impulsi robusti di LH può essere realizzati in topi svegli, liberamente si comporta, dati adeguata manipolazione acclimatazione e lo sforzo per ridurre al minimo i fattori di stress ambientale. Sufficiente acclimatazione può essere raggiunto entro 4-5 settimane prima della raccolta del sangue. Questo protocollo evidenzia progressi nella metodologia per garantire la raccolta di campioni di sangue intero per la valutazione dei pattern di secrezione LH pulsatile sopra più ore nel topo, un potente modello animale per la ricerca della neuroendocrina.
Introduction
Funzione della gonade in mammiferi dipende dalla secrezione della gonadotropina, ormone luteinizzante (LH) e follicolo-stimolante ormone, da parte della ghiandola pituitaria. Le gonadotropine sono secernute in entrambi un motivo pulsatile o sovratensioni in risposta alla secrezione ipotalamica di GnRH (GnRH). La sintesi e la secrezione di LH e di FSH sono regolati tramite azione endocrini, paracrini e autocrini da una varietà di molecole tra cui GnRH ipotalamico, ormoni steroidi gonadici e il sistema di activina-inhibin-follistatina, come pure una miriade di condizioni fisiologiche tra cui lo stress e del bilancio energetico. 2
Il modello pulsatile di LH nel sangue nasce da uno scarico piuttosto brusco di LH nel sangue periferico, seguita da circa esponenziale eliminazione. Importanti caratteristiche del modello includono la frequenza di ogni scarico di LH e l'ampiezza della risposta LH, entrambi i quali sono dettati, in parte, dal rilascio di GnRH. dovuta alla difficoltà nel raccogliere il sangue portale ipotalamo-ipofisario per la misura di GnRH pulsante, il campionamento e la misurazione di LH è usata come un proxy GnRH regolazione dell'asse ipotalamo-ipofisi-gonadi. Di conseguenza, le informazioni critiche sono codificate nella frequenza e l'ampiezza degli impulsi di LH, che non può essere determinata da un singolo campione.
Analisi della secrezione pulsatile di LH sono stato storicamente limitato ai grandi mammiferi (esseri umani, primati e pecore) a causa del loro sangue grande volume e tolleranza per la raccolta del campione di sangue frequenti. Nei roditori, prelievo di sangue frequenti era limitato al ratto e raggiunto tramite indwelling catetere atriale. 3 , 4 il relativamente basso costo e la disponibilità di genetica (ad es. cre-lox, CRISPR) e manipolazioni complesse circuito neurale (per esempio optogenetica, chemogenetics) rendono topi un organismo modello attraente; Tuttavia, realizzazione di campioni di sangue frequenti e successiva analisi delle concentrazioni di LH è fino a recentemente, dimostrato sfuggente. Tale compito monumentale è stata introdotta da Steyn e colleghi di lavoro. 1 da allora, diversi laboratori hanno iniziato a utilizzare frequenti prelievi e analisi di LH ultra-sensibili per valutare pulsatile secrezione del LH in una varietà di paradigmi sperimentali. 5 , 6 , 7 , 8 , 9 si noti che il perseguimento di un metodo pratico di raccogliere più campioni di sangue dai topi è stato in corso per almeno 40 anni10 con più perfezionamenti fatto lungo la strada. 11 , 12
Valutazione dei modelli di impulso del LH (cioè frequenza e ampiezza) rappresenta un importante affinamento in monitoraggio secrezione della gonadotropina basale in questo modello animale geneticamente trattabile. Tradizionalmente, le concentrazioni di LH in topi sono state determinate in un campione di sangue. Una debolezza di singolo-punto campioni è un set di dati altamente variabile perché le concentrazioni di LH sono naturalmente fluttuanti durante ogni impulso. Un altro punto debole è che misure isolate perdere intrinsecamente critiche informazioni veicolate dai pattern di secrezione di impulso del LH. Così, un metodo per la raccolta di campioni di sangue frequenti a comportarsi liberamente, topi sfrenati (ad eccezione di manipolazione delicata durante il campionamento) fornirà informazioni avanzate e rivelarsi utili per molti laboratori indagando la regolazione dell'ormone pulsatile.
Qui, descriviamo un protocollo per la raccolta di frequente (ogni 6 min) campioni dai topi svegli, sfrenati di sangue. D'importanza, includiamo una gestione protocollo di acclimatazione che consente per rilevamento affidabile e continuo della secrezione pulsatile di LH in campioni di sangue intero raccolti nel corso di un periodo di tempo in cui pre- e Post-assesment ad una sfida acuta può essere determinato, come la risposta allo stress psicosociale di immobilizzazione e contenimento. Un dosaggio efficace per le concentrazioni di LH da campioni di sangue intero è stato descritto in precedenza; 1 il presente protocollo è focalizzato su un metodo per raccogliere i campioni di sangue per la misura di impulso del LH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Il metodo qui descritto è in accordo con gli istituti nazionali di salute Animal Care e linee guida sull'uso e sono state autorizzate dal comitato di impiego presso l'Università di California, San Diego e istituzionali Animal Care.
1. acclimatazione alla movimentazione
- Procedura di gestione dei
- Del mouse posto gabbie nella cappa di biosicurezza. Rimuovere il primo mouse dalla gabbia e posto su una superficie idonea (ad es. un coperchio gabbia pulita) all'interno della cappa di biosicurezza.
- Frenare dolcemente il mouse sul piano di lavoro tenendo la base della coda con il dito indice e il pollice di una mano. Quindi, saldamente corsa la superficie ventrale della coda, dalla base fino alla punta della coda, con l'indice e il pollice di altra mano. Ripetere l'operazione che segna 6 volte (cioè 1 insieme) e tornare il mouse alla sua gabbia.
- Attendere 6 min e ripetere il punto 1.1.2.
Nota: In totale, passo 1.1.2 verrà ripetuto 4 volte per topo (cioè 4 gruppi di 6 colpi), così che ogni mouse riceverà un totale di 24 colpi di coda ogni giorno di trattamento.
- La frequenza di maneggiamento quotidiano
- Da cinque fino a due settimane prima del giorno di raccolta di sangue prevista, è necessario gestire topi come descritto al punto 1.1, cinque giorni alla settimana (topi non vengono gestiti il sabato o la domenica fino alle ultime due settimane di acclimatazione).
- Se il trattamento sperimentale durante il periodo di campionamento includerà qualsiasi movimentazione aggiuntiva (ad esempio scruffing o iniezione intraperitoneale), acclimatare i topi a questa attività di manipolazione durante ogni sessione di trattamento.
Nota: Per l'acclimatazione alle procedure di iniezione, utilizzare un ago smussato per eseguire una finta iniezione. - Durante le due settimane prima del giorno di raccolta di sangue prevista, è necessario gestire topi come descritto in 1.1, sette giorni alla settimana.
- Almeno due settimane prima del giorno di raccolta di sangue prevista, casa topi a coppie per minimizzare le interruzioni ai topi durante il campionamento.
2. preparazione di provette per prelievo ematico
- Preparare il tampone di dosaggio ultrasensibile LH in bottiglia di vetro: 0,2% di albumina di siero bovino e 0.05% Tween-20 in PBS [0,2 g KCl, 8 g NaCl, 1,44 g Na2HPO4 (anidro), 0,24 g KH2PO4, acqua ultrapura a 1 L, pH 7.4, filtro e autoclave] , conservare a 4° C. 1
Nota: Volume di tampone di dosaggio ultrasensibile LH essere preparati può essere calcolato basato sul numero di campioni e il volume per esempio come indicato di seguito (2.2 & discussione) - Preparare le provette per prelievo ematico (microcentrifuga 0,6 mL). Tubi e tampone aliquota etichette (57 µ l di tampone per tubo; notare, questo volume può variare a seconda del volume di sangue prelevato o il rapporto del sangue per il buffer desiderato). Tubi può essere preparato giorni prima del campionamento, conservare a 4 ° C.
3. prelievo sangue
- Preparazione di materiali di raccolta del sangue.
- Preparare il gabinetto di biosicurezza per l'uso e organizzare i seguenti materiali nella cappa o su un carrello è vicino a: 10 µ l (set di 3 µ l o volume di raccolta di sangue desiderata), puntali di pipetta, Pattumiera per puntali usati, timer, stampa con numero di animali e campione numeri ( per le note relative ai problemi di campionamento o animale), ghiaccio secchio con tubi di raccolta sangue, forbici e piccola garza (2 "x 2").
Nota: Il "contare" funzione su un timer di laboratorio è utile perché non ha un allarme acustico che potrebbe disturbare i topi - Utilizzare un pennarello per segnare la coda di ogni mouse (vicino alla base) per semplificare l'identificazione rapida del mouse corretto durante il campionamento.
- Preparare il gabinetto di biosicurezza per l'uso e organizzare i seguenti materiali nella cappa o su un carrello è vicino a: 10 µ l (set di 3 µ l o volume di raccolta di sangue desiderata), puntali di pipetta, Pattumiera per puntali usati, timer, stampa con numero di animali e campione numeri ( per le note relative ai problemi di campionamento o animale), ghiaccio secchio con tubi di raccolta sangue, forbici e piccola garza (2 "x 2").
- Ritaglio della preparazione coda e pre-sangue raccolta.
- A 45 min prima dell'inizio della raccolta sangue, rimuovere il primo mouse dalla sua gabbia e posto su una superficie adatta (un coperchio gabbia pulita funziona bene) all'interno della biosicurezza armadietto.
- Usare le forbici taglienti, sterile per rimuovere 1-2 mm della punta della coda di topo, seguendo la preparazione asettica (cioè strofinare con alcol e betadine).
Nota: Questo può essere ottenuto in animali svegli con dolce fermo o nell'ambito dell'anestesia isoflurano. Inoltre, l'analgesia essere effettuato seguendo la raccomandazione del IACUC locale. - Corsa con attenzione la coda del mouse, come descritto in precedenza (1.1.2; 1-2 colpi sono generalmente sufficienti) fino a quando la goccia di forme di sangue sulla punta della coda.
- Utilizzare una pipetta con punta pulita per raccogliere 3 µ l di sangue dalla punta della coda ed eliminare il puntale della pipetta con sangue.
- Prima di restituire il mouse alla sua gabbia, garantire che il flusso di sangue è stata interrotta. Se necessario, applicare una leggera pressione con una garza sterile.
- Ripetere i passaggi 3.2.1 - 3.2.5 per tutti i topi. Campioni di sangue successive possono essere raccolti da saldamente carezze coda di topo fino a una gocciolina di forme di sangue sulla punta della coda.
Nota: Se una gocciolina di sangue non forma dopo colpi di fermi, la coda può essere tamponò con una garza imbevuta di soluzione fisiologica. I grumi sono più propensi a forma durante il campionamento meno frequente (cioè > intervalli di 15 min). Una volta che il coagulo è cancellato dalla vena, il campionamento può continuare. - Continuare a raccogliere 3 µ l di sangue da ogni mouse come descritto sopra ogni 6 min per circa 45 min durante questo periodo di preparazione del pre-sangue raccolta. Eliminare la punta di sangue e pipetta.
- Prelievo di sangue
- Raccogliere 3 µ l di sangue dalla punta della coda come descritto sopra. Prendere le dovute precauzioni per assicurare che l'intero campione di 3 µ l si tenga la punta della pipetta (senza bolle o contaminazione di biancheria da letto). Espellere il campione di sangue nel tampone in una provetta etichettata. Mescolare per inversione e tornare il tubo al ghiaccio.
- Prima di restituire il mouse alla sua gabbia, garantire che il flusso sanguigno ha smesso. Se necessario, applicare una leggera pressione con una garza sterile.
- Ripetere i passaggi 3.3.1 - 3.3.2 per ogni mouse, ogni 6 min, per la durata di campionamento predeterminati. Monitorare ogni animale per segni di sofferenza (per esempio parzialmente chiuse le palpebre, posizione ricurva [non causato da altro trattamento] o mancanza di risposta al trattamento) e terminare il campionamento, se necessario.
Nota: Disagio comportamentale o altre complicazioni che richiedono la risoluzione di campionamento si presentano estremamente raramente nel nostro laboratorio. - Se gli animali non sono euthanized dopo prelievo di sangue, è necessario garantire che il flusso di sangue dalla punta della coda è interrotto completamente. Pulire qualsiasi sangue versato dall'interno di ogni animale in gabbia (o cambiamento gabbie) e restituire le gabbie degli animali alla cremagliera di alloggiamento.
4. l'elaborazione e l'analisi del campione
- Conservare i campioni di sangue a-20 ° C fino all'analisi.
Nota: Il LH è analizzata in campioni di sangue intero diluiti in tampone del saggio; Nessuna separazione del siero o del plasma è necessaria prima del deposito o analisi. - I campioni di sangue di dosaggio ultrasensibile Elisa come descritto in precedenza i valori1 e relazione in ng/mL di sangue intero dopo la correzione per la diluizione del volume campione nel tampone.
- Identificare gli impulsi LH nel set di dati. Calcolare e confrontare Ampiezza impulso media e frequenza dell'impulso (o intervallo di Inter-impulso) come appropriato per il set di dati.
Nota: Criteri pubblicati13,14 e programmi, sono disponibili15,16 per il rilevamento di impulsi di LH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Rappresentante modelli impulso del LH 4 topi sono illustrati nella Figura 1 (dati ristampati da Yang et al., 2017). LH è stata misurata in campioni di sangue frequenti per determinare la risposta ad una sfida sforzo psicosociale acuto. Topi C57/Bl6 femminili adulti erano ovariectomizzati e gestiti come dettagliate nel presente protocollo per la raccolta del sangue frequenti. I campioni di sangue sono stati raccolti per i primi 90 min in tutti gli animali per stabilire una base di pre-trattamento della secrezione pulsatile di LH. Durante il secondo 90 min di campionamento, gli animali di controllo (non-sollecitato) è rimasto nelle loro gabbie e ritenuta stress animali erano inseriti in dispositivi di ritenuta del roditore e isolati in altre gabbie. Gli animali di controllo ha mostrato chiari e inequivocabili impulsi LH durante tutto il periodo di campionamento intero. Al contrario, lo stress psicosociale di contenimento rapidamente e senza ambiguità soppressa pulsatile secrezione del LH.
Figura 1: modelli impulso del LH rappresentante topi ovariectomizzati. (A, C) Non-ha sottolineato topi di controllo. (B, D) Ha sottolineato topi in cui la ritenuta è stato imposto da 0-90 min (area ombreggiata grigio) e LH è stata analizzata. Punti di dati aperti rappresentano impulsi identificati da DynPeak. 15 questa figura è stata modificata da Yang et al., 158(11) di Endocrinologia: 3716-3723, 2017 con permesso del The Endocrine Society, Copyright 2017. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Qui descriviamo un protocollo per la raccolta di sangue frequenti tutta la punta della coda dei campioni di sangue per la valutazione della secrezione pulsatile di LH in topi. Questo protocollo consente il prelievo di campioni per il rilevamento di cambiamenti acuti nella pulsatile secrezione del LH dopo esposizione a stress psicosociale ed è particolarmente adatto per la valutazione degli impulsi LH sotto altre manipolazioni acute o croniche.
Un componente critico di questo protocollo per la realizzazione di affidabili e robusti profili di impulsi LH è la gestione periodo di acclimatazione. L'idea che gestisce lo stress può alterare la secrezione dell'ormone è stato speculato nella letteratura,17 ma non esplicitamente testato. Tuttavia, analisi dei modelli rappresentativi di impulso LH raffigurato in pubblicazioni recenti dimostra chiaramente un vantaggio per acclimatazione approfondita alla manipolazione. Nei primi studi, utilizzando 10 giorni di trattamento, impulsi LH si è verificata a intervalli irregolari con periodi prolungati in cui nessun LH impulsi sono stati rilevati. 1 a seguito di tale pubblicazione seminale, c'è stata una tendenza nella letteratura per lunghi periodi di trattamento (cioè 3 o 4 settimane di trattamento giornaliero). 5 , 6 , 8 il protocollo descritto qui coinvolge un totale di 5 settimane del trattamento ma omette di movimentazione nei primi 3 fine settimana, quindi, raggiungere un simile numero di sessioni di manipolazione e riducendo al minimo i carichi di lavoro di fine settimana per sperimentatori. Anche se non possiamo fornire un numero di soglia convalidato di sessioni di manipolazione necessaria per rilevamento di successo di impulsi LH, vorremmo incoraggiare nuovi praticanti di questa procedura di considerare un periodo di acclimatazione estesa. Sotto alcuni paradigmi sperimentali (per esempio studiando gli impulsi di LH in animali giovani), diverse settimane di acclimatazione di manipolazione potrebbero non essere pratiche. Per questi esperimenti, è fondamentale che è raggiunto sufficiente acclimatazione di movimentazione; forse più gestione sessioni al giorno sarebbe sufficiente.
Riducendo al minimo lo stress ambientale durante il periodo di raccolta del sangue è anche fondamentale per il successo del presente protocollo. Nel perseguimento di questo obiettivo, abbiamo casa nostra topi in una sala tranquilla nel vivario durante il periodo di acclimatazione intero. Posizionamento di un segno "Quiet Please" all'esterno della porta della camera animale il giorno del campionamento può aiutare ad per eliminare interruzioni impreviste. Durante il periodo di raccolta di sangue, un panno utilizzabile nella cappa di biosicurezza per fornire un luogo per riposare la pipetta, dispensare consigli e penne, quindi, minimizza il rumore causato da manipolare questi elementi. Infine, è consigliabile che una persona dovrebbe gestire i mouse e raccogliere tutti i campioni di sangue il giorno sperimentale. Questo individuo dovrebbe essere diligente nella gestione degli animali con cura e alla stessa ora del giorno (che dovrebbe essere simile al tempo di campionamento), poiché circadiano input sono noti per influenzare le risposte allo stress. 18 LH se gli impulsi sono infrequenti o non rilevabili, fonti di stress estranei devono essere identificati e ridotto al minimo. Un altro dettaglio procedurale legato a minimizzare lo stress durante il periodo di raccolta di sangue è la quantità di tempo che intercorre tra il ritaglio della coda e raccolta di campioni da saggiare per LH. Abbiamo la coda di ogni mouse 45 min di clip prima di raccogliere i campioni per l'analisi di LH. Questo ritardo serve a separare temporaneamente lo stress associato con la coda di ritaglio da eventuali trattamenti aggiuntivi imposti durante il campionamento, come la coda di ritaglio da solo è stato dimostrato per elevare le concentrazioni circolanti di corticosterone. 19 i campioni di sangue sono ritirati (ma scartato) durante questa finestra di 45 min per acclimatare i topi per la procedura di gestione e prevenire la formazione di coaguli di sangue durante questo ritardo ulteriormente.
Una considerazione finale quando si impiegano questo protocollo per la raccolta di sangue frequenti nei topi è che il volume di sangue piccoli di questa specie limiterà il numero e il volume di ogni campione raccolto. Secondo la Guida di ispezione USDA animale, i topi hanno 72 mL di sangue per kg di peso corporeo. 20 per gli esperimenti di sopravvivenza, 7,5% del volume del sangue può essere raccolto in un periodo di campionamento singolo dato un periodo di recupero di 1 settimana e 10% del volume del sangue può essere raccolto con un periodo di recupero di 2 settimane. Raccogliamo ordinariamente < 7,5% del volume del sangue stimato del mouse utilizzando il protocollo di raccolta sangue frequenti corrente (compresi risultati rappresentativi mostrati qui), senza alcun effetto negativo su modelli secretivi di LH. Nel nostro vivaio, topi C57/Bl6 ovariectomizzati adulti pesano circa 22 g (volume del sangue teorica di 1,58 mL), permettendo 118,5 µ l di sangue da raccogliere. In aggiunta a 7 campioni di trattamento pre-raccolta (che non vengono analizzati o analizzati), 30 campioni sono raccolti oltre 180 min per un totale di 111 µ l di sangue (3 µ l per campione), che è sotto il limite del volume di sangue del 7,5%. Si deve osservare che il volume del campione di sangue potrebbe essere necessario essere regolato per rilevare LH in determinate condizioni, quando le concentrazioni di LH sono tenute a essere bassa. Nei topi di gonadectomized, è sufficiente rilevare LH 3 µ l di sangue intero. Raccogliendo un maggiore volume di sangue dovrebbe essere considerata quando le concentrazioni di LH sono bassi e di conseguenza previsto per essere più vicini alla sensibilità del dosaggio LH. Così, nonostante il volume di sangue piccola di un mouse, i campioni di sangue sufficiente possono essere raccolti per valutare un profilo senza compromessi della secrezione pulsatile di LH in un periodo di 180 min.
In conclusione, questo sangue frequente campionamento protocollo evidenzia un'estesa manipolazione periodo di acclimatazione per garantire una valutazione della secrezione pulsatile di LH in topi per un periodo prolungato di tempo. Abbiamo dimostrato che questo protocollo è sufficiente a caratterizzare robusti e regolari gli impulsi del LH che può essere monitorata prima di e dopo l'esposizione a stress psicosociale. Questo protocollo può essere adattato per valutare la risposta di LH ad altri tipi di stress o di altri trattamenti che possono alterare la secrezione dell'ormone riproduttivo. Inoltre, questo protocollo di raccolta del sangue poteva essere adattato per la misurazione di altri fattori circolanti che variano nella concentrazione nel corso del tempo, come è stato segnalato per l'ormone della crescita. 21 è un notevole contributo nel campo della neuroendocrinologia che il pattern di secrezione di LH ora può essere monitorato in una specie dove complesso genetico e approcci molecolari in vivo per studiare il regolamento di impulso del LH sono disponibili e pratico.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori ringraziano la d. ssa Jennifer Yang e Kauffman Alexander (Sasha) per assistenza tecnica con questa tecnica, come pure numerose discussioni utili e critiche. Analisi dell'ormone del siero sono state effettuate da Yang et al., 2017 presso The University of Virginia Center for Research in riproduzione Ligand Assay e analisi Core, supportato da Eunice Kennedy Shriver NICHD/NIH (NCTRI) Grant P50-HD28934.
Fonti di sostegno alla ricerca: R01 NICHD 86100 (KMB), RBM è stata sostenuta da T32 NICHD 007203.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Biosaftey cabinet | Lab Products Inc | L/F-B | |
| Bovine serum albumin | Sigma | A5403 | |
| Tween-20 | Sigma | P2287 | |
| KCl | Sigma | P9333 | |
| NaCl | Sigma | S7653 | |
| Na2HPO4 (anhydrous) | Sigma | S7907 | |
| KH2PO4 | Sigma | P5655 | |
| Ultrapure water | Millipore | Purified and filtered water | |
| Broome Rodent Restraint Device | Harvard Apparatus | 52-0460 | Not necessary for blood collection, but were used in the collection of representative data. |
| DynPeak | n/a | n/a | http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0039001 |
References
- Steyn, F. J., et al. Development of a methodology for and assessment of pulsatile luteinizing hormone secretion in juvenile and adult male mice. Endocrinology. 154 (12), 4939-4945 (2013).
- McArdle, C. A., Roberson, M. S. Knobil and Neill's Physiology of Reproduction. Plant, T. M., Zeleznik, A. J. , (2015).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapy. 1 (2), 87-93 (2010).
- Steiner, R. A., Bremner, W. J., Clifton, D. K. Regulation of luteinizing hormone pulse frequency and amplitude by testosterone in the adult male rat. Endocrinology. 111 (6), 2055-2061 (1982).
- Moore, A. M., Prescott, M., Marshall, C. J., Yip, S. H., Campbell, R. E. Enhancement of a robust arcuate GABAergic input to gonadotropin-releasing hormone neurons in a model of polycystic ovarian syndrome. Proceedings of National Academy of Science U S A. 112 (2), 596-601 (2015).
- Czieselsky, K., et al. Pulse and Surge Profiles of Luteinizing Hormone Secretion in the Mouse. Endocrinology. 157 (12), 4794-4802 (2016).
- Campos, P., Herbison, A. E. Optogenetic activation of GnRH neurons reveals minimal requirements for pulsatile luteinizing hormone secretion. Proceedings of National Academy of Science U S A. 111 (51), 18387-18392 (2014).
- Yang, J. A., et al. Acute Psychosocial Stress Inhibits LH Pulsatility and Kiss1 Neuronal Activation in Female Mice. Endocrinology. 158 (11), 3716-3723 (2017).
- Clarkson, J., et al. Definition of the hypothalamic GnRH pulse generator in mice. Proceedings of National Academy of Science U S A. 114 (47), E10216-E10223 (2017).
- Lewis, V. J., Thacker, W. L., Mitchell, S. H., Baer, G. M. A new technic for obtaining blood from mice. Laboratory Animal Science. 26 (2 Pt 1), 211-213 (1976).
- Abatan, O. I., Welch, K. B., Nemzek, J. A. Evaluation of saphenous venipuncture and modified tail-clip blood collection in mice. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 47 (3), 8-15 (2008).
- Durschlag, M., Wurbel, H., Stauffacher, M., Von Holst, D. Repeated blood collection in the laboratory mouse by tail incision--modification of an old technique. Physiology and Behavior. 60 (6), 1565-1568 (1996).
- Goodman, R. L., Karsch, F. J. Pulsatile secretion of luteinizing hormone: differential suppression by ovarian steroids. Endocrinology. 107 (5), 1286-1290 (1980).
- Clarke, I. J., Cummins, J. T. Increased gonadotropin-releasing hormone pulse frequency associated with estrogen-induced luteinizing hormone surges in ovariectomized ewes. Endocrinology. 116 (6), 2376-2383 (1985).
- Vidal, A., Zhang, Q., Medigue, C., Fabre, S., Clement, F. DynPeak: an algorithm for pulse detection and frequency analysis in hormonal time series. PLoS One. 7 (7), e39001 (2012).
- Merriam, G. R., Wachter, K. W. Algorithms for the study of episodic hormone secretion. American Journal of Physiology. 243 (4), E310-E318 (1982).
- Xie, T. Y., et al. Effect of Deletion of Ghrelin-O-Acyltransferase on the Pulsatile Release of Growth Hormone in Mice. Journal of Neuroendocrinology. 27 (12), 872-886 (2015).
- Koch, C. E., Leinweber, B., Drengberg, B. C., Blaum, C., Oster, H. Interaction between circadian rhythms and stress. Neurobiology of Stress. 6, 57-67 (2017).
- Tuli, J. S., Smith, J. A., Morton, D. B. Corticosterone, adrenal and spleen weight in mice after tail bleeding, and its effect on nearby animals. Laboratory Animal. 29 (1), 90-95 (1995).
- United States Department of Agriculture. Animal Welfare Inspection Guide. , Available from: https://www.aphis.usda.gov/animal_welfare/downloads/Animal-Care-Inspection-Guide.pdf (2017).
- Steyn, F. J., et al. Development of a method for the determination of pulsatile growth hormone secretion in mice. Endocrinology. 152 (8), 3165-3171 (2011).
