Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Probenahme, Sortieren und Charakterisierung Mikroplastik in aquatischen Umgebungen mit hohen abgehängte Sedimentfracht und große schwimmende Trümmer

doi: 10.3791/57969 Published: July 28, 2018

Summary

Die meisten Microplastic Forschung bis jetzt aufgetreten in marinen Systemen wo abgehängte solide relativ niedrig sind. Fokus ist jetzt verschiebt sich auf Süßwasser-Systeme, die hohe Sedimentfracht und Treibgut bieten kann. Dieses Protokoll Adressen sammeln und Analysieren von Microplastic Proben von aquatischen Umgebungen, die hohe hängende solide Lasten enthalten.

Abstract

Die Omnipräsenz des Kunststoff Trümmer im Meer ist von dem öffentlichen, wissenschaftlichen Gemeinschaften und Behörden anerkannt. Jedoch haben erst vor kurzem mikroplastik in Süßwasser-Systemen, wie Flüsse und Seen, quantifiziert worden. Microplastic Probenahme an der Oberfläche in der Regel besteht der Bereitstellung von Treibnetzen hinter entweder einen stationären oder beweglichen Boot, das die Probenahme für Umgebungen mit niedrigen Niveaus der suspendierten Sedimente und unter Wasser oder schwimmend Schutt begrenzt. Frühere Studien, die Treibnetze, Microplastic Ablagerungen in der Regel sammeln beschäftigt verwendet Netze mit ≥300 µm Maschenweite, so dass Kunststoff Verunreinigungen (Partikel und Fasern) unterhalb dieser Größe durch das Netz und Quantifizierung entziehen. Das Protokoll hier detailliert ermöglicht: 1) Musterkollektion in Umgebungen mit hohen Lasten und schwimmende ausgesetzt oder untergetaucht, Schutt und (2) die Erfassung und Quantifizierung der Microplastic Partikel und Fasern < 300 µm. Wasserproben wurden gesammelt, mit einer Peristaltische Pumpe in Low-Density Polyethylen (PE) Containern vor Filterung und Analyse im Labor gelagert werden. Filtration erfolgte mit einem maßgeschneiderten Microplastic Filtration Gerät mit abnehmbaren Fugen, die Nylon-Mesh-Siebe untergebracht und Zellulose Ester Membranfilter gemischt. Netz-Siebe und Membranfilter wurden untersucht, mit einem Stereomikroskop zu quantifizieren und Microplastic Partikel und Fasern zu trennen. Diese Materialien wurden dann untersucht mit einer Mikro-gedämpft total Reflexion Fourier-Transform-Infrarot-Spektrometer (Mikro ATR-FTIR), um Microplastic Polymer-Typ zu bestimmen. Erholung wurde durch festnagelnd Proben mit blauen PE-Partikel und grünen Nylon-Fasern gemessen; Prozent Erholung wurde zu 100 % für Partikel und 92 % für Fasern bestimmt. Dieses Protokoll wird ähnliche Studien auf mikroplastik in hoher Geschwindigkeit Flüsse mit hohen Konzentrationen von Sedimenten führen. Mit einfachen Modifikationen der peristaltischen Pumpe und Luftfiltration Gerät können Benutzer sammeln und analysieren verschiedene Probenvolumen und partikuläre Größen.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Kunststoff wurde erstmals Anfang der 1930er Jahre1im Meer beobachtet. Jüngste Schätzungen des meeresmülls Kunststoff Sortiment aus über 243.000 Tonnen (MT) aus Kunststoff auf der Oberfläche des Ozeans bis 4,8-12,7 Millionen MT aus Kunststoff in den Ozean von terrestrischen Quellen jährlich2,3. Frühe Studien auf Kunststoff meeresmüll konzentrierte sich auf Macroplastics (> 5 mm Durchmesser) sind gut sichtbar und messbar. Jedoch wurde es vor kurzem entdeckt, dass Macroplastics repräsentieren < 10 % Kunststoff Schutt, Graf, im Ozean, darauf hinweist, dass die überwältigende Mehrheit der Kunststoff Schutt Microplastic (< 5 mm Durchmesser)2.

Mikroplastik werden in zwei Gruppen kategorisiert: primäre und sekundäre mikroplastik. Primäre mikroplastik bestehen aus Kunststoffen, die bei einem Durchmesser hergestellt werden < 5 mm und beinhalten Nurdles, die Roh Pellets verwendet, um Konsumgüter, Microbeads als Peelings in Körperpflege-Produkten (z. B. Gesicht waschen, Körper-Peeling, Zahnpasta) und Schleifmittel oder Schmiermittel in der Industrie. Sekundäre mikroplastik sind in der Umgebung erstellt, da größere Kunststoff Schutt durch Photolyse, Abrieb und mikrobielle Zersetzung4,5fragmentiert ist. Synthetische Fasern sind auch sekundäre mikroplastik und ein wachsendes Problem. Eine einzige Kleidungsstück kann loslassen > 1.900 Fasern pro Waschgang in einer haushaltswaschmaschine6. Diese Mikrofasern sowie Microbeads von Körperpflege-Produkten, in die Kanalisation Kanalisation und gewaschen, vor dem Eintritt in Kläranlagen Behandlungen. Murphy (2016) festgestellt, dass eine Kläranlage mit einer Bevölkerung von 650.000 Microplastic Konzentration von 98,4 % von Zufluss auf Abwasser, reduziert noch 65 Millionen mikroplastik in Abwasser blieb und Klärschlamm jeden Tag7. Sogar mit einem hohen Anteil von mikroplastik entfernt wird, während die Aufbereitungsverfahren, Millionen, Milliarden von mikroplastik Kläranlagen täglich und anschließend Oberflächengewässer im Abwasser6,8 ,9,10,11.

Aufgrund ihrer ökologischen Freilassung wurden über alle trophischen Ebenen12,13,14,15mikroplastik im Verdauungs- und Atemwege Gewebe von marinen Organismen gefunden. Ihre Wirkung nach Aufnahme variabel, mit einigen ist Studien nicht beobachten Schaden, während andere zahlreiche Effekte wie physikalischen und chemischen Gewebe Schaden4,6,14,15zeigen. Aufgrund dieser Erkenntnisse hat Interesse in diesem Bereich in den vergangenen fünf Jahrzehnten zugenommen. Aber erst kürzlich haben Sie Studien begonnen, quantifizieren Kunststoff Schutt, besonders mikroplastik in Süßwasser-Systemen, wie Flüsse und Seen, oder die Auswirkungen auf Organismen, die in diesen Lebensräumen12,16wohnt, 17,18. Flüsse sind eine wichtige Quelle für Kunststoff Trümmer im Meer gefunden, wie sie erhalten Abwasser Abwasser und Oberflächenwasser Abfluss, die mikroplastik und Macroplastics enthalten.

Das Protokoll hier kann verwendet werden, Microplastic Proben zu sammeln, wo die Treibnetze sind nicht möglich; insbesondere Treibgut in aquatischen Umgebungen mit hohen Konzentrationen von suspendierten Sedimenten und großen wie den Mississippi River. Einzugsgebietes des Mississippi River ist einer der größten der Welt und hat eine Bevölkerung von > 90 Millionen Menschen und ist wahrscheinlich damit eine der größten Quellen von Kunststoff Schutt auf dem Ozean19,20. Jedes Jahr den Mississippi River entlädt einen Durchschnitt von 735 Kilometer3 von Süßwasser in den Golf von Mexiko, zusammen mit hohen Konzentrationen von suspendierten Sedimenten (~ 60 bis > 800 mg/L) und großen Trümmer13,21. Wasserproben wurden an verschiedenen Orten entlang des Mississippi River und seinen Nebenflüssen in transluzenten 1 L Low-Density Polyethylen (PE) Container mittels einer peristaltischen Pumpe in zwei tiefen (d. h. Oberfläche und 0,6-Tiefe) gesammelt. Im Labor wurden Proben gefiltert mit Nylon-Mesh-Siebe und gemischte Zellulose Ester Membranfilter gleichzeitig mit einem maßgeschneiderten 63,5 mm (2,5 Zoll) Polyvinylchlorid (PVC) Zylinder mit Fugen, Siebe und Filter22einzufügen. Die Einbeziehung der PVC-Gewerkschaften in der Luftfiltration Gerät ermöglicht für die Filtration durch so viele oder so wenige partikelgrößenklassen wie gewünscht. Darüber hinaus kann verwendet werden, um Microplastic Schutt bis Sub-Mikrometer-Größen mit Membranfilter, bei der Untersuchung von synthetischer Fasern zu erfassen. Sobald gefiltert, Proben wurden getrocknet und vermuteten Kunststoffe wurden identifiziert und aus dem Netz Siebe und Membranfilter unter einem Stereomikroskop sortiert. Mutmaßliche Kunststoffe wurden dann untersucht mit Mikro-gedämpft totale Reflexion Fourier-Transform-Infrarot-Spektroskopie (Mikro ATR-FTIR) zur Beseitigung von nicht-synthetische Materialien oder Polymertyp zu bestimmen. Angesichts der Größe der Microplastic Partikel und Fasern ist die Verschmutzung an der Tagesordnung. Kontaminationsquellen sind atmosphärische Deposition, Kleidung, Feld und Laborgeräte sowie deionisiertes (DI) Wasser Quellen. Mehrere Schritte sind im gesamten Protokoll zur Verringerung der Kontamination aus verschiedenen Quellen während der Durchführung alle Phasen der Studie enthalten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Wasser Musterkollektion

  1. Wasserproben zu sammeln und Wasser Qualitätsdaten von Interesse mit dem Boot, wo der Fluss gut gemischt, im Idealfall an Standorten ist dem Fluss Bühne oder Entladung (z. B. United States Geological Survey (USGS) Messstationen) bekannt ist. Führen Sie 20 um sicherzustellen, dass das Wasser gut gemischt ist, das Boot mit einem handheld Meter mitten im Fluss, wo die Leitfähigkeit relativ konstant bleibt.
  2. In der Probenahmestellen, Rekord Positionskoordinaten und Tiefe. Um die 0,6-Tiefe zu finden, einfach multiplizieren Sie die Gesamttiefe mit 0,6. Wasserwerte Qualität Messen von Interesse (z.B., Trübung, Temperatur, Leitfähigkeit, pH-Wert und gelösten Sauerstoff (DO)) mit einem handheld Messgerät. Um die Parameter zu messen, Pumpen Sie probenwasser aus der gewünschten Tiefe in einem breit-Mund-Container mit der peristaltischen Pumpe und sofort die Messungen (Schritt 1.5).
  3. Verwenden Sie eine Peristaltische Pumpe mit Schlauch, Proben von der Oberfläche und 0,6-Tiefe erhalten. Die Pumpe für die gegebenen Tiefe die korrekte Schlauchlänge zuordnen.
    1. Wegen der starken Strömungen in Flusssystemen legen einer 6,4 mm geschweißt-Kette auf der Pumpenschläuche mit Kabelbinder um zu helfen, Gewicht des Schlauchs. Am Ende der Kette legen Sie ein Gewicht oder Zement zu blockieren, weiteres Gewicht der Kette und Schlauch Montage.
      Vorsicht: Befestigen Sie den Gewicht oder Zement-Block nicht direkt an der Pumpe Schlauch.
  4. Legen Sie das Abwasser Ende des Schlauchs über das Boot Rand weg von Kleidung, die Fasern werfen könnte. Senken Sie langsam das Zulauf Ende des Schlauches auf die gewünschte Tiefe (d. h. die Oberfläche oder 0,6-Tiefe). Führen Sie die Pumpe in umgekehrter Richtung zu bereinigen die Schläuche mit Luft mindestens 30 s. Kehren Sie nach Luft, spülen die Pumpe und spülen Sie den Schlauch mit probenwasser aus der gewünschten Tiefe während das Wasser aus dem Boot oder in einen Abfallbehälter entleert. Die Pumpe zu stoppen, nachdem der Schlauch mindestens 30 wurde gespült hat s.
  5. Spülen Sie die Behälter für Wasser Qualitätsmessungen dreimal mit probenwasser dumping das Spülwasser jedesmal verwendet. Einmal gespült werden, füllen Sie den Behälter mit probenwasser und Messen Sie die Wasser Qualitätsparameter von Interesse mit einem handheld Messgerät (Schritt 1.2).
  6. Sammeln Sie eine Teilstichprobe Microplastic, indem man das Rohr Abwasser in einen beschrifteten, 1 L-Behälter, der vorab gespült mit mindestens 250 mL VE-Wasser dreimal wurde. Spülen des Behälters zusätzliche dreimal mit dem probenwasser verwerfen das Spülwasser jedes Mal. Sobald der Microplastic Behälter gespült wird, füllen Sie es mit der Probe.
  7. Mit der gleichen Peristaltische Pumpe-Methode, die in Schritt 1.6 beschrieben, sammeln Sie eine Teilstichprobe für insgesamt Schwebstoffe (TSS) in einer beschrifteten, 250 mL-Flasche, die vorab gespült mit mindestens 100 mL VE-Wasser dreimal wurde. Spülen Sie die Flasche drei weitere Male mit probenwasser, verwerfen das Spülwasser jedes Mal. Sobald die TSS-Behälter gespült wird, füllen Sie es mit der Probe.
  8. Bereich Triplicates und Rohlinge mindestens einmal pro Tag im Feld zu sammeln, in der gleichen Weise beschrieben Schritte 1,6-1,7 Kontrollzwecken Qualität/Qualitätssicherung (QA/QC). Um ein leeres Feld zu sammeln, bringen Sie zwei 1 L Container DI Wasser auf das Feld. Öffnen Sie nach Bereinigung der Pumpenschläuche mit Luft den ersten Container DI Wasser und spülen Sie die Pumpenschläuche mit der in Schritt 1.4 beschriebenen Methode. Sobald der Schlauch gespült wird, öffnen Sie den zweiten Container DI Wasser und Pumpen Sie es in einen leeren Behälter 1 L und eine 250 mL Flasche für Microplastic und TSS Rohlinge, beziehungsweise.
  9. Speichern Sie die Microplastic und TSS Teilproben auf Eis, bis zu seiner Rückkehr ins Labor, wo werden sie bei-20 ° C gespeichert, bis sie verarbeitet werden.
    Vorsicht: Stellen Sie sicher, einige Kopfraum in den Probenbehälter zu verlassen, so dass sie nicht durch Eis Ausbau, beim Einfrieren beschädigt sind.
    Hinweis: Das Protokoll kann hier angehalten werden.

(2) TSS-Bestimmung

  1. Verwendung United States Environmental Protection Agency (USEPA)-Methode 160,2 TSS mit 250 mL Teilproben bestimmen im Feld23gesammelt. Vergleichen Sie die berechneten Werte der TSS mit den gesamten Kunststoffen gefunden.

3. Microplastic Filtration Gerätemontage

  1. Spülen Sie die Filtration Gerät und Nylon Mesh Siebe (Abbildung 1) dreimal mit mindestens 250 mL VE-Wasser. Legen Sie Netz Siebe gewünschte Porengrößen (z. B. 50 µm, 100 µm, 300 µm, 500 µm) in jede Gewerkschaft gemeinsam mit Pore abnehmender Größe von oben nach unten von der Luftfiltration Gerät (Abbildung 1A). Versiegeln Sie jede Gewerkschaft gemeinsame fest um auslaufen zu verhindern.
  2. Falten Sie die gemischten Zellulose Ester Membran Filter (142 mm Durchmesser) des gewünschten Pore Größe(n) (z. B. 0,45 µm) in eine Kegelform und legen Sie es in der Filtration Gerät:
    Hinweis: Faltung der Membranfilter bieten mehr Fläche um zu verhindern, verstopfen des Filters.
    1. Die Membranfilter mit VE-Wasser nass. Während Feuchtigkeit Falten Sie die Membranfilter in eine konische Form mit einem Durchmesser, der in der Luftfiltration Gerät passt. Falten Sie eine kleine Lippe entlang der Kante des Kegels auch, so dass es über den oberen Teil der Union gemeinsame (Abbildung 1 b) passt.
      Vorsicht: Die Membranfilter muss nass sein, vor dem zusammenklappen um Risse zu vermeiden.
    2. Ort der Edelstahl Netz Korb in die letzte gemeinsame Union (Abbildung 1). Legen Sie vorsichtig den kegelförmigen Membranfilter in den Korb (Abbildung 1). Falten Sie die Lippe der Membranfilter über den Rand der gemeinsamen Union.
      Hinweis: Netz Korb unterstützen den Filter und Bruch reduzieren, sobald ein Vakuum angelegt worden.
  3. Statt einem Mesh Sieb mit der kleinsten gewünschten Porengröße (z. B. 50 µm) auf die Membranfilter in der letzten Union gemeinsame in Abbildung 1zu sehen.
    Hinweis: Halten Sie die Membranfilter bei der Filtration wird das zusätzliche unterstützen.
  4. Sobald alle Fugen dicht verschlossen sind, befestigen Sie den Schlauch von der Spitze des Kolbens Filterung auf der Basis der Luftfiltration Gerät. Dann befestigen Sie den Schlauch von der Seite der Filterung Küvette zur Vakuumpumpe wie in Abbildung 2dargestellt.

Figure 1
Abbildung 1 : Montage des Gerätes Filtration. (A) der Luftfiltration Gerät indem man Netz Siebe der gewünschten Porengröße in den oberen Fugen montiert ist. (B) die gemischte Zellulose Ester Membran Filter müssen in einem kegelförmigen, den Durchmesser der Luftfiltration Gerät passen gefaltet werden; der Kegel gehören eine kleine Lippe über den Rand der gemeinsamen Union passen, um den Filter im Ort zu sichern. (C) A Netz Korb befindet sich in der Union um die Stabilität der Membranfilter hinzufügen. (D) die gefalteten Membranfilter wird hinzugefügt, um das Netz Korb und die kleinste Maschenöffnung Sieb befindet sich oberhalb der Membranfilter. (E) die fertig montierten Luftfiltration Gerät. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2 : Montage der Filter Flasche und Pumpe. Eine Filterung Flasche ist die Filtration Gerät Vakuumadapter mit einer klaren Vinyl-Schlauch befestigt. Die Filterung Flasche ist dann die Vakuumpumpe beigefügt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

4. Probe Filtration

  1. Sammeln Sie Ausrüstung Leerzeichen vor der Filtration jedes Mal, wenn das Gerät montiert ist. Spülen Sie das Gerät dreimal mit mindestens 250 mL VE-Wasser, bevor der Rohling gesammelt wird. Diese Rohlinge sind mithilfe der Anleitung in Schritten 4.2-4.4 gesammelt.
  2. Schalten Sie die Vakuumpumpe. Stellen Sie sicher, dass der Druck von der Vakuumpumpe nicht 127 mm Hg übersteigtoder die Membranfilter reißen könnte.
    Vorsicht: Abhängig von der Durchflussmenge des probenfiltration könnte Druck im Inneren der Luftfiltration Gerät steigen, wenn Sediment Netz Siebe oder Membranfilter verstopft. Dies kann möglicherweise zu einem Bruch in der Membranfilter führen, bevor Sie eine Lesung von 127 mm Hg erreicht. Beobachten Sie aus diesem Grund den Druck genau, wie es eventuell unter 127 mm Hg auf Basis von Probe zu Probe angepasst werden.
  3. Verwenden Sie einen 500 mL graduierte Zylinder, dreifach mit mindestens 250 mL VE-Wasser, gespült, um das Gesamtvolumen der Probe zu messen. Zeichnen Sie das Volumen und übertragen Sie die Probe von den Messzylinder auf die Filtration Gerät.
    Vorsicht: Abhängig von der Größe der Wasserprobe und die Filterung Kolben müssen die Filterung Küvette mehrmals beim probenfiltration entleert werden.
    1. Um die Filterung Flasche zu leeren, schalten Sie die Pumpe und trennen Sie die beiden Schläuche aus der Flasche. Leeren Sie die Flasche in einen separaten Abfallbehälter.
      Vorsicht: Halten Sie die gefilterte probenwasser, bis die gesamte Probe gefiltert wurde und es bestätigt wird, dass die Membranfilter intakt ist.
    2. Um die Filtrationszyklus fortzusetzen, schließen Sie die Schläuche in den Filter Kolben wie in Schritt 3.4 beschrieben, und schalten Sie die Pumpe.
  4. Sobald die gesamte Probe gefiltert wurde, spülen Sie den Probenbehälter und Messzylinder dreimal mit mindestens 250 mL VE-Wasser. Nach jedem spülen Filtern Sie das Wasser zum Spülen Sie den Behälter und Messzylinder um sicherzustellen, dass alle Partikel herausgefiltert wurden.

5. Microplastic Filtration Gerät zerlegen

  1. Spülen Sie die Wände der Luftfiltration Gerät dreimal mit mindestens 250 mL VE-Wasser um sicherzustellen, dass alle Partikel gefiltert worden und keiner auf die Filtration Gerät bleiben.
  2. Schalten Sie die Vakuumpumpe, dann vorsichtig Schrauben Sie ab und lösen Sie die erste Gewerkschaft. Schalten Sie die Pumpe wieder ein und verwenden Sie eine Flasche DI Wasser waschen, spülen Sie die Kanten des union Gelenks. Waschen Sie Partikel an den Rändern der Sieb in der Mitte, um sicherzustellen, dass sie alle gesammelt.
  3. Schalten Sie die Pumpe aus und entfernen Sie das Sieb vorsichtig mit sauberen Pinzette, und achten Sie nicht auf die Partikel auf der Oberfläche der Sieb berühren. Legen Sie das Sieb in eine überdachte Petrischale und bei 60 ᵒC für 24 h trocknen. Nach dem Trocknen können Proben gelagert werden, bis Analyse beginnen kann.
  4. Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.3 für jedes union Gelenk Gehäuse ein Sieb.
  5. Wiederholen Sie für die letzten Union gemeinsame, die Sieb und Membran Siebfilter beherbergt die Schritte 5.1-5.3 für das Sieb.
    Vorsicht: Seien Sie vorsichtig beim Spülen die Sieb wie Probe verloren gehen kann, wenn unter dem Membranfilter gespült.
  6. Schalten Sie die Vakuumpumpe ein und spülen Sie die Kanten mit einer DI-Wasser-Waschflasche Membranfilter. Waschen Sie Partikel an den Rändern der Membranfilter, in der Mitte, um sicherzustellen, dass die vollständige Probe gefiltert wird. Vor dem Entfernen der Membranfilter, stellen Sie sicher, dass alles Wasser durchlaufen hat und dass kein Wasser auf seiner Oberfläche Bündelung ist.
    Vorsicht: Wieder, seien Sie vorsichtig beim Membranfilter spülen als Probe verloren gehen kann, wenn unter ihm gespült.
  7. Entfernen Sie vorsichtig und entfalten Sie Membranfilter mit der Zange zu. Legen Sie Membranfilter in eine Petrischale oder Folie Umschlag für seinen Durchmesser geeignet.
    Hinweis: Die Membranfilter muss feucht sein, während bearbeitet um Risse zu vermeiden.
  8. Trocknen Sie die überdachte Membranfilter im Backofen bei 60 ᵒC für 24 h. Nach dem Trocknen Lagern Sie Proben bis Analyse beginnen kann.
    Hinweis: Das Protokoll kann hier angehalten werden.

(6) Partikel Analyse

  1. Lassen Sie das Sieb oder Membran filter in der Petrischale und nur den Deckel um Prüfung der Probe für mikroplastik zu beginnen. Dadurch wird sichergestellt, dass wenn Partikel aus den Siebfilter Sieb oder Membran fallen, die bleiben sie in der Petrischale, die nach analysiert werden, alle Partikel aus dem Mesh Sieb oder Membran-Filter entfernt werden.
  2. Prüfen Sie den Siebfilter Sieb oder Membran unter einem Stereomikroskop (14-90 X Vergrößerung), vermutete Kunststoff Partikel und Fasern zu identifizieren. Verwenden die folgenden Kriterien bei der Ermittlung des mutmaßlichen Kunststoffe: keine Zellstruktur Fasern sind gleich Dicke der gesamten und Partikel sind nicht glänzend24.
  3. Entfernen Sie alle verdächtigen Kunststoffe aus dem Mesh Sieb oder Membran Filter und legen Sie sie in einen Sammelbehälter mit 70 % igem Ethanol. Notieren Sie die Farbe und Form (z. B. Feinstaub, Faser, Film, etc.) von jedem Verdacht Kunststoff.
  4. Sobald alle vermuteten Kunststoffe sind aus dem Mesh Sieb oder Membran-Filter entfernt und quantifiziert, untersuchen Sie, Deckel und Boden der Petrischale nach Schritte 6.2-6.3.
  5. Nach dem Netz Sieb oder Membranfilter und Petrischale geprüft worden und alle vermuteten Kunststoffe entfernt und quantifiziert, legen Sie die Partikel oder Fasern aus den Sammelbehälter auf einer 12-Slot Aluminium beschichtete Folie für Analyse mit einem Mikro ATR-FTIR.
    Hinweis: Es ist nicht immer möglich, jeden Verdacht Kunststoff auf der Mikro ATR-FTIR testen. Daher "strategisch wählen" die Menge, die die Ziele der Studie und Anomalien in der vermuteten Kunststoffe (z. B. eine hohe Anzahl von ähnlichen Fasern oder Partikel)25angesprochen werden. Testen Sie in einem allgemeinen Sinn, wie viele Kunststoffe wie möglich, aber nicht weniger als 20 % vermutet.
    1. Sobald Verdacht Kunststoffe mit Mikro ATR-FTIR analysiert werden, spektrale Datenbanken verwenden um festzustellen, ob eine gegebene Probe ist aus Kunststoff und wenn dies der Fall ist, bestimmen die Kunststoff Polymertyp.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Überprüfen die Verwertungsquoten dieses Protokolls, drei Proben (V1-V3) von Oso Bucht, waren Corpus Christi, Texas (angrenzend an der Texas A & M University-Corpus Christi-Campus), gespickt mit 10 blauen PE-Partikeln (im Bereich von 50-100 µm in Durchmesser) und 50 grüne Nylon-Fasern in verschiedenen Längen (Abbildung 3). Probe TSS war berechnete (Abschnitt 2) und dann die Proben mit den beschriebenen Abschnitte 3-5 Methoden gefiltert wurden. Die blauen PE-Partikel und grüne Nylonfasern wurden dann getrennt und quantifiziert (Tabelle 1). Andere Fasern und Partikel wurden auf dem Netz Siebe und Membranfilter, wahrscheinlich abgeleitet von der Oso Bucht Wasserprobe beobachtet. Im Durchschnitt wurden die PE-Partikel zu 100 % und 92 % der Nylon-Fasern geborgen. Ein Verlust der Fasern kann durch eine kleine Menge an Probenverlust während der Filtration oder falsche Identifikation sein.

Eine Ausrüstung leer war der Luftfiltration Gerät durch Filterung 1000 mL VE-Wasser erhoben. Diese Lücke wurde mit 100 µm und 50 µm Netz Siebe und ein 0,45 µm Membranfilter analysiert. Insgesamt 7 Fasern (blau und klar) fanden sich in der Anlage leer. Diese Verunreinigung hätte von der Filtration Gerät, Laborgeräte, atmosphärische Deposition oder VE-Wasser. Allerdings waren die Fasern nicht ähnlich dem blauen PE-Partikel und grünen Nylon-Fasern verwendet, um die Proben zu spike.

Dieses Protokoll wurde erstellt, um Proben von der Mississippi Fluß Wasserscheide, einschließlich der Unterlauf des Mississippi River und Missouri River zu verarbeiten. Erste Analysen aus dem Mississippi River und Missouri River hatten durchschnittlich TSS 63 mg/L. Während die TSS-Werte der Oso Bucht in der Regel niedriger als in den Mississippi Fluß Wasserscheide beobachtet sind, wurde Sediment absichtlich gestört vor der Wassergewinnung, höhere Konzentrationen des suspendierten Sediment zu simulieren, die in großen Fluss auftreten können Systeme. Die durchschnittliche TSS in der Oso Bucht Proben war 1.865 mg/L, das ist ~ 30 mal höher als das TSS für den Mississippi River und Missouri River Proben berechnet. Die trüben Oso Bucht Proben vorschlagen erfolgreiche Filtration für Proben mit einer TSS von bis zu ~ 1.800 mg/L mit den beschriebenen Techniken hier.

Figure 3
Abbildung 3 : Partikel und Fasern für Prozent Erholung Validierung verwendet. Bild von zwei blauen PE-Partikeln und zwei grünen Nylon-Fasern in einer Vielzahl von Größen verwendet, um die Validierung Proben aus Oso Bucht in Corpus Christi, Texas spike. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Probe TSS (g/L) 0,45 μm 50 μm 100 μm Insgesamt % Erholt
Fasern Partikel Fasern Partikel Fasern Partikel Fasern Partikel Fasern Partikel
V1 4.663 1 0 18 0 31 10 50 10 100 100
V2 0 0 21 0 28 10 49 10 98 100
V3 0 0 27 0 14 10 41 10 82 100

Tabelle 1: Ergebnisse aus der Validierung Proben. Eine festgelegte Anzahl von blauen PE-Partikel und grünen Nylon-Fasern wurden Proben aus Oso Bucht in Corpus Christi, Texas, zur Validierung der Filtration Gerät und Analyse-Protokoll hinzugefügt. Drei Microplastic Validierung Proben (V1-V3) und eine TSS Probe wurden an der gleichen Stelle am Ufer des Oso Bucht. Die Fasern und Partikel wurden für jede Porengröße quantifiziert und insgesamt wurde für jede Validierung Probe berechnet. Mit der bekannten Menge an Fasern und Partikel verwendet, um die Proben und die Summe von jeder Probe erholt spike, errechnete die Prozent Erholung.

Das Protokoll wurde auch entwickelt, um Probe Flüsse aus zwei tiefen: die Oberfläche (der Fluss Tiefe mit der höchsten Geschwindigkeit) und 0,6-Tiefe (der Fluss Tiefe mit ca. Durchschnittsgeschwindigkeit für die gesamte Wassersäule). Proben aus dem Mississippi River und Missouri River (Tabelle 2) wurden gesammelt und analysiert, wie oben beschrieben. Um die Wirkung der Tiefe auf Microplastic Konzentration zu untersuchen, wurden die ersten und zweiten Proben an der gleichen Stelle (d. h. den Mississippi River in Alton, Illinois), aber in unterschiedlichen Tiefen. Um die möglichen Auswirkungen der Probenahme auf Microplastic laden zu untersuchen, wurden die ersten und dritten in der gleichen Tiefe aber an verschiedenen Standorten (d. h. den Mississippi River in Alton, Illinois und Missouri River über Saint Louis, Probenahme (Missouri). Beispiele für die Fasern und Partikel gefunden in den vorläufigen Mississippi Fluß Bassin Proben sind in Abbildung 4dargestellt.

Lage USGS-Messung-Station Tiefe Trübung TSS Fasern Partikel Fasern Partikel Fasern Partikel Fasern Partikel Insgesamt Faser /-Diagnostik Verhältnis
0,45 mm 50 mm 100 mm Insgesamt
m NTU g/L # / L
MS; Alton, IL USGS 05587498 0 38,3 0.063 80 0 126 1 54 1 260 2 262 130
MS; Alton, IL USGS 05587498 20.1 61,4 0.090 191 0 151 5 195 1 537 6 543 90
MO; Unteren Columbia, MO USGS 06935965 0 30,8 0,036 122 4 57 0 37 0 216 4 220 54
MS = Mississippi Fluß; MO = Missouri River

Tabelle 2: Mississippi Fluß Wasserscheide Erhebung und Analyse von Beispieldaten. Vorläufige Proben wurden in der Nähe von USGS Messstationen an den Mississippi River und Missouri River gewonnen. Tiefe (m), Trübung (NTU) und TSS (mg/L) wurden für jeden Standort gemessen. Proben wurden gefiltert und im Anschluss an dieses Protokoll analysiert. Fasern und Partikel wurden quantifiziert für 50 µm und 100 µm Porengröße mesh-Siebe sowie ein Membranfilter 0,45 µm. Aufgrund mangelnder Materialien auf ein 500 µm-Sieb aufgefangen ist diese Größe von vorgestellten Ergebnisse ausgeschlossen.

Figure 4
Abbildung 4 : Beispiel Partikel und Fasern in vorläufige Proben von der Mississippi Fluß Wasserscheide gefunden. Bilder von Fasern und Partikel in einer Stichprobe (Tabelle 2) von der Oberfläche des Flusses Mississippi an Alton, Illinois quantifiziert. (A) Bild von zwei blauen Fasern, die in der Größe auf ein Membranfilter 0,45 µm reichen. (B) Darstellung von einem roten Feinstaub und verschiedenen Fasern auf einem 50 µm-Sieb gefunden Bereich in Farbe, Größe und Form der mikroplastik in Einzugsgebietes des Mississippi Rivers gefunden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Microplastic-Sammlung mit Treibnetzen ist die konventionelle Methode in Umgebungen wie der Ozean, wo Sediment und Kunststoff-Konzentrationen niedrig, so dass große Probenvolumina sind. Allerdings sind Treibnetze nicht immer praktische oder sicher in Flüssen mit hoher Sedimentfracht und großen schwimmenden oder unter Wasser Schmutz. Darüber hinaus ist es nicht möglich, ein Treibnetz zu verwenden, wenn Sie versuchen, gründlich zu erfassen und zu quantifizieren, Microplastic Materialien, insbesondere Fasern, wie die meisten Netze verwendet für Kunststoff Umfragen Mesh haben Größen ≥300 µm. Das Protokoll in diesem Dokument beschriebenen ermöglicht Probenahme in Gewässer mit hoher Sedimentfracht und auch erlaubt die Erfassung von mikroplastik < 300 µm im Durchmesser. Die Methode und die damit verbundenen Filtergerät sind vielseitig und können spezifische Projektanforderungen angepasst werden. Darüber hinaus werden mit diesem Protokoll gewonnenen Daten helfen entwickeln Strategien zur Verbesserung der Wasserqualität und messen die Effektivität dieser Strategien, wie die jüngsten Microbead Verbot26.

Diese Methode ermöglicht die Steuerung der Probe Sammlung Tiefe, Volumen Input und Trennung der mikroplastik in Größenklassen unter Berücksichtigung der verschiedenen Quellen der Verunreinigung. Einsatz einer peristaltischen Pumpe erlaubt dem Benutzer, Proben in jeder gewünschten Tiefe zu sammeln, durch Anpassung der Länge der Pumpenschläuche. Benutzer können das Probenvolumen mit dem Einsatz des Gerätes Filtration leicht steuern, während die abnehmbare union Beschläge Anpassungen im Filtermaterial ermöglichen und pore Größen um Variablen Durchmessern und Konzentrationen von Kunststoff unterzubringen. Wir fanden, dass eine Stichprobengröße von 1 L ideal zur Quantifizierung der mikroplastik in der Mississippi Fluß Wasserscheide aus mehreren Gründen. Zuerst in 1 L Wasser fanden wir, dass gab es mehrere hundert verdächtige Fasern und Partikel. Zweitens verlangsamt die hohe Sediment Massen in Proben mit einem Volumen größer als 1 L Filtern erheblich. Drittens könnte mehr Filter mal zu größeren Labor-Kontamination führen. Luftfiltration Gerät und die Fähigkeit zur Anpassung leicht an unterschiedliche Projekt braucht erleichtern die Erhebung und Analyse von Microplastic Ablagerungen im Sub-Mikrometer-Größen, die ist besonders hilfreich, wenn synthetische Fasern zu studieren.

Die Einbeziehung der Fugen erleichtert die Entfernung von Mesh Siebe oder Membran Filter zwischen Filtration Zyklen erfordert jedoch, dass Gelenke fest versiegelt werden und sorgfältig dafür Netz Siebe und Membranfilter sitzen richtig, das verhindert den Verlust der Probe ( Abschnitte 3 und 5). Um zu verhindern, reißen oder Risse, die Membran Filter muss feucht sein, bevor Sie anfassen, aber trocknen vor der Mikroskop-Analyse. Bersten kann in die Membranfilter auftreten, bevor der Pumpendruck 127 mm Hg (Schritte 4.2), vor allem in Proben mit hohen Sediment Volumen erreicht. Daher der Druck muss sorgfältig beobachtet werden und nach Bedarf anpassen.

Obwohl das Protokoll für die Verwendung der Luftfiltration Gerät Probleme im Zusammenhang lindert mit der Bereitstellung von Treibnetzen wie Verstopfung des Netzes mit suspendierten Sedimenten, erhöht sich die Probenverarbeitung in das Lab, das erhöht die Chancen auf Verunreinigungen. Zu verringern oder zu beseitigen mögliche Verschmutzung von Probenbehandlung, muss alle Geräte gründlich mit ausreichenden Mengen an DI Wasser dreimal und Rohlinge müssen jedes Gerät (z. B. Peristaltikpumpe, Luftfiltration Gerät entnommen werden gespült werden Auffangbehälter) in der gesamten Stichprobe Erhebung, Verarbeitung und Analyse. Jede Umgebung leer wird dann gefiltert und analysiert mithilfe des Protokolls, die in den Abschnitten 4 bis 6 dargelegt. Die Verwendung von ein Ultrareines Wasser-Filtersystem könnten mögliche Verschmutzung von VE-Wasser zum Spülen und Rohlinge verwendet reduzieren.

Im Labor sollte mindestens 20 % der Proben von zwei Individuen zur konsequenten Kunststoff Identifizierung analysiert werden. Öffnen Sie während der Filtration und Analyse im Labor Petri Gerichte als Lab-Rohlinge dienen können und für die Dauer des Bezugszeitraums in den ausgewiesenen Bereichen platziert werden. Jedes Labor-Rohling wird dann unter Verwendung des Protokolls in Abschnitt 6 analysiert werden. Zur Vermeidung von Kontamination durch atmosphärische Deposition decken Sie alle Geräte mit Alu-Folie nach dem Waschen mit VE-Wasser.

Die Verwendung einer peristaltischen Pumpe und maßgeschneiderte Microplastic Luftfiltration Gerät in diesem Protokoll erlaubt Benutzern, Proben in Umgebungen mit hohen Konzentrationen von suspendierten Sedimenten zu sammeln. Darüber hinaus dieser Methode können Benutzer zu erfassen und zu quantifizieren, Microplastic Schutt < 300 µm, speziell Mikrofasern. Die Prozent Erholung für dieses Protokoll wurde gemessen, um 100 % und 92 % für PE-Partikel und Nylonfasern, betragen, zeigt relativ hohe Verwertungsquoten. Vorläufige Proben wurden in der Mississippi Fluß Wasserscheide auch unter Verwendung dieses Protokolls wo 1 L Proben durchschnittlich > 200 mikroplastik in verschiedenen Größen (0,45-500 µm), Form und Farbe. Dieses Protokoll wird ähnliche Studien auf das Schicksal, Effekte und Quellen der mikroplastik führen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgments

Das Projekt für das dieses Protokoll gegründet wurde wurde von der National Oceanic and Atmospheric Administration (NOAA) Marine Debris Program (# NA16NO29990029) finanziert. Wir danken Miles Corcoran am nationalen große Flüsse Research and Education Center (NGRREC) in Alton, Illinois, für Hilfe bei der Auswahl und Boot Standortbetrieb. Feld und Labor Arbeiten wurden mit Hilfe von Camille Buckley, Michael Abegg, Josiah Wray und Rebecca Wagner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1L Cubitainer Containers, Low-Density Polyethylene VWR 89094-140 Containers used to collect and store samples.
2-1/2" Clear Schedule 40 Rigid PVC Pipe United States Plastic Corporation 34138 The PVC pipe used to make the device comes as an 2.43 m pipe. The pipe was then cut to the desired lengths for each section seperated by union joints. Section lengths were decided by predicting smaller pore sizes would clogg the device quicker. Longer sections were placed above the smaller pore sizes to collect and hold water to prevent needing to disassemble the device to change a filter while a sample remained in the device. For one filtration device one 18 in, one 12 in, and two 6 in peices are needed.
2-1/2" PVC SCH 40 Socket Union  Supply House 457-025 Union joints were glued to PVC pipe to house nylon sieves and mixed cellulose membranes.
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque Off-White, 12" Width, 12" Length, 500 microns Mesh Size, 38% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon CMN-0500-C/5PK-05 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 100 microns Mesh Size, 44% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1TB4 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 50 microns Mesh Size, 37% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1SGA Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Mixed Cellulose Ester Membrane, 0.45um, 142mm, 25/pk VWR 10034-914 Mixed cellulose membrane filter with 0.45 um was used as the last filter. A large diameter was used to allow the filter to be folded into a cone to increase surface area of the filter to prevent clogging. 
Metal Mesh Basket Tea Leaves Strainer Teapot Filter 76mm Dia 3pcs Uxcell via Amazon a15071600ux0260 The mesh basket used to provide extra support for the membrane filter to prevent tearing when pressure was applied by a vacuum pump.
1/2" PVC Barbed Insert Male Adapter Supply House 1436-005 A vacuum adapter was added to allow vacuum filtration in the case of slow filtration due to high sediment concentration.
1/2 in. O.D. x 3/8 in. I.D. x 10 ft. PVC Clear Vinyl Tube Home Depot 702229 Tubing used to connect the vacuum pump to the filtration device.
YSI Professional Plus Multiparameter Instrument with Quatro Cable YSI 6050000 Handheld meter used to measure additional water quality parameters parameters (e.g., turbidity, temperature, conductivity, pH, and dissolved oxygen (DO)).
2100P Portable Turbidimeter Hach 4650000 Handheld meter used to measure turbidity.
FEP-lined PE tubing Geotech 87050529 Tubing used with perestaltic pump to collect water samples from desired depths.
Geopump Peristaltic Pump Series II Geotech 91350123 Pump used to collected water samples.
MeiJi Techno EMZ-8TR Microscope Microscope.com EMZ8TR-PLS2 Microscope used analyze mesh sieves and membrane filters to quanitfy suspect microsplastics.
Nicolet iS10 FTIR Spectrometer Thermo Electron North America 912A0607 FTIR used to analyze suspect microplastics.
Nicolet iN5 FTIR microscope Thermo Electron North America 912A0895 FTIR microscope used to analyze suspect microplastics.
Germanium (Ge) ATR Thermo Electron North America 869-174400 Geranium ATR accessory used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum EZ-Spot Micro Mounts (Pkg of 5) Thermo Electron North America 0042-545 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum Coated Glass Sample Slides Thermo Electron North America 0042-544 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fowler, C. W. Marine debris and northern fur seals: A case study. Marine Pollution Bulletin. 18, 326-335 (2015).
  2. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: More than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at sea. PLoS One. 9, (12), e111913 (2014).
  3. Jambeck, J. R., et al. Marine pollution. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347, (6223), 768-771 (2015).
  4. Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine Pollution Bulletin. 62, (8), 1596-1605 (2011).
  5. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine Pollution Bulletin. 62, (12), 2588-2597 (2011).
  6. Browne, M. A., et al. Accumulation of microplastic on shorelines worldwide: Sources and sinks. Environmental Science & Technology. 45, (21), 9175-9179 (2011).
  7. Murphy, F., Ewins, C., Carbonnier, F., Quinn, B. Wastewater treatment works (WwTW) as a source of microplastics in the aquatic environment. Environmental Science & Technology. 50, (11), 5800-5808 (2016).
  8. Zubris, K. A., Richards, B. K. Synthetic fibers as an indicator of land application of sludge. Environmental Pollution. 138, (2), 201-211 (2005).
  9. Fendall, L. S., Sewell, M. A. Contributing to marine pollution by washing your face: Microplastics in facial cleansers. Marine Pollution Bulletin. 58, (8), 1225-1228 (2009).
  10. Gregory, M. R. Plastic 'scrubbers' in hand cleansers: A further (and minor) source for marine pollution identified. Marine Pollution Bulletin. 32, (12), 867-871 (1996).
  11. Bayo, J., Olmos, S., López-Castellanos, J., Alcolea, A. Microplastics and microfibers in the sludge of a municipal wastewater treatment plant. International Journal of Sustainable Development and Planning. 11, 812-821 (2016).
  12. McCormick, A., Hoellein, T. J., Mason, S. A., Schluep, J., Kelly, J. J. Microplastic is an abundant and distinct microbial habitat in an urban river. Environmental Science & Technology. 48, (20), 11863-11871 (2014).
  13. Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis (L.) to Carcinus maenas (L.). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
  14. Rochman, C. M., et al. Scientific evidence supports a ban on microbeads. Environmental Science & Technology. 49, (18), 10759-10761 (2015).
  15. Taylor, M. L., Gwinnett, C., Robinson, L. F., Woodall, L. C. Plastic microfibre ingestion by deep-sea organisms. Scientific Reports. 6, 33997 (2016).
  16. Mani, T., Hauk, A., Walter, U., Burkhardt-Holm, P. Microplastics profile along the Rhine River. Scientific Reports. 5, 17988 (2015).
  17. Morritt, D., Stefanoudis, P. V., Pearce, D., Crimmen, O. A., Clark, P. F. Plastic in the Thames: a river runs through it. Marine Pollution Bulletin. 78, (1-2), 196-200 (2014).
  18. National Park Servies. https://www.nps.gov/miss/riverfacts.htm (2017).
  19. United States Census Bureau. https://www.census.gov/geo/maps-data/data/tiger-data.html (2010).
  20. United States Geological Survey (USGS). https://waterdata.usgs.gov/nwis/rt (2016).
  21. Grimes, C. B. Fishery Production and the Mississippi River. Fisheries. 28, (8), 17-26 (2001).
  22. Talvitie, J., et al. Do wastewater treatment plants act as a potential point source of microplastics? Preliminary study in the coastal Gulf of Finland, Baltic Sea. Water Science and Technology. 72, (9), 1495-1504 (2015).
  23. United States Environmental Protection Agency (USEPA) Method 160.2: Residue, Non-filtereable (Gravimetric, Dried at 103-105C). (1971).
  24. Nor, N. H., Obbard, J. P. Microplastics in Singapore's coastal mangrove ecosystems. Marine Pollution Bulletin. 79, (1-2), 278-283 (2014).
  25. Woodall, L. C., Gwinnett, C., Packer, M., Thompson, R. C., Robinson, L. F., Paterson, G. L. Using a forensic science approach to minimize environmental contamination and to identify microfibres in marine sediments. Marine Pollution Bulletin. 95, (1), 40-46 (2015).
  26. S. 1424 - 114th Congress: Microbead-Free Waters Act of 2015. www.congress.gov (2015).
Probenahme, Sortieren und Charakterisierung Mikroplastik in aquatischen Umgebungen mit hohen abgehängte Sedimentfracht und große schwimmende Trümmer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).More

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter