Summary
Aquí presentamos un protocolo para visualizar estructuras finas de los nervios periféricos de obtención y tinción de secciones de 1-2 μm con toluidina azul
Abstract
Los nervios periféricos se extienden por todo el cuerpo, inervan los tejidos diana con axones motores o sensoriales. Debido a la amplia distribución, los nervios periféricos con frecuencia se dañan debido a trauma o enfermedad. Métodos y estrategias se han desarrollado para evaluar lesiones de nervios periféricos en modelos animales, la función y regeneración, análisis de la morfometría de los nervios periféricos se ha convertido en una medida esencial resultado terminal. La coloración del nervio Cruz azul de la toluidina secciones de secciones de resina incrustada del nervio es un método reproducible para la evaluación cualitativa y cuantitativa de los nervios periféricos, lo que permite la visualización del número de axones de morfología y grado de myelination. Esta técnica, como con muchos otros métodos histológicos, puede ser difícil de aprender y dominar mediante protocolos estándar escritos. La intención de esta publicación es por lo tanto acentúan protocolos escritos para la coloración de los nervios periféricos con videografía del método, con los nervios ciático de ratas azul de toluidina. En este protocolo se describe en vivo fijación del nervio periférico y colección del tejido y la fijación con tetróxido de osmio 2%, incrustación de nervios en la resina de epoxy y ultramicrótomo secciones de nervios a 1-2 μm de espesor. Secciones del nervio luego transfirieron a un portaobjetos de vidrio y teñidas con azul de toluidina, después de lo cual ellos son cuantitativa y cualitativamente evaluados. Se muestran ejemplos de los problemas más comunes, así como medidas para mitigar estos problemas.
Introduction
Los nervios periféricos se extienden por todo el cuerpo, inervan los tejidos diana con axones motores o sensoriales1. Defectos de los nervios periféricos causaron por trastornos y traumas representan un problema de salud pública importante y tiene grandes repercusiones económicas2,3. A pesar de los avances en la evaluación de los resultados de las lesiones de nervio periférico y la comprensión de la regeneración del nervio, los métodos tradicionales tales como nervio histología y técnicas de tinción son herramientas esenciales evaluar cualitativa y cuantitativamente la salud del nervio como una medida de resultado terminal en modelos animales o tejido humano suprimido. Esto a menudo es acompañado de medidas electrofisiológicas de la función de nervio periférico, donde morfometría puede revelar por qué regeneración nerviosa funcional hizo o no ocurrió.
Azul de toluidina tinción de secciones semi-delgadas periférica del nervio de resina incrustada es un método especializado de fibras de nervio myelinated, proporcionando la alta calidad de imagen y detalladas imágenes claras del nervio estructuras4,5,6 . Azul de toluidina es una tinción metacromática acidófilas, descubierta por William Henry Perkin en7de 1856 y ha sido utilizado en varias aplicaciones médicas8. Secciones de nervio periférico teñido de azul de toluidina de segmentos nerviosos embebido en resina permite la clara visualización de las estructuras nerviosas. Visualización de la estructura de la vaina de mielina puede ser mejorado por el uso de tetróxido de osmio posteriores a la fijación4,9. Tetróxido de osmio es un oxidante y los lípidos fijador agente tóxico que interactúa con los enlaces dobles en lípidos, resultando claramente definidas las envolturas de myelin ricos en lípidos10. Sin embargo, tetraóxido de osmio es tóxico, caro, requiere una incubación más larga de segmentos nerviosos y no se utiliza siempre.
Se han desarrollado métodos alternativos de procesamiento y tinción para visualización de la morfología del nervio periférico; Parafina, secciones criogénico y seccionamiento de nervio embebido en resina epoxi seguida de tinción con azul de toluidina o solución fenilenodiamina se ha utilizado para cuantificar los cambios morfológicos de la regeneración del nervio periférico 11,12 . Cada uno de estos métodos tienen sus ventajas y rendimiento de datos esenciales sobre el número de axones, mielina grosor, diámetro de axón y diámetro del axon myelinated fibra diámetro (cociente de g) 11,13,14,15 .
La principal distinción de la incrustación de resina en este protocolo es que facilita la obtención de secciones transversales de espesor de 1-2 μm debido a la dureza de la resina mientras que mantiene las cualidades histológicas del nervio. Estas secciones finas, en comparación con el 4-5 μm espesor secciones de parafina inclusión, proporcionan secciones periféricas del nervio con mayor resolución, lo que permite una cuantificación más precisa de la mielinización del axón, como la relación de g, que no puede ser obtenidos de las secciones más gruesas16. Mientras que la sección criogénica puede utilizarse para obtener secciones de 1-2 μm, ha sido nuestra experiencia que es más difícil obtener secciones sin numerosas fisuras grandes. Dichas secciones agrietadas pueden causar conteo inexacto del número de axones y aspectos del myelination.
Además de azul de toluidina17la coloración, una tinción método18 y tinción tricrómica de Masson4 de plata también puede utilizarse para demostrar axones nerviosos. Sin embargo, utilizando resina, incrustación de secciones del nervio mediano de rata teñido con hematoxilina y eosina o Masson trichrome mostró débil las envolturas de myelin y estructuras desconocidas, considerando que la tinción de azul de toluidina demostró imagen clara de la mielina y puede fácilmente ser cuantificados4. A pesar de algunas limitaciones, los nervios de toluidina azul de resina incrustada la coloración periférica es una técnica valiosa que puede utilizarse cuando se necesitan imágenes de alta resolución de la morfología del nervio.
La principal desventaja para la incrustación de resina es que consume mucho tiempo y no permite el immunostaining del tejido del mismo debido a la dificultad de recuperación de antígeno en comparación con la parafina y las secciones congeladas incrustado técnicas. Por lo tanto, no es generalmente posible utilizar el mismo tejido para la inmunotinción que se procesa mediante incrustación de resina para la tinción de azul de toluidina. Aunque no utilizado aquí, si se desea immunohistochemistry en resina secciones embebidas, el uso de metacrilato de glicol incorporar resinas permite immunohistochemistry ser realizadas en las secciones de tejido, pero es relativamente caro19. Esto puede mitigarse un poco cortando el nervio periférico en segmentos, algunos para incrustación de resina y otros para la inmunotinción directamente después de la fijación.
El proceso de tinción de toluidina azul de resina incrustados los nervios periféricos, como con el análisis histopatológico más, puede dividirse en cinco etapas, incluyendo fijación, deshidratación, inclusión, seccionamiento y tinción20. Aquí pretendemos proporcionar un protocolo y guía práctica para el uso de las secciones de nervio ciático de rata incrustado manchadas de resina con imágenes de alta calidad para la adquisición de azul de toluidina.
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Protocol
Ratas Sprague Dawley adultas fueron utilizadas en este proyecto y todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de uso y cuidado de los animales institucional Universidad de Wyoming.
1. cirugía y fijación del nervio Vivo
Nota: Información del vendedor para todos los materiales y equipos utilizados en el presente Protocolo se enumeran en la Tabla de materiales.
Nota: En vivo fijación del nervio se utiliza para preservar el tejido y reducir la degradación estructural que puede ocurrir entre el momento de la muerte y colección de los nervios. Fijación del tejido in vivo es una práctica estándar para preparación de tejido del sistema nervioso histología, donde la perfusión es a menudo un precursor a esto. La colocación y el tamaño de los nervios periféricos permitidos para la fijación in situ. No se recomienda recolección y fijación del tejido después de la eutanasia debido a la posibilidad de degradación de tejido.
- Preparar la rata para la anestesia general colocando en una cámara de inducción con isoflurano 2-3%, luego colocar la rata anestesia en la posición prona en la parte superior de una estera de disección y mantener 1-2% de isoflurano vía cono anestésica. Para garantizar la adecuada profundidad de la anestesia, animales para la retirada de pedal en los pies traseros de prueba y Compruebe la ausencia de los reflejos palpebrales en los ojos tocando el canto medial del ojo.
Nota: Inyección Intraperitoneal de la ketamina es una alternativa comúnmente usada para isoflurano inhalado. - Para exponer el nervio ciático, afeita el pelo de la hind limb(s) y limpie las áreas afeitadas con etanol al 70%. Con un bisturí o tijeras, haga una incisión de 2-3 cm en la piel a lo largo de las extremidades desde la rodilla hasta el trocánter mayor, donde la palpación del fémur con el bisturí estéril para asegurar la correcta ubicación de la incisión. El fémur se encuentra justo proximal al segmento más accesible del nervio ciático. A pesar de que esta es una cirugía no supervivencia, mantienen técnicas estériles.
- Después de hacer la incisión en la piel, localizar el plano entre el músculo bíceps femoral y el glúteo y con unas tijeras de microdisección separar la fascia subyacente y exponer 2-3 cm del nervio ciático subrayado. Para exponer una clara sección del nervio ciático, usar un retractor para ensanchar la brecha entre los dos músculos (figura 1A). Con finas pinzas y tijeras de iris, cuidadosamente separar el nervio que rodea el tejido conectivo, teniendo mucho cuidado de no comprimir o cortar el nervio.
- Añadir fijador de Trump suficiente (formaldehído al 4%, glutaraldehído al 1% en PBS 1 x (tamponada fosfato salino) 1,16 g de NaH2PO4· H2O / 100 mL) en la cavidad que contiene el nervio expuesto para cubrir el nervio y dejar reposar durante 10 minutos. Si necesario, lugar de gasa en las traseras de la pierna para mejorar el ángulo para que el fijador más puede añadirse en la cavidad. Retirar el fijador después de 10 min y repita este paso dos veces más.
- Utilizando un microscopio de disección, cortar los nervios de ambos lados con unas tijeras de disección fina, procurando no estirar o pellizcar el nervio ciático y poner inmediatamente las secciones del nervio en tubos de 15 mL que contiene fijador de Trump a 4 ° C durante una semana, cambiando el fijador cada 48 h.
- No descuide los animales durante cualquier parte del procedimiento quirúrgico. Después del retiro del nervio, eutanasia animales por dislocación cervical bajo anestesia.
2. el tetróxido de osmio tratamiento e incrustación de resina
- Post fijación, con cuidado quite cualquier resto grasa y los tejidos conectivos del nervio y use un bisturí afilado para cortar el nervio en segmentos de aproximadamente 5 mm de largo (nervio segmentos pueden ser separados y etiquetados en diferentes tubos). Preparar fresco el tetróxido de osmio 2% diluido en solución fijadora de Trump y guardar en un tubo de vidrio. Sumerja los segmentos nerviosos en tetróxido de osmio 2% durante 2 h, que puede ser en tubos de plástico para este corto periodo de tiempo.
Nota: Algunos tubos plásticos reaccionan con tetróxido de osmio, que causan un oscurecimiento de la solución, por lo que no se recomienda el almacenamiento prolongado de tetróxido de osmio en tubos de plástico. - Con una resina de incrustación kit mediano, preparar la fórmula final de empotrar:
- Mezclar el epoxi incrustar medio con solución DDSA (anhídrido dodecenylsuccinic; mezcla A) y mezclar el epoxi incrustar medio con solución NMA (anhídrido methylnadic; mezcla B). Que ambas mezclas A y B por lo menos 20 minutos la mezcla por agitación con un agitador magnético.
- Inmediatamente antes del uso, mezcla de A y B de la mezcla y agregar el acelerador DPM-30 (2,4,6-tris(dimethylaminomethyl)phenol) de la proporción de 1.5 a 2.0% del volumen total de la mezcla. Tenga en cuenta que se debe medir la solución DPM 30 precisamente para evitar que el bloque de color oscuro y quebradizo. Los productos químicos de la resina son tóxicos; tener especial cuidado para evitar contacto con la piel o inhalación.
- Utilizando tubos de 1,5 mL, lavar segmentos nerviosos con PBS e iniciar el proceso de deshidratación mediante la colocación de los segmentos del nervio en acetona/agua destilada diferentes pasajes del agua: 30%, 60%, 90%, las concentraciones de 10 minutos cada uno, entonces en acetona al 100% durante 10 minutos 3 veces. Tenga en cuenta que el etanol puede ser utilizado en lugar de acetona.
- Para infiltración de resina, poner 1 parte de acetona 100% por 30 min, luego en una mezcla de 2 partes de la mezcla final de empotrar y 1 parte de acetona 100% por 30 min y los segmentos del nervio en una mezcla de 1 parte de la mezcla final de empotrar , y finalmente lugar el nervio segmentos en la final incorporar mezcla durante 30 minutos.
- Poner los segmentos nerviosos en caucho de silicona moldes de inclusión (han utilizado la longitud 106 mm x 71 mm de ancho x 7 mm de profundidad; bloquear tamaño 11 mm de longitud x 6 mm de ancho x 3 mm de profundidad). Añadir suavemente la resina encima de los nervios, asegurándose de cubrir los segmentos de todo nervio y evitar burbujas de aire. Deje el molde que contiene segmentos nerviosos con la resina para polimerizar a 60 ° C durante la noche.
3. seccionar por ultramicrótomo
- Preparar vidrio cuchillos uso un cuchillo de vidrio (figura 1B) y hacer cuchillos de cristal con barcos (figura 1), que se utilizan para recoger secciones del nervio flotando en el agua destilada.
- Coloque los bloques de nervio de resina incrustada en el soporte de ultramicrotomía con el trapecio hacia arriba. Con el alcance de la ultramicrotomía, recortar cualquier exceso de resina que rodea el tejido nervioso y hacer el bloque de enfrente con forma de trapecio y como cerca de la superficie longitudinal del nervio posible utilizando un solo filo del disco, como una hoja de afeitar. No penetran en la superficie longitudinal del segmento del nervio, que es reconocible por su coloración oscura por el tetróxido de osmio.
Nota: Corte del exceso de resina reduce el área de resina para ser seccionados y mejorar el rendimiento de la hoja y corte en los pasos posteriores. - Con el ultramicrótomo, realizar múltiples cortes transversales suficientes para exponer una superficie de sección transversal uniforme de tejido fino del nervio, usando un cuchillo de vidrio llano. Una vez hecho esto, cambie a un cuchillo de vidrio cuyo barco se llena con agua destilada a temperatura ambiente y ajustar el ultramicrótomo para 1-2 μm para cortar secciones delgadas.
- Transferencia de secciones delgadas flotantes desde el barco de cuchillo de vidrio a una gota de agua desionizada en portaobjetos de vidrio con asa de metal (figura 1). Seque el portaobjetos que contiene secciones pasando varias veces sobre una llama durante unos segundos, asegurándose de que no se sobrecaliente las secciones. Manchas secas las secciones inmediatamente con toluidina azul o almacenar a temperatura ambiente durante varios días antes de la tinción.
Nota: Las secciones pueden también secarse utilizando un plato caliente a 60 ° C durante 15 minutos. Un lento proceso de secado hace que las secciones suave.
4. toluidina azul de tinción
- Preparar solución de azul de toluidina 1% disolviendo 2 g de borato de sodio en 100 mL de agua desionizada, añada 1 g de azul de toluidina y revuelva hasta que se disuelva. Filtrar la solución con papel filtro (tamaño de poro: 11 μm) y mantener la solución en una botella opaca a temperatura ambiente hasta por dos semanas.
- Utilizando una pipeta de plástico o una micro pipeta, añada una gota de solución de azul de toluidina en la parte superior de las secciones del nervio y dejar durante 20-30 s.
- Enjuague toda solución de azul de toluidina exceso sumergiendo suavemente los portaobjetos en agua desionizada jarra y repita 3 - 4 veces hasta que las secciones son claras. Seque el portaobjetos al menos 15 min a 60 ° C o durante la noche a temperatura ambiente y luego cubrir las secciones con un cubreobjetos usando medio de montaje regular. Examinar las diapositivas montadas inmediatamente o almacenar a temperatura ambiente.
- Examinar bajo un microscopio de luz. Un objetivo de inmersión 100 X aceite se recomienda para imágenes detalladas para calcular ratios de g.
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Representative Results
Resina incrustada secciones teñidas con toluidina azul permiten cuantificaciones precisas datos histológicos de nervios periféricos. Un resumen del procedimiento se muestra en la (figura 2). Secciones de nervios ciáticos encajado en medio resina y teñidas con azul de toluidina demostrada clara imágenes con una resolución óptima (figuras 3). Daño del nervio puede causar muchos cambios en nervio estructuras morfológicas, por ejemplo, cambios en la fibra nerviosa, axón diámetro y espesor de la vaina de mielina. Este método puede preservar estructura nerviosa en su forma natural, que facilita la medición de varios parámetros como el cociente del diámetro del axón al diámetro de la fibra total (la proporción de g; Figura 4). Una variedad de factores puede conducir a las secciones inferiores a las óptimas de nervios periféricos incluyendo la presencia de grietas (figura 5A) en la sección debido a una incorrecta manipulación del nervio. Los agujeros pueden también ocurrir en la sección (figura 5B) debido a la deshidratación insuficiente. Otro posible error en el procedimiento es plegable de las secciones (figura 5), que pueden ser remediadas mediante el uso de loops de inoculación para la transferencia de la sección sobre el portaobjetos de cristal.
Figura 1: cirugía y seccionamiento. (A) rata el nervio ciático durante la fijación en vivo . (B) vidrio cuchillo fabricante (C) vidrio cuchillos con barco. (D) Lazos del metal utilizados para transferir flotaron las secciones finas de las cuchillas de vidrio para una gota de agua desionizada en portaobjetos de vidrio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: esquema del método utilizado en el presente Protocolo. (A) adulto Sprague Dawley rata es anestesiada, seguido en vivo nervio fijación (B) y nervio colección (C). El siguiente paso es la fijación con tetróxido de osmio 2% (D) y resina de inclusión (E). Resina del nervio incorporado secciones son entonces recortado (F) y seccionado (G) utilizando un ultramicrótomo. Finalmente, el nervio secciones sobre portaobjetos de vidrio están manchadas de toluidina azul (H). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: sección transversal de un nervio ciático de rata teñido con toluidina azul. Muestra secciones bajo diferentes aumentos (10 X, 20 X, 40 X y 60 X) de imagen clara con una resolución óptima. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: sección transversal de un nervio ciático de rata teñido con toluidina azul. Esta imagen de alta resolución (100 X) se puede utilizar para medir la relación del diámetro del axón al diámetro de la fibra total (la proporción de g). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: secciones transversales de un nervio ciático de rata teñido con toluidina azules bajo diferentes aumentos. Muestra aresome de los problemas que pueden ser encontradas durante la ejecución de este protocolo. (A) y (B). La presencia de grietas y agujeros dentro de la sección del nervio causada por el manejo incorrecto de la sección y escasa deshidratación del tejido, respectivamente. (C). plegamiento de las secciones, que puede ocurrir durante la transferencia de las secciones de las cuchillas de vidrio a la diapositiva. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Exámenes de las estructuras morfológicas de la lesión periférica del nervio y regeneración son frecuentes temas de estudio13. En este protocolo, describimos los pasos para obtener imágenes de alta calidad para cuantificaciones de datos histológicos utilizando tejido de nervio ciático de rata incrustados en bloques de resina y teñidas con azul de toluidina. Esta técnica proporciona una imagen de la morfología del nervio en el que la regeneración del nervio puede ser cuantificada midiendo el número de axones, grado de mielinización, presencia de tejido fibrótico infiltrativo y los nervios de la salud. Mientras que las imágenes muestran de seccionamiento y transformación de nervios ileso como muestras, los mismos pasos y materiales son aplicables al lesionado los nervios y los nervios regeneraron con conductos o tejido injertos, siempre que la fijación del tejido es adecuado20, 21.
Si bien todos los pasos del protocolo son esenciales, algunos de estos pasos son más propensos a conducir a secciones de mala calidad o imágenes. Deshidratación del tejido insuficiente puede provocar agujeros en las secciones del nervio (figura 5B). Una posible explicación es la inmiscibilidad de la resina con agua, y exceso de agua en el tejido impide que la resina infiltrando el tejido. Por lo tanto, permitiendo suficiente tiempo y el uso de acetona absoluta es esencial para asegurar el paso adecuado de la deshidratación. Aunque hemos utilizado acetona en este protocolo, puede también utilizarse etanol. Muchas resinas, sin embargo, no son reactivas con etanol, por lo que los tejidos deben ser tratados con óxido de propileno para servir como una transición entre la deshidratación de etanol y la incrustación de resina.
Debido a la delgadez de las secciones, transferencia de secciones del nervio de la cuchilla de vidrio a la diapositiva de cristal debe hacerse con mucho cuidado (figura 5). Secciones de 1-2 μm son muy frágiles, y transferencia indebida de la sección podría causar la sección de rotura. Si la sección es recogida con una aguja en la porción central de la sección, la sección es propensa a doblar sí mismo y a menudo será difícil revelar cuando se transfirió a la diapositiva. Diferentes herramientas pueden utilizarse para la transferencia de la sección a la diapositiva de cristal, incluyendo las agujas y bucles, y cada uno debe analizarse para que el usuario específico determinar que dará la mejor transferencia de resultados. Para nuestros propósitos, utilizando un bucle que podría abarcar toda la sección grandemente había reducido del plegamiento de las secciones cuando fueron trasladados desde la cuchilla de vidrio a la diapositiva del microscopio (figura 1).
En general, el manejo adecuado de los nervios es esencial, ya que la compresión de los nervios puede causar grietas en secciones del nervio (figura 5A). Compresión del tejido del nervio puede ocurrir durante la transferencia de segmentos nerviosos en los procesos de exposición animal, fijación, deshidratación, y la incrustación de resina. Para evitar la compresión del tejido del nervio, segmentos nerviosos deben transferirse por Pinzas finas y recogido en uno de los extremos del segmento ideal por sólo la capa epineurial, por lo que no se verá afectado el nervio entero. La presencia de grietas y líneas (marcas de cuchillo) en las secciones del nervio puede también ocurrir debido a cuchillas de vidrio opaco o sobreutilizados. Para garantizar el seccionamiento óptima, recomendamos hacer cuchillos de cristal fresco y cambiar la cuchilla de vidrio que cada 25-30 corta, menos si de seccionamiento a través nervio encajonado dentro de un conducto.
Resinas pueden ser relativamente caras, son inadecuadas secciones longitudinal del nervio tienen, y pueden requerir costosas herramientas como un ultramicrótomo y un fabricante de cuchillos de cristal. A pesar de estas limitaciones, secciones de toluidina azul de resina incrustada la coloración periférica del nervio todavía se considera el gold standard para la visualización de cortes transversales de nervio periférico morfometría4,5. Secciones longitudinales también puede revelar características importantes de los nervios periféricos tales como nodos de Ranvier y la continuidad axonal pero es más útiles con inmunohistoquímica. En estos casos es la práctica general para procesar diferencialmente dos secciones del mismo nervio, uno para toluidina azul secciones transversales y el otro para inmunohistoquímica longitudinal. Debido a la mayor incidencia de lesiones y trauma del nervio periférico y las necesidades de una mejor forma de evaluar estructuras morfológicas del nervio, este método podrá ser aplicado como una herramienta esencial para obtener datos histológicos de daño del nervio y regeneración.
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Disclosures
Los autores declaran que tienen no hay conflictos de intereses.
Acknowledgments
Los autores desean a thankthe instalaciones de microscopía de Jenkins en la Universidad de Wyoming por su ayuda y los miembros del laboratorio de bosquimano, Kelly Roballo, verdadera de Hayden, Wupu Osimanjiang y Subash Dhunghana, para la asistencia en el cuidado de los animales. Esta publicación ha sido posible por una concesión de desarrollo institucional (IDeA) desde el Instituto Nacional de General médica Ciencias de los institutos nacionales de salud, bajo la subvención # 2P20GM103432.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dulbecco's Phosphate Buffer Saline | Gibco | 14200-075 | |
| Glutaraldehyde Solution | Sigma-Aldrich | G6257 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148 | |
| Sodium Phosphate Monobasic Monohydrate | Sigma-Aldrich | S9638 | |
| Toluidine Blue O | Sigma-Aldrich | T3260 | |
| Sodium Tetraborate Decahydrate | Acros Organics | 205950010 | |
| Isoflurane | Piramal | NDC 66794-013-25 | |
| Epoxy Embedding Medium Kit | Sigma-Aldrich | 45359 | |
| Sodium Hydroxide Solution | Sigma-Aldrich | 72068 | To adjust Trump's fixative pH |
| Acetone | Fisher Chemical | 170942 | |
| Osmium Tetroxide Solution | Sigma-Aldrich | 75632 | |
| VWR Micro Slides, Superfrost Plus | VWR | 48311-703 | |
| Microscope Cover Glass | Fisher Scientific | 12545102 | |
| Pelco Embedding Cast | Fisher Scientific | NC9671811 | |
| Glass Knife Maker | RMC Products | GKM-2 | |
| Ultramicrotome | RMC Products | MT-XL | |
| 15 mL Conical Tube | Falcon | ISO 9001 | |
| Eppendorf 1.5 mL microcentrifuge tubes | Sigma-Aldrich | T9661 | |
| 4 mL Glass Vial | Sigma-Aldrich | 854190 | |
| Razor Blades | VWR | 55411-050 | For trimming resin block |
| Perfect Loop | Electron Microscopy Sciences | 70944 | For picking up thin resin sections |
| Ultra Glass Knife Strips 6.4 mm x 25 mm x 400 mm | Electron Microscopy Sciences | 71012 | |
| 100 Watt Oven | Millipore | 6350115 | |
| Whatman Filter Paper | Sigma-Aldrich | WHA10010155 | |
| 3 mL plastic pipette | Sigma-Aldrich | Z331740 | |
| Micro-surgical Kit | World precision instruments | ||
| Olympus fluorescence microscope | Dual CCD Color and Monochrome Camera, DP80 |
References
- Zacchigna, S., Ruiz de Almodovar, C., Carmeliet, P. Similarities between angiogenesis and neural development: What small animal models can tell us. Current Topics in Developmental Biology. 80, 1-55 (2008).
- Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: A review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 1-13 (2014).
- Chen, M. B., Zhang, F., Lineaweaver, W. C. Luminal fillers in nerve conduits for peripheral nerve repair. Annals of Plastic Surgery. 57 (4), 462-471 (2006).
- Scipio, F., Raimondo, S., Tos, P., Geuna, S. A simple protocol for paraffin-embedded myelin sheath staining with osmium tetroxide for light microscope observation. Microscopy Research and Technique. 71, 497-502 (2008).
- Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Review of Neurobioly. 87, 81-103 (2009).
- Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Campos, A. Evaluation of myelin sheath and collagen reorganization pattern in a model of peripheral nerve regeneration using an integrated histochemical approach. Histochemistry and Cell Biology. , 709-717 (2011).
- Sridharan, G., Shankar, A. A. Toluidine blue: A review of its chemistry and clinical utility. Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 16, 251-255 (2012).
- Epstein, J. B., Scully, C., Spinelli, J. Toluidine blue and Lugol's iodine application in the assessment of oral malignant disease and lesions at risk of malignancy. Journal of Oral Pathology & Medicine. 21, 160-163 (1992).
- Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Cornelissen, M. Histological assessment in peripheral nerve tissue engineering. Neural Regeneration Research. 9, 1657-1660 (2014).
- Dykstra, M. J. A manual of applied techniques for biological electron microscopy. , Plenum. New York. 257 (1993).
- Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: A systematic review. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
- Williams, P., Wendell-Smith, C. P., Finch, A., Stevens, G. Further uses and methods of processing of fresh frozen sections of peripheral nerve. Journal of Cell Science. 3 (69), 99-105 (1964).
- Castro, J., Negredo, P., Avendaño, C. Fiber composition of the rat sciatic nerve and its modification during regeneration through a sieve electrode. Brain research. , 65-77 (2008).
- Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: Part II-morphological techniques. International review of neurobiology. 87, 81-103 (2009).
- Bozkurt, A., Lassner, F., O'Dey, D., Deumens, R., Böcker, A., Schwendt, T., Janzen, C., Suschek, C. V., Tolba, R., Kobayashi, E., Sellhaus, B. The role of microstructured and interconnected pore channels in a collagen-based nerve guide on axonal regeneration in peripheral nerves. Biomaterials. 33 (5), 1363-1375 (2012).
- Weis, J., Brandner, S., Lammens, M., Sommer, C., Vallat, J. M. Processing of nerve biopsies: A practical guide for neuropathologists. Clinical Neuropathology. 31 (1), 7-23 (2012).
- Battiston, B., Tos, P., Geuna, S., Giacobini-Robecchi, M. G., Guglielmone, R. Nerve repair by means of vein filled with muscle grafts. II. Morphological analysis of regeneration. Microsurgery. 20 (1), 37-41 (2000).
- Bhattacharyya, T. K., Thomas, J. R. Comparison of staining methods for resin-embedded peripheral nerve. Journal of Histotechnology. 27, 161-164 (2004).
- Zbaeren, J., Zbaeren-Colbourn, D., Haeberli, A. High-resolution immunohistochemistry on improved glycol methacrylate-resin sections. Journal of Histotechnology. 30 (1), 27-33 (2007).
- Alturkistani, H. A., Tashkandi, F. M., Mohammedsaleh, Z. M. Histological stains: A literature review and case study. Global Journal of Health Science. 8 (3), 72-79 (2016).
- Ezra, M., Bushman, J., Shreiber, D., Schachner, M., Kohn, J. Porous and nonporous nerve conduits: the effects of a hydrogel luminal filler with and without a neurite-promoting moiety. Tissue Engineering Part A. (9-10), 818-826 (2016).
- Bhatnagar, D., Bushman, J. S., Murthy, N. S., Merolli, A., Kaplan, H. M., Kohn, J. Fibrin glue as a stabilization strategy in peripheral nerve repair when using porous nerve guidance conduits. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 28 (5), 79 (2017).
