Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Biology

Tvingade salivering som en metod att analysera vektor kompetens av myggor

doi: 10.3791/57980 Published: August 7, 2018
* These authors contributed equally

Summary

För effektiv kontroll av mygga borne virus överföring, är kunskapen av vektor potential respektive myggor av särskilt intresse. Vi beskriver Tvingad salivering som en metod att analysera vektor behörighetsområde Aedes albopictus och tre olika Culex taxa för överföring av zikavirus.

Abstract

Vector kompetens definieras som en mygga arter potential att överföra en moskitburen virus (mobovirus) till en vertebrate värd. Livskraftig viruspartiklarna överförs under en blodmjöl via saliv från en infekterad mygga. Tvingad salivering analyser tillåter att fastställa vektor potential utifrån enstaka myggor, undvika användning av djurförsök. Metoden är lämplig att analysera ett stort antal myggor i ett experiment inom en kort tidsperiod. Tvingad salivering analyser användes för att analysera 856 enskilda myggor fångade i Tyskland, inklusive två olika Culex pipiens pipiens biotyper, Culex torrentium samt Aedes albopictus, som var experimentellt infekterade med zikaviruset (ZIKV) och inkuberas vid 18 ° C eller 27 ° C i två och tre veckor. Resultaten indikerade avsaknaden av vektor kompetens av de olika Culex taxa för ZIKV. Däremot var Aedes albopictus mottagliga för ZIKV, men endast vid 27 ° C, med dataöverföringen klassar liknar en Aedes aegypti laboratorium koloni testas parallellt.

Introduction

I 2015, zikavirus (ZIKV), en moskitburen virus (mobovirus) tillhör familjen flavivirus, uppstod i Columbia och Brasilien och spred sig snabbt över Amerika och Karibien, orsaka en epidemi med anmärkningsvärda antalet associerade kliniska fall av mikrocefali och Guillain – Barrés syndrom1. Myggor av arten Aedes aegypti och Aedes albopictus anses de primära och sekundära vektorerna ZIKV2, men andra arter av släktet Aedes har också visat sig ha experimentella vektor kompetens3 . I motsats till Aedes arter är de flesta av de Culex arter testat hittills inte kan överföra virus4. Data för Culex quinquefasciatus tillhandahålls endast, ofullständiga resultat3. För närvarande saknas information om mygga vektor behörighet för ZIKV vid måttlig temperatur (< 20 ° C). Denna information är dock betydande för riskbedömningarna för möjliga uppslag till områden med tempererat klimat såsom Centraleuropa.

En behörig vektor för ZIKV är att förvärva, bevara, förstärka och slutligen överför viruset. Därför är testning mygga kroppar eller delar av organ, inklusive ben, midgut, huvud eller spottkörtlar, för ZIKV inte tillräckligt att fastställa vektor kompetens. Det är obligatoriskt att testa för infektiösa viruspartiklar inom släppt saliv. För att bedöma vektor kompetens, måste både infektionsfrekvensen (IR, antal ZIKV-positiv mygga organ per antal svullna myggor) och överföringshastighet (TR, antal myggor med ZIKV-positiv saliv per antal ZIKV-positiv mygga organ), vara bestäms. IRs av myggor kan enkelt analyseras av enkelt homogeniserande myggor följt av en transkriptas realtid polymeras-kedjereaktion (RT-qPCR) inriktning ZIKV. Dessutom kan infektionen karakteriseras ytterligare genom att bestämma den virala kopia nummer per mygga. Däremot bygger analysen av överföringshastigheter på detektion av livskraftiga viruspartiklar i saliv från enskilda myggor. Detta kan uppnås genom utfodring av infekterade myggor på mottagliga värddjur, följt av analysen av viremi i värd5. Men denna metod förlitar sig på lämplig modellorganismer och är kostsamma och begränsad av djurskydd förordningar. Undvika användning av försöksdjur för att analysera överföringshastigheter och minska kostnaderna, med blod droppar har varit konstgjorda åter matningssystem beskrivs6. Tester på enskilda skala kombinerat med ett stort antal individer är dock svårt och tidskrävande. Den första beskrivningen av en salivering-analysen i enskilda skala publicerades 19667 och under de senaste åren blivit Tvingad salivering experiment metoden för val att utvärdera vektor behörighetsområde myggor3,8 .

Baserat på vår vektor kompetens studie av centraleuropeiska myggor nyligen publicerade9, beskriver vi Tvingad salivering som rapporterats av Anderson et al. 8 med vissa ändringar. Denna metod tillåter hög genomströmning standardiserade experiment hög biosäkerhet nivå villkor (BSL-3) och omfattar identifiering av aktiv virus av cell kultur baserat analyser. De experiment som beskrivs här inkluderar 856 myggor. De var smittade med ZIKV av konstgjorda blodmjöl och därefter analyseras för förekomst av infektiösa viruspartiklar i saliven. Myggen införs i experiment som består två väletablerade laboratorium populationerna av Ae. aegypti och Culex pipiens pipiens biotyper molestus (Cx. s. molestus), samt fältet Fångad Culex pipiens pipiens biotyp pipiens (Cx. s. pipiens), Culex torrentium (Cx. torrentium) och två Ae. albopictus populationer. Med undantag för en av de två Ae. albopictus befolkningarna, som samlades in i Italien, samlades alla myggor i Tyskland.

Protocol

1. Förbered kvinnliga myggor

  1. Samla in myggor från en stor bur med hjälp av en insugningsventil (ungefärligt 400 myggor per stor bur).
  2. Söva myggor med koldioxid (CO2) för 7 s.
  3. Sortera 20 honor per plast injektionsflaska (Ø 50 mm × 100 mm).
    Obs: Om myggen vaknar, använda en annan 3 s co2.
  4. Svälta myggen över natten.

2. konstgjorda blodmjöl

Obs: Alla steg utförs BSL-3 villkor.

  1. Förbereda den smittsamma blodmjöl.
    1. Späd den virus materielen som koncentrationen av 1 x 108 plackbildande enheter (PFU) / mL.
      Obs: Lager koncentrationen var bestäms genom att utföra vävnadsodling infektion dos 50-metoden (TCID50) och beräknade av Spearman & Kärber algoritm10,11.
    2. Mix löpt ut blod (blod bevarande) från Blodbanken (inte lämplig för mänsklig längre, men användbar för myggor) med fruktos (8% lösning), filtermediat bovint serum (FBS) och fungerande lösning av virus beståndet (löpt ut mänskligt blod: fruktos: FBS: fungerande lösning = 5:3:1:1).
      Obs: Vi valde humanblod, eftersom detta är kända naturliga däggdjur värd för ZIKV.
  2. Frysa 140 µL av blodmjöl mix för vidare analys via TCID50.
  3. Utföra artificiell utfodring med olika utfodring metoder, beroende på Art:
    1. Aedes aegypti: Använd ett membran matningssystem för 30 min (1 mL per feeder).
    2. Culex spp.: ge smittsamma blodet via en bomullstuss pinne över natten och Värm inte upp blodet (300 µL per injektionsflaska).
    3. Aedes albopictus: två droppar (50 µL varje) av blodmjöl mixen i injektionsflaskan med plast och låt myggen foder för 2 h. Värm inte upp blodet.
      Obs: Myggor kommer att ligga i den första 15 min. Långvarig inkubationstiden är nödvändigt av säkerhetsskäl. Blodet droppar är tömd efter 2 h, således förorening risken minskas under sorteringen av fed myggor.
  4. Söva myggor med CO2 för 7 s.
    Obs: Om myggen vaknar, använda en annan 3 s av CO2.
  5. Sortera och räkna helt överfyllda myggen in i en ny injektionsflaska.
  6. Lägg en bomullstuss, mättad med fruktos (8% lösning) mellan injektionsflaskan och en plugg.
  7. Håll myggen på utsedda temperatur av 18 ° C eller 27 ° C i luftfuktighet på 80% för 14 eller 21 dagar.
  8. Mata myggor med fruktos-mättade bomullsrondeller. Fylla på varje 72 h med 1,5 mL fruktos (8% lösning) per injektionsflaska (upp till 20 myggor, beroende på utfodring Betygsätt, se steg 2.5).

3. tvingade salivering test på dag 14 eller 21

Obs: Alla steg utförs BSL-3 villkor.

  1. Utsäde 2 x 104 Vero-celler / per brunn i en 96 väl tallrik med 200 µL av odlingsmedium (Dulbecco´s modifierad eagle medium (DMEM) kompletteras med 3% FBS, 100 U/mL penicillin, 100 mg/mL streptomycin, 5 µg/mL amfotericin B, 2 mM L-glutamin 1% icke-essentiella aminosyror (NEAA), 1% natrium pyruvat).
  2. Förbereda salivering enheten:
    1. Placera en kvadrat glasskiva (20 × 20 cm) på bänken i en vinkel på 30°.
      Obs: Detta är nödvändigt på grund av undertryck i säkerhet labbet. Om plattan är horisontella eller vertikala, läcker vätska.
    2. Placera dubbelhäftande tejp ovanpå glasskivan.
    3. Roll modellering lera tills det når 0,5 cm i diameter och bifoga det vågrätt 1 cm från den dubbelhäftande tejpen.
    4. Skär av de första 0.3 cm av toppen av ett 10 µL filter tips.
      Obs: Det är klokt att förbereda detta innan experimentet utanför biosäkerhet laboratoriet.
    5. Fyll filtret tips med 10 µL fosfatbuffrad saltlösning (PBS, pH 7,4).
    6. Placera filtret på modellering lera med spetsen mot tejpen.
    7. Säkra de filter tips med lätt tryck.
  3. Förbereda myggor:
    1. Söva myggor med CO2.
    2. Ta bort ben och vingar för att immobilisera myggor.
    3. Fixa den levande Myggan organ på tejpen ovanför ett filter tips.
    4. Placera snabel försiktigt filtret spetsen.
    5. Kör salivering analysen för 30 min.
    6. Ta bort filter tips och kasta lera och tejp.

4. behandling av saliv

Obs: Steg 4.1 – 4.6.2 utförs BSL-3 villkor.

  1. Utvisa innehållet in i reaktionsrören som innehåller 10 µL av PBS.
  2. Blanda försiktigt och överför innehållet i brunnar av beredda 96 väl plattan med hjälp av en väl per prov.
  3. Inkubera plattan i 7 dagar vid 37 ° C med 5% CO2.
  4. Använd kikaren för att kontrollera cellerna för förekomsten av cytopatisk effekt (CPE).
  5. Om brunnen är positivt för CPE, skörda supernatanten genom pipettering 140 µL till en reaktionsröret för RNA-extraktion.
  6. Rena RNA med hjälp av en RNA extraktion kit.
    1. Mix 140 µL av supernatanten med 560 µL av AVL buffert (viral lyseringsbuffert) och inkubera i 10 minuter vid rumstemperatur.
    2. Tillsätt 560 µL etanol (96%) och vortex provet.
      Obs: Proven inaktiveras efter detta steg och kan släppas ut ur BSL-3 laboratoriet.
    3. Pipettera 630 µL av provet på en kolumn och centrifugera med 6 000 x g i 1 min.
    4. Kassera filtratet, Pipettera den återstående 630 µL på kolumnen och upprepa centrifugeringen.
    5. Tvätta RNA, bundet till membranet i kolumnen, genom att lägga till 500 µL av tvätt buffert 1 i kolumn och centrifugera vid 6000 x g i 1 min.
    6. Kassera samling röret och placera kolumnen i en ny samling tub. Tillsätt 500 µL tvätt buffert 2 och centrifugera vid 12500 x g i 3 min.
    7. Kassera samling röret och placera kolumnen i en 1,5 mL reaktionsröret.
    8. Tillsätt 50 µL av eluering buffert och inkubera i 1 minut vid rumstemperatur.
    9. Centrifugera vid 6000 x g i 1 min och sedan kasta kolumnen.
  7. Analysera proverna för ZIKV RNA via RT-qPCR.

5. behandling av mygga organ

Obs: Steg 5.1 – 5.5 utförs BSL-3 villkor.

  1. Ta bort organ av mygga och placera varje kropp i en reaktionsröret.
    Obs: Det är möjligt att pausa experimentet på denna punkt och förvara proverna vid-80 ° C.
  2. Tillsätt 500 µL av homogenisering media (DMEM utan någon supplementals) i reaktionsröret.
  3. Homogenisera kroppen med hjälp av stavmixer motor och använda en ny pistill för varje prov.
  4. Tillsätt 200 µL av Homogenatet i en 96-brunn-platta för rening.
    Obs: Det är möjligt att pausa experimentet på denna punkt och förvara proverna vid-80 ° C.
  5. Inaktivera plattan genom inkubation för 60 min vid 60 ° C.
  6. Rena RNA genom automatiserade nukleinsyra rening.
    Obs: Det är möjligt att pausa experimentet på denna punkt och förvara proverna vid-80 ° C.

6. analys

  1. Kvantifiera den Viral RNA kopior med RT-qPCR.
    Obs: RNA kopior var i genomsnitt över alla ZIKV-positiv mygga kroppar och utan inklusive ZIKV-negativa myggor.
  2. Beräkna IR, definierad som antalet ZIKV-positiv mygga organ per antal fed honor.
  3. Beräkna TR, definierad som antalet myggor med ZIKV-positiv saliv per antal ZIKV-positiv mygga organ. Överföringshastigheten kan inte beräknas för arter-temperatur kombinationer med ingen ZIKV-positivt organ.

Representative Results

Aedes aegypti är känd som en behöriga vektor för ZIKV minst under tropiska klimatförhållanden12. Därför använde vi Ae. aegypti som en positiv kontroll att fastställa analysen och analysera IRs samt TRs vid en inkubation temperatur på 27 ° C och en luftfuktighet på 80%. IR och TR definierades som tidigare beskrivs av Fortuna et al. 13. visade IR 50% och 72% och TR 42% och 31% på 14 till 21 dagar efter infektion (dpi), respektive målet utmanade Ae. aegypti (figur 1A och 1B). Därefter testades Europeiska myggor för ZIKV infektion och överföring med hjälp av såväl tropiska som tempererade klimatförhållanden.

Vid 27 ° C inkubation temperatur visade alla mygga arter ZIKV infektion vid 14 dpi samt 21 dpi, utom Cx. s. pipiens och Cx. torrentium individer, som var positivt med 14 dpi enbart. Alla Aedes arter visade högre IRs (mellan 50% och 72%) samt högre viral RNA-koncentrationen (106 upp till 109 RNA kopior-mosquito exemplar) i jämförelse med de olika Culex taxa, som avslöjade IRs mellan 0 % och 32% och virusbelastning 103 till 104 RNA kopior-mosquito exemplar. Alla Aedes arter visas ZIKV-positiv saliv (TR 13 – 42%), medan inga av de saliv proverna från de Culex taxa innehöll ZIKV (figur 1A och 1B). Intressant, överföringshastigheter på 21 dpi var liknande i Ae. aegypti och Ae. albopictus från Tyskland (30%), men var avsevärt lägre i Ae. albopictus från Italien (13%).

Inkubering av utmanade myggor på en dämpatemperatur av 18 ° C visade generellt lägre viruset laddar i Aedes arten (104– 106 RNA kopior/mygga) samt i de olika Culex taxa (102 –104 RNA kopior/mygga). Dock vid 18 ° C inkubation temperatur observerades överföring av ZIKV inte för någon av de mygga arter utredas.

Figure 1
Figur 1: dataöverföringen klassar av myggor experimentellt infekterade med ZIKV. Studieresultat för vektor kompetens ZIKV i olika mygga arter. Sex olika mygga taxa var infekterade med ZIKV och inkuberas vid 27 ° C eller 18 ° C för 14 (A) eller 21 (B) dagar. TR definieras som antalet myggor med ZIKV-positiv saliv per antal ZIKV-positiv mygga organ. Det totala antalet myggor undersökt var 856, med ett minimum av 30 personer för varje tid punkt-temperatur/mosquito taxa. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Det har tidigare visat att resultat som erhålls med Tvingad salivering är förenliga med klassiskt åter utfodring experiment6. Dock är åter utfodring experiment såväl i våra presenterade metoden av påtvingad salivering, det omöjligt att direkt bevis salivering aktivitet eller övervaka utgivningen av saliv. För att bevisa salivering aktivitet, prover kunde testas för andra komponenter som finns i saliven (t.ex., proteiner, kolhydrater, etc.). Dessutom skulle ytterligare qPCRs möjliggöra upptäckt av viral RNA kopior. Detta kräver dock dela av saliv prover för olika analyser, vilket kan begränsa känslighet i cell-kultur analysen vid mycket låga partikel nummer. Detta kan i sin tur leda till en underskattning av de beslutsamma överföringshastigheter.

För reproducerbara resultat är det nödvändigt att säkerställa att alla myggor överleva fram till slutet av experimentet. Detta styrs genom att visuellt övervaka aktiviteten kroppen rörelse av myggor. Att principen salivering analysen för en given mygga arter har dessutom testas genom utfodring kontroll virus som är kända för att överföras av denna specifika mygga art. Vice versa, har varje virus som införs i ett experiment som ska testas i en mottagliga mygga.

Tvingad salivering analyser har många fördelar. Kicken numrerar av myggor kan provas samtidigt på en enstaka exemplar som bas under kontrollerade standardiserade förhållanden utan konflikt med djurskydd förordningar9.

Metoden används av flera laboratorier. Exakta uppställningar kan dock variera, vilket kan leda till skillnader i resultaten mellan laboratorier. En kritisk komponent är kapillären att samla saliv, som kan vara gjorda av glas14 eller plast15. För att uppfylla de höga säkerhetsföreskrifterna av en biosäkerhet nivå 3 insectary, använde vi plast filter tips istället för glas kapillärer, vilket minskar risken för skador. Filter tips har dessutom den fördelen att den insamlade vätskan enkelt kan överföras med hjälp av en pipett.

Inställningen av påtvingad salivering analysen presenteras här baseras på två utredare arbetar tillsammans och dela arbetsuppgifter. Demobilisera av mygga utförs av en person, medan den andra förbereder samtidigt påtvingad salivering setup. Det avsevärt minskar hanteringstiden och minimerar risken av provet växling som att byta mellan demobilisering-arbetsplatsen och salivering-plattan är inte nödvändigt. Dessutom tillåter det att placera myggor på Tvingad salivering enheten omedelbart efter demobilisering. Denna ganska korta mygga Hanteringstid är avgörande för framgångsrik Tvingad salivering. Slutligen, myggor kan övervakas direkt för motilitet i hela hela experimentet.

Salivering analysen presenteras här används för att få insikter i vektor potential av mygga arter. Dock att besvara vissa andra särskilda frågor (t.ex., numrerar av myggbett som behövs för att infektera ryggradsdjur), djur experiment kan fortfarande krävas.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgments

Vi tackar Ella Weinert, Michelle Helms och Marlis Badusche för utmärkt teknisk assistans, Jessica Börstler för analyser av Culex myggor, Norbert Becker och Björn Pluskota för att tillhandahålla Aedes albopictus ägg och Olli Vapalahti för ger virus beståndet. ML stöddes av Leibniz samfundet; bevilja nummer SAW-2014-SGN-3.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Inject+matic Sleeper Inject+matic
Bugdorm-1 Insect Rearing Cage BugDorm Store
Drosophila cultivation tubes carl roth PK11.2 plastic vial for mosquitoes
Plug for drosophila cultivation tubes carl roth PK15.1
Constant climate chamber Binder KBF-240
Blood banked human blood, expired, not usable for medical application
Dumont-Pincette Electronic SS Dumont B40c
Vero cells BNITM
Flash light aspirator Bioquip 2809
double-sided adhesive tape no specific provider
Gammex Powder-free gloves with AMT Ansell for safety reasons necessary during work with pricks in the BSL3 laboratory
RealStar Zika Virus RT-PCR-Kit altona diagnostics 591013
MagMax Pathogen RNA/DNA Kit Thermo fisher scientific 4462359 RNA isolation of mosquito bodies
Qiamp viral RNA Mini Kit Qiagen 52906 RNA-Isolation of supernatant
filter tips (20 µL) Sarstedt 701,116,210 Cut the first 3 mm of the tip
hand motor mixer carl roth sold out
micro pestles for hand motor mixer carl roth CXH8.1
DMEM P0403550
L Glutamine Penicilin/Streptomycin PAN P0819100
Amphotericin B PAN P06-0110
Fructose carl roth 4981.5
Phosphate buffered saline PAN P04-36500
FBS PAN
Sodium Pyruvat PAN P0443100
MEM NAA PAN P0832100
Hemotek Feeder Hemotek PS6
Light Cycler Roche 480 II
Light Cycler Software Roche 480 SW 1.5.1
Modeling clay no specific provider
King Fisher Flex Purification System ThermoFisher scientific
Aedes albopictus eggs were collected in Freiburg, Germany
Binocular MOTIC SMZ-168
Binocular light MOTIC MLC-150C
CO2-Incubator Thermo scientific MIDI 40

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Musso, D., Gubler, D. J. Zika Virus. Clinical Microbiology Reviews. (3), 487-524 (2016).
  2. World Health Organization Regional Office for Europpe (WHO/Europe). No Title. Available from: http://www.euro.who.int/en/health-topics/emergencies/zika-virus/technical-reports-and-guidelines-on-zika-virus/zika-virus-technical-report.-interim-risk-assessment-for-who-european-region (2016).
  3. Epelboin, Y., Talaga, S., Epelboin, L., Dusfour, I. Zika virus: An updated review of competent or naturally infected mosquitoes. PLOS Neglected Tropical Diseases. 11, (11), e0005933 (2017).
  4. Aliota, M. T., Peinado, S. A., Osorio, J. E., Bartholomay, L. C. Culex pipiens and Aedes triseriatus Mosquito Susceptibility to Zika Virus. Emerging Infectious Diseases. (10), 1857-1859 (2016).
  5. Turell, M. J., Linthicum, K. J., Patrican, L. A., Davies, F. G., Kairo, A., Bailey, C. L. Vector competence of selected African mosquito (Diptera: Culicidae) species for Rift Valley fever virus. Journal of Medical Entomology. 45, (1), 102-108 (2008).
  6. Cornel, A. J., Jupp, P. G. Comparison of three methods for determining transmission rates in vector competence studies with Culex univittatus and West Nile and Sindbis viruses. Journal of the American Mosquito Control Association. 5, (1), 70-72 (1989).
  7. Hurlbut, H. S. Mosquito salivation and virus transmission. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 15, (6), 989-993 (1966).
  8. Anderson, S. L., Richards, S. L., Smartt, C. T. A simple method for determining arbovirus transmission in mosquitoes. Journal of the American Mosquito Control Association. 26, (1), 108-111 (2010).
  9. Heitmann, A., Jansen, S., Lühken, R., Leggewie, M., Badusche, M., Pluskota, B., et al. Experimental transmission of Zika virus by mosquitoes from central Europe. Eurovsurveillance. 22, (2), (2017).
  10. Hierholzer, J. C., Killington, R. A. Virus Isolation and Quantitation - Virology methods manual. (1996).
  11. Horzinek, R. W., Marian, C. Kompendium der allgemeinen Virologie. Zentralblatt für Veterinärmedizin R A. 32, (1-10), 480 (2010).
  12. Richard, V., Paoaafaite, T., Cao-Lormeau, V. -M. Vector Competence of French Polynesian Aedes aegypti and Aedes polynesiensis for Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. 10, (9), (2016).
  13. Fortuna, C., Remoli, M. E., Di Luca, M., Severini, F., Toma, L., Benedetti, E., et al. Experimental studies on comparison of the vector competence of four Italian Culex pipiens populations for West Nile virus. Parasites & Vectors. 8, 463 (2015).
  14. Weger-Lucarelli, J., Rückert, C., Chotiwan, N., Nguyen, C., Garcia Luna, S. M., et al. Vector Competence of American Mosquitoes for Three Strains of Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. Turell, M. J. 10, (10), (2016).
  15. Dubrulle, M., Mousson, L., Moutailler, S., Vazeille, M., Failloux, A. -B. Chikungunya virus and Aedes mosquitoes: saliva is infectious as soon as two days after oral infection. PLOS ONE. 4, (6), e5895 (2009).
Tvingade salivering som en metod att analysera vektor kompetens av myggor
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Heitmann, A., Jansen, S., Lühken, R., Leggewie, M., Schmidt-Chanasit, J., Tannich, E. Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. J. Vis. Exp. (138), e57980, doi:10.3791/57980 (2018).More

Heitmann, A., Jansen, S., Lühken, R., Leggewie, M., Schmidt-Chanasit, J., Tannich, E. Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. J. Vis. Exp. (138), e57980, doi:10.3791/57980 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter