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Immunology and Infection

Identificação e isolamento de oligopotentes e confirmada por linhagem mieloides progenitores da medula óssea de rato

doi: 10.3791/58061 Published: July 29, 2018

Summary

Demonstramos como identificar e isolar 6 subconjuntos de progenitores mieloides de murino medula óssea usando uma combinação de magnética e fluorescência classificação (MACS e FACS). Este protocolo pode ser usado para ensaios em vitro cultura (culturas metilcelulose ou líquido), na vivo experiências de transferência adotiva e análises de RNA/proteína.

Abstract

Progenitores mieloides que rendem os neutrófilos, monócitos e células dendríticas (DCs) podem ser identificados em e isolados da medula óssea de ratos para análises hematológicas e imunológicas. Por exemplo, estudos das propriedades moleculares e celulares das populações do progenitor mieloide podem revelar os mecanismos subjacentes a transformação leucêmicas, ou demonstrar como o sistema imunológico responde à exposição do patógeno. Anteriormente, estratégias de citometria de fluxo descrito para identificação de progenitoras mieloides permitiram avanços significativos em muitos campos, mas as frações que eles identificam são muito heterogêneas. As estratégias associadas mais comumente usadas definem frações de medula óssea que são enriquecidas para as populações desejadas, mas também contêm um grande número de progenitores "contaminar". Nossos estudos recentes resolveram grande parte desta heterogeneidade e apresentamos aqui o protocolo permite o isolamento de 6 subpopulações de oligopotentes e confirmada por linhagem mieloides progenitores de 2 descrito anteriormente fracções de medula óssea. O protocolo descreve 3 estágios: 1) isolamento da medula óssea de células, 2) enriquecimento de progenitores hematopoiéticos magnético-ativado da pilha classificando (depleção de linhagem por MACS), e 3) identificação dos subconjuntos de progenitoras mieloides por citometria de fluxo (incluindo fluorescência-ativado da pilha classificação, FACS, se desejado). Esta abordagem permite a quantificação do progenitor e isolamento para uma variedade de aplicações em vitro e em vivo e já rendeu o romance insight caminhos e mecanismos de diferenciação de DC, monócitos e neutrófilos.

Introduction

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Monócitos, neutrófilos e células dendríticas (DCs) são células mieloides que surgem a partir de progenitores hematopoiéticos, principalmente na medula óssea, por um processo chamado myelopoiesis. Comuns progenitores mieloides (CMPs) têm potencial para produzir células mieloides, bem como megacariócitos e eritrócitos, mas células não linfoides. Progenitores de granulócitos-monócitos (GMPs), que são derivados da CMPs, produção de granulócitos e monócitos, mas perderam megacariócito e potencial de eritrócitos. Monócitos e clássica e plasmocitoide DCs (conjuntos/PDC) também são pensados para surgir a partir de progenitores comuns conhecidas como progenitores de monócitos-DC (MDPs), que são produzidas pelos CMPs. Gradual restrição do potencial de linhagem em última análise, resulta em linhagem confirmada progenitores: progenitores de granulócitos, progenitores de monócitos e progenitores de células dendríticas (Figura 1).

Weissman e colegas relataram que o CMPs são encontrados no Lin c-Kit+ Sca-1 CD34 (LKS)+ FcγREis fração da medula óssea de rato, enquanto GMPs constam o CD34 LKS + FcγR Oi fração1. No entanto, estas frações "CMP" e "GMP" são muito heterogêneas. Por exemplo, a fração "GMP" também contém progenitores confirmada linhagem granulócitos e monócitos progenitores1,2. MDPs separadamente foram relatados para ser CX3CR1+ Flt3+ CD115+ progenitores que também expressam CD34 e FcγR3,4. MDPs dão origem a cDC/pDC-produzindo comum DC progenitores (CDPs), que têm sido relatados para expressar níveis mais baixos de c-Kit (CD117) e não estão incluídos na fração LKS 5.

Supunha-se anteriormente que os monócitos surgirem através de um caminho único (CMP-GMP-MDP-monócitos). Consistente com este modelo, confirmada por monócitos progenitores produzido pela PGM (chamado progenitores de monócitos, MPs)2 e MDPs (chamadas comum progenitores de monócitos, cMoPs)6 parecem ser as mesmas células com base na expressão do marcador de superfície compartilhada . No entanto, recentemente demonstrou que os monócitos são produzidos de forma independente por GMPs e MDPs e foram capazes de distinguir entre MPs e cMoPs pela única célula de sequenciamento de RNA7.

Recentemente, nós modificamos o Weissman "CMP" e estratégia associada "GMP" para identificar 6 subfractions de C57BL/6J medula óssea de rato contendo diferentes oligopotentes e confirmada por linhagem mieloide progenitor subconjuntos. Primeiro, informou que a mancha para Ly6C e CD115 permite o isolamento de GMPs oligopotentes, bem como progenitores de colônias de granulócitos (GPs) e progenitores monócito (MPs e cMoPs, que não conseguimos separar) do "GMP" fração2 (LKS - CD34+ FcγROi portão; A Figura 1). Posteriormente demonstrámos que MDPs são encontrados predominantemente na fração "CMP" (CD34 LKS + FcγRo portão), que também contém Flt3+ CD115lo e Flt3 subconjuntos7 (Figura 1 ). O CMP-Flt3+ Eis CD115 fração produz tanto GMPs e MDPs mediante transferência adotiva. O subconjunto de CMP-Flt3 contém progenitores que parecem ser os intermediários entreo CMP-Flt3+ CD115 células e PGM. Ao contrário de MDPs, tanto o CMP-Flt3+ CD115Eis e frações CMP-Flt3 também possuem megacariócito e eritrócitos potenciais.

É importante observar, no entanto, que é atualmente incerto se as frações "CMP" contêm progenitores que verdadeiramente são oligopotentes (por exemplo, células individuais dentro da CMP-Flt3+ Eis CD115 fração que possuem neutrófilos, monócitos, DC, megacariócito e potencial de eritrócitos), ou alternativamente, compreendem uma mistura de progenitores com potencial de linhagem mais restrita. Formadoras de ensaios (culturas de metilcelulose) revelaram células com (neutrófilos) granulócitos, eritrócitos, monócitos e megacariócito potencial (células GEMM) na "CMP", CMP-Flt3+ CD115Eis e frações CMP-Flt3 1 ,7, mas não permitem a avaliação do potencial de DC. Em contraste, formadoras de ensaios demonstraram a existência de oligopotentes GMPs (progenitores com neutrófilos e monócitos potencial) no "GMP" fração1,2, e isto é suportado pelo recente unicelulares análise de transcriptomic8. Não atualmente se sabe, no entanto, se essas GMPs oligopotentes também produzem outros granulócitos (eosinófilos, basófilos e mastócitos).

Baseado nestes estudos, agora demonstraremos como 7 superfície marcadores (c-Kit, Sca-1, CD34, FcγR, Flt3, Ly6C e CD115) pode ser usado para identificar e isolar estes 6 subconjuntos de oligopotentes e confirmada por linhagem mieloides progenitores. O protocolo descrito aqui pode ser aplicado para ensaios em vitro cultura (culturas metilcelulose ou líquido), na vivo transferência adotiva as experiências em ratos e análise molecular (sequenciamento de RNA em massa e de célula única, mancha ocidental, etc.).

O protocolo consiste em 3 fases: 1) preparação de uma suspensão de célula da medula óssea de células, 2) enriquecimento de progenitores hematopoiéticos (classificação magnética-ativado da pilha) e 3) a identificação e isolamento, se desejado, de subconjuntos de progenitor pelo fluxo cytometry (usando um analisador ou um classificador, conforme o caso). O primeiro passo é o isolamento de células de medula óssea de fêmures e tíbias de ratos sacrificados e é similar a outros protocolos descritos anteriormente,9. Em seguida, a amostra é enriquecida por células estaminais e progenitoras usando um coquetel de anticorpos contra marcadores de superfície celular de eritrócitos, neutrófilos, monócitos, linfócitos, etc., para esgotar as células diferenciadas. Isto não é obrigatório, mas fortemente recomendado para otimizar a deteção de subconjuntos do progenitor e reduzir a quantidade de anticorpos necessários para a identificação de progenitor e o tempo necessário para citometria de fluxo. O protocolo de esgotamento de linhagem abaixo descreve Magnetic-Activated célula classificação (MACS) usando um Mouse linhagem celular depleção Kit (que contém anticorpos biotinilado contra CD5, CD45R (B220), CD11b, Gr-1 (Ly6G/C), 7-4 e Ter-119, além de anti-biotina microbeads) e um separador magnético automatizado. A etapa final é a identificação (e classificação, se desejado) de subconjuntos do progenitor por citometria de fluxo. O painel de anticorpos descritos abaixo (Veja também a tabela 1) foi concebido para ser usado em um citômetro de fluxo (analisador ou classificador) com 4 lasers (405 nm, 488 nm, 561 nm, 640 nm).

Figure 1
Figura 1: neutrófilos, monócitos e DC progenitores e vias de diferenciação. O modelo recentemente revisado de myelopoiesis7 é ilustrado, com os portões de Weissman para "CMPs" (azuis) e "PGM" (verde)1 sobrepostos. Esta figura foi modificada de Yáñez et al . 20177. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Protocol

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Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e Comissão de utilização (IACUC) do Cedars-Sinai Medical Center.

1. isolamento de medula óssea de rato e preparação de uma suspensão de célula única

  1. Eutanásia o mouse em conformidade com as normas institucionais.
  2. Coloque o mouse euthanized em suas costas e pulverizá-la com 70% de etanol (EtOH). Fazer uma incisão pequena (3-5 mm) em cada membro posterior no nível usando tornozelo afiada, tesoura pontiaguda e puxa a pele do corpo para removê-lo das pernas e expor os músculos e ossos.
  3. Remova os músculos (quadríceps, isquiotibiais, etc.) dos ossos, aparando-os com uma tesoura, seguindo a direção do osso. Tenha cuidado para não danificar os ossos.
  4. Deslocar os fêmures das articulações do quadril e cortar o tecido conjuntivo e músculo para destacar as pernas, tomando cuidado para não cortar os ossos.
  5. Retire os pés por deslocar os tornozelos das tíbias, colocar os ossos em um tubo de mídia ou PBS estéril e transportá-los no gelo para a sala de cultura de tecidos.
    Nota: Para outras aplicações (e.g., derivando de macrófagos de células total da medula óssea) é possível deixar os ossos no gelo por um tempo, mas para isolamento de progenitor é importante proceder o mais rapidamente possível para evitar downregulation de marcadores de superfície importantes (especialmente CD115).
  6. Em uma armário de biossegurança, remova qualquer tecido mole restante dos ossos, esfregando-os com papel absorvente.
    Nota: O protocolo deve ser realizado em uma armário de biossegurança se uma amostra estéril é necessária para os ensaios de cultura ou na vivo de célula depois da classificação de FACS. Se células estéreis não são necessárias, o processo inteiro pode ser realizado no banco do laboratório.
  7. Brevemente, mergulhe os ossos em 70% EtOH de desinfectá-los e, em seguida, em PBS estéril para lavá-los.
  8. Separar os fêmures a tíbia e a fíbula cortando através do joelho e descartar a fíbula.
  9. Corte as extremidades fora os ossos com uma tesoura afiada.
  10. Colheita de medula óssea com PBS estéril fria como segue até os ossos aparecem brancos:
    1. Segure cada osso com fórceps e introduza uma agulha 26G conectada a uma seringa de 10 mL contendo PBS estéril fria no eixo do osso em uma extremidade.
    2. Segure o osso acima de um tubo de centrífuga de 50 mL e irrigue 2-5 mL de solução Isotónica através do osso para colher a medula.
    3. Colha a medula de todos os 4 ossos por mouse (2 fêmures e 2 tíbias).
  11. Delicadamente Pipete para cima e para baixo com uma pipeta de 1 mL para desagregar a medula óssea para formar uma suspensão de células.
  12. Filtre a suspensão através de um pedaço de malha de nylon 30 μm para eliminar pedaços de osso e agregados, gerando assim uma suspensão única célula de célula da medula óssea.
  13. Centrifugar a suspensão de célula única 280 x g por 5 min e ressuspender o sedimento celular no buffer de coloração estéril (PBS + 0,5% FBS + 2 mM EDTA), usando 5 mL de tampão por rato (por exemplo, 10 mL para células em pool dos fêmures e tíbias dos 2 ratos) de coloração.
  14. Tirar um 10 μL alíquota da amostra, misture-o com 10 μL Trypan azul e carga 10 μL da amostra resultante para um hemocytometer azul Trypan-rotulados. Conte as células usando um microscópio de luz.
    Nota: Se as células são muito concentradas para contagem confiável, dilua a amostra antes da adição de azul de Trypan.

2. o progenitor enriquecimento por célula magnética ativado classificação (MACS)

  1. Centrifugar a suspensão de toda a célula única (ou células como muitos como são necessários para obter o rendimento desejado) a 280 x g por 5 min a 4° C e ressuspender o sedimento celular em 40 μL de tampão (PBS + 0,5% FBS + 2 mM EDTA) por 107 células de coloração.
    Nota: Também é possível usar o buffer de MACS do fabricante de kit de depleção de linhagem (ver Tabela de materiais) como uma alternativa para o buffer de coloração.
  2. Execute o esgotamento de linhagem de acordo com as instruções fornecidas com o kit de depleção de linhagem. As instruções a seguir são para o kit que vi na Tabela de materiais. Se for usado um kit diferente, siga as instruções do fabricante e em seguida, avance para o passo 2.3.
    1. Adicionar 10 μL coquetel de biotina-anticorpo por 107 células, misturar pipetando e incubar durante 10 minutos a 4 ° C.
    2. Adicionar 30 μL coloração MACS/buffer de buffer por 107 células e misture.
    3. Adicione 20 μL antibiotina microbeads por 107 células. Misture bem e incube por um adicional 15 min a 4 ° C.
      Nota: Vórtice o microbeads antes de adicioná-los às células para certificar-se de que eles são completamente dispersos.
    4. Adicione 1 mL de tampão tampão/MACS por 107 células de coloração, Centrifugar as células a 280 x g, durante 5 min e ressuspender o sedimento celular em 500 coloração μL tampão/MACS buffer para até 108 células. Para mais de 108 células, aumenta o volume de manchar o buffer de buffer/MACS em conformidade.
    5. Prepare o separador magnético automatizado de acordo com as instruções do fabricante.
    6. Colocar o tubo contendo as pilhas etiquetadas no separador e escolher o programa de seleção negativa.
    7. Colete a fração negativa, que contém células progenitoras enriquecido linhagem-negativo (Lin). Descarte a fração positiva, que contém as células de linhagem positivo magneticamente-rotulados.
  3. Centrifugue o Lin células a 280 x g por 5 min e ressuspender as células em 2 mL de tampão tampão/MACS por rato (por exemplo, 4 mL, se a medula óssea foi agrupada de 2 ratos) de coloração.
    Nota: A pelota deve agora ser branca em vez de vermelho porque as hemácias têm sido esgotadas.
  4. Tirar um 10 μL alíquota das células Lin , misture-o com 10 μL Trypan azul e carga 10 μL da amostra resultante para um hemocytometer azul Trypan-rotulados. Conte as células usando um microscópio de luz.
    Nota: Se as células são muito concentradas para contagem confiável, dilua a amostra antes da adição de azul de Trypan.

3. mieloide Progenitor identificação e isolamento por fluorescência-ativado da pilha (FACS) de classificação

  1. 9 etiqueta microcentrifuga (1,5 ou 2 mL) tubos para: 1) inocente células, 2-8) único de células coradas com anticorpos conjugados fluoróforo contra FcγR (CD16/32), c-Kit, Sca-1, CD34, Flt3 (CD135), Ly6C e CD115 para compensação de cor e seleção de tensão e 9) amostras de células a ser manchada com todos os 7 anticorpos para identificação de progenitor e classificação.
  2. Distribua as 100.000 células para cada um dos tubos de controle (tubos 1-8) e todas as células restantes (ou menos se desejar) para o tubo de amostra (tubo 9).
    Nota: Se o volume da amostra for maior que 1,5-2 mL, pode ser necessário distribuir as amostras de células para um tubo de 15 mL, centrifugue-los e resuspenda o pellet (passo 3.3 abaixo) e depois transferir as células para um tubo de microcentrifugadora para as etapas subsequentes de coloração.
  3. Centrifugar as células a 1.500 x g por 5 min e ressuspender as pelotas de tubo de controle em 100 μL tampão (PBS + 0,5% FBS + 2 mM EDTA) e a pelota de tubo de amostra em 100 μL de coloração coloração reserva por 5 x 106 células (por exemplo, 200 μL de células de 1 x 107 ).
  4. Adicione 2 μg/mL anti-CD16/CD32-APC-Cy7 para o tubo de única mancha FcγR e o tubo de amostra. Vórtice delicadamente para misturar e incubar durante 10 minutos a 4 ° C.
    Nota: É importante manchar as células de amostra com o anticorpo FcγR (CD16/32) antes de adicionar os outros anticorpos para evitar concorrência devido à ligação de anticorpo específico de Fc-mediada. Não Incube as células com um FcγR bloqueando o reagente.
  5. Adicionar os outros anticorpos para os tubos de mancha única correspondente (1 anticorpo cada) e o tubo de amostra (todos os 6 anticorpos): 10 μg/mL c-Kit-Pacific Blue, Sca-1-PE-Cy7 de 2 μg/mL, 25 μg/mL CD34-FITC, Flt3-APC de 10 μg/mL, 2 μg/mL Ly6C-PerCP-Cy5.5 e 4 μg/mL CD115-PE. Vórtice suavemente e incube por 15 min a 4 ° C.
  6. Adicione 900 μL coloração buffers para os tubos de controle e 1 mL coloração por 107 células para o tubo de amostra. Centrifugar as células a 1.500 x g por 5 min e ressuspender as células de coloração, o buffer de: 200 μL por tubo de controle e 500 μL por 25 x 106 células no tubo de amostra. Transferi as células ressuspensa para tubos de 5 mL FACS.
    Nota: Se o volume da amostra for maior que 1,5-2 mL, pode ser necessário transferir as células para um tubo de 15 mL por centrifugação.
  7. Prepare o citômetro de fluxo (analisador ou classificador) de acordo com as instruções do fabricante.
  8. Execute o imaculado e único manchado células de controle através do citômetro de fluxo para configurar as tensões e as compensações de cor.
  9. Executar as amostras de células, portão os subconjuntos de progenitor como descrito abaixo e resumida na Figura 2e se desejado, executar FACS classificação para isolar os subconjuntos de progenitor relevante.
    Nota: É normalmente necessário adquirir cerca de 200.000 células para obter pelo menos 1.000 eventos em cada portão de progenitor.
    1. Criar um gráfico de ponto de todas as células, exibindo FSC-A (eixo x) e SSC-A (y) e portão para excluir os detritos e as células mortas = > "células vivas".
    2. Criar uma trama de ponto de células "ao vivo", exibindo o FSC-H (eixo x) e FSC-W (eixo y) e portão para excluir parelhas = > portão de viver/singlete (FSC).
    3. Criar um lote de ponto de viver/singlete células (FSC), exibindo o SSC-H (eixo x) e SSC-W (eixo y) e portão para excluir parelhas = > viver/singlete (FSC) / portão singlet (SSC).
    4. Criar um lote de ponto de viver/singlete (FSC) / células singlet (SSC), exibindo Sca-1 (eixo x) e c-Kit (eixo y) e portão para selecionar c-Kit+ Sca-1 células = > células LKS .
    5. Criar uma trama de ponto de células LKS , exibindo CD34 (eixo x) e FcγR (eixo y) e portão para selecionar CD34+ FcγREis células = > "CMPs" e CD34+ FcγROi células = > "PGM".
      Nota: É importante ao portão do "CMPs" e "PGM" como precisamente quanto possível. É útil usar uma trama de densidade pseudocolorida ou uma trama de contorno para retenção de precisão.
    6. Criar um lote de ponto de "CMPs", exibindo CD115 (eixo x) e Flt3 (eixo y) e portão para selecionar:
      Flt3+ CD115Eis células = > CMP-Flt3+ CD115Eis as células,
      Flt3 CD115Eis células = > CMP - de Flt3 de células,
      Flt3+ CD115Oi células = > MDPs.
    7. Criar um lote de ponto de "PGM", exibindo Ly6C (eixo x) e FcγR (eixo y) e portão para selecionar Ly6C células de= > "Células de GMP-Ly6C " e Ly6C+ células = > "Células de GMP-Ly6C+ ".
    8. Criar uma trama de ponto de "Células de GMP-Ly6C ", exibindo CD115 (eixo x) e Flt3 (eixo y) e portão para selecionar:
      Flt3 CD115Eis células = > GMPs.
    9. Criar uma trama de ponto de "Células de GMP-Ly6C+ ", exibindo CD115 (eixo x) e Flt3 (eixo y) e portão para selecionar:
      Flt3 CD115Eis células = > GPs,
      Flt3 CD115Oi células = > MPs + cMoPs.

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Representative Results

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Usando o protocolo descrito acima, é possível obter células 100 milhões (incluindo células vermelhas do sangue, ou 50 milhões de células nucleadas) de ambos os fêmures e tíbias (2 pés) de um rato C57BL/6J (6-8 semanas velho, masculino ou feminino). células de Lin 1-2 milhões podem ser isoladas por rato pelo esgotamento de MACS das células Lin+ .

Cada um dos 6 subconjuntos progenitoras mieloides constitui ~ 1-4% do Lin células. Depleção de linhagem é eficiente em células diferenciadas de empobrecimento e enriquecedor para progenitores, mas a fração de Lin contém uma grande proporção de células de c-Kit , além de progenitores de c-Kit+ (Figura 3A). Progenitor produz depois FACS classificação pode variar dependendo das configurações do classificador usadas (por exemplo, rendimento máximo contra pureza ideal), mas em geral, é possível obter células de 10.000 40.000 por fração (Figura 3B). Análise de citometria de fluxo do pós-tipo deve revelar > 95% de pureza de cada fração (Figura 3).

Figure 2
Figura 2: Gating estratégia para a identificação das 6 frações progenitoras mieloides. (A) retenção progressiva das células Lin ao vivo -> camisolas (FSC) -> camisolas (CCD) -> LKS células -> CD34+ FcγREis ("CMP") e CD34+ FcγR fracçõesOi ("GMP") -> 6 mieloide subconjuntos de progenitor. (B) Resumo de expressão do marcador de superfície por frações 6 progenitoras. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: rendimentos representativos progenitor e pureza. (A) representativo fluxo cytometry parcelas apresentando c-Kit e expressão de CD11b por células da medula óssea antes e após o esgotamento de linhagem, demonstrando o enriquecimento dos progenitores (células c-Kit+ ). (B) célula produz para cada fração do progenitor, apresentada como média + desvio padrão de 30 experiências. Células da medula óssea de até 20 ratos foram agrupadas para cada experimento. (C) parcelas de citometria de fluxo representativo do pós-tipo análise, demonstrando a pureza das frações do progenitor FACS-classificados. Painel C foi modificado de Yáñez et al . 20177. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Laser Canal Filtro Espelho
405 nm . 670/30 635LP
B. 525/50 505LP
C. c-Kit-Pacific Blue 450/50
488 nm R. (FSC)
B. Ly6C-PerCP-Cy5.5 710/50 690LP
C. CD34-FITC 525/50 505LP
D. CCD 488/10
561 nm R. Sca-1-PE-Cy7 780/40 750LP
B. 710/50 690LP
C. 660/20 640LP
M. 610/20 600LP
E. CD115-PE 582/15
640 nm R. FcϒR-APC-Cy7 780/60 750LP
B. 730/45 690LP
C. Flt3-APC 670/30

Tabela 1: Anticorpo painel e fluxo citômetro configuração.

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Discussion

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O Weissman gating estratégia para rato progenitoras mieloides identificação1 tem sido o padrão-ouro para imunologistas e hematologistas há quase 20 anos, mas agora é evidente que o gates "CMP" e "GMP" são muito heterogêneos e mais precisos são necessárias estratégias associadas. O protocolo que descrevemos aqui permite a identificação de oligopotentes e confirmada por linhagem subconjuntos em camundongos C57BL/6J para quantificação mais precisa dos progenitores mieloides específicas e mapeamento das vias myelopoiesis, bem como a investigação de mecanismos moleculares operando em estágios específicos de diferenciação mieloide. Os subconjuntos de progenitor podem ser classificados, se desejado, para análises moleculares, avaliação in vitro e in vivo de diferenciação etc.

O protocolo foi desenvolvido usando jovens (6-8 semanas de idade) camundongos C57BL/6J e é adequado para ratos machos e fêmeas. Nós não têm caracterizado os subconjuntos do progenitor em ratos mais velhos. Não antecipamos os marcadores vão mudar com a idade, mas as proporções relativas dos subconjuntos podem variar. Nós não avaliaram os subconjuntos do progenitor em outras cepas de rato.

A primeira aplicação da nossa estratégia associada modificada foi fornecer visão mecanicista sobre o Regulamento da escolha do destino de células mieloides por transcrição fator interferon regulamentar factor 8 (IRF8)2. IRF8 anteriormente foi relatado para ser expresso pela PGM (o Weissman "GMP" fração) e necessário para a diferenciação de monócitos promovendo expressão gênica de monócitos, suprimindo a expressão gênica dos neutrófilos, e promovendo a apoptose de neutrófilos10. Usando nossa estratégia associada modificada, demonstrámos que o IRF8 não é expresso por oligopotentes GMPs, mas manifesta-se pelos dois GPs e MPs + cMoPs2. Além disso, temos demonstrado que IRF8 regula GP e MP + cMoP sobrevivência e diferenciação, em vez de produção dos progenitores da linhagem confirmada por oligopotentes GMPs. Da mesma forma, nós recentemente usado nossa estratégia associada modificada para re-definir o modelo de myelopoiesis e demonstrou que o GMPs e MDPs produzir funcionalmente distintos inflamatórios monócitos através de de 2 vias independentes7.

A etapa de depleção de linhagem pode ser realizada usando um separador magnético manual em vez de um separador magnético automatizado e depleção de linhagem também pode ser alcançada por citometria de fluxo, usando o coquetel de anticorpo biotinilado marcador de linhagem e um fluoróforo antianticorpo biotina conjugado, com canal para selecionar as células imaculadas. Depleção de linhagem exclui células mais diferenciadas e enriquece de progenitores de c-Kit+ minimizar o tempo e os custos associados com as etapas subsequentes (ou seja, reduz os volumes de anticorpo de citometria de fluxo, tempo de analisador/classificador, etc.). Os investigadores devem consultar a ficha técnica do fabricante para determinar se a etapa de depleção de linhagem funcionou tão eficientemente como antecipado para o kit específico usado. No entanto, não importa se a depleção de linhagem não é 100% eficiente porque (Lin+) células diferenciadas não expressam c-Kit, então qualquer restante após o esgotamento da linhagem de células diferenciadas (bem como outras células c-Kit ) são posteriormente excluídos pela retenção de citometria de fluxo. Também é importante notar que GPs e MPs Ly6C expresso mas, ao contrário do Ly6C expressaram por monócitos, o progenitor Ly6C (presumivelmente um isoform diferente) não é detectado pelo anticorpo Gr-1 frequentemente incluído em kits de depleção de linhagem, e, portanto, GPs e MPs permanecem após depleção de Lineage2.

Boa coloração é importante para todos os marcadores de superfície, mas particularmente crítico para FcγR permitir gating precisas do FcγREis "CMPs" e o FcγROi "PGM". Fluoróforo óptima escolha e anticorpo diluição são essenciais para uma boa separação, e um reagente de bloqueio FcγR (comumente usado antes da coloração por citometria de fluxo) deve não ser usado. Também é importante notar que CD115 é ativador quando as células são mantidas a 4° C ou em gelo por períodos prolongados, por isso é importante trabalhar rapidamente para obter boa coloração. Recomendamos que as células de processamento dentro de 1-2 horas para preservar a sua integridade. Se células vivas não são necessárias, células coradas podem ser fixo e adquiridas dentro de 48 horas.

Se as frações isoladas contêm um número significativo de células mortas, é possível incluir um corante de viabilidade (por exemplo, iodeto de propidium) para portão mais com precisão células vivas, embora isso provavelmente seria necessário uma alteração na combinação de anticorpos conjugados a fluorocromo. Se desejado, contagem de células pode ser calculada adicionando contas de contagem em uma concentração conhecida à amostra por citometria de fluxo. Contagem de contas são contas de látex fluorescentes que distingue as células pelo FSC-A e SSC-A ou pela sua intensidade de fluorescência de alta. Número de células pode ser calculado usando a seguinte fórmula:

(número de eventos de célula / número de eventos do grânulo) x (número de grânulos adicionados à amostra / volume da amostra em μL) = concentração da amostra como células/μL

Uma limitação do protocolo atual é que não permite identificação separada dos MPs e cMoPs, o que dificulta a avaliação desses progenitores, investigação da expressão de gene e propriedades funcionais, etc. , por exemplo, um observado aumento MP + cMoP números não indicam se monócito aprimorada produção ocorre através da via de GMP, via MDP ou ambos. Em estudos em curso, esperamos identificar marcadores de superfície que distinguem entre MPs e cMoPs. Entretanto, a avaliação destes progenitores por célula única de sequenciamento de RNA7 poderia ser usada para perfil as proporções relativas dos MPs e cMoPs.

Estudos de sequenciamento de RNA de célula única provavelmente revelará também heterogeneidade adicional dentro as frações 6 progenitoras descrito neste protocolo, alguns dos quais irão refletir diferente maturação afirma , por exemplo, GPs que só recentemente perdeu monócito potencial contra GPs que estão prontos para prosseguir para a próxima fase de diferenciação. Os subconjuntos de fração "GMP" também podem conter progenitores com potencial para produzir outros granulócitos (eosinófilos, basófilos e mastócitos), mas não temos investigado a isto. Como observado na introdução, também é atualmente desconhecido se o CMP-Flt3+ CD115Eis, CMP-Flt3 e frações MDP verdadeiramente contêm os progenitores previsto oligopotentes ou alternativamente compreendem uma mistura de progenitores com mais a sequenciação do ARN potencial, mas a célula única linhagem limitado pode fornecer insights sobre esta importante questão.

Agora, uma nova abordagem é necessária para a identificação de subconjuntos de progenitores mieloides humanas. Weissman e colegas anteriormente definido mieloides subconjuntos (incluindo "CMPs" e "PGM") na medula óssea humana e de sangue de cordão11, mas eles são da mesma forma heterogêneos. Infelizmente, tradução de rato gating estratégias de progenitores humanas é complicada por notáveis diferenças na expressão de marcador de superfície entre humanos e progenitores do mouse; por exemplo, Expressão de CD34 é limitado a subconjuntos de progenitor mieloide no rato, mas mais amplamente observado em humanos progenitores, incluindo células-tronco hematopoiéticas. Estudos de sequenciamento de RNA de célula única devem, no entanto, também permitem a identificação de marcadores de candidato para separar os subconjuntos de progenitor humano.

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Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Este protocolo foi desenvolvido usando fundos do Conselho de Governadores regenerativa medicina Instituto no Cedars-Sinai Medical Center (HSG), um carreiras em comunhão de Imunologia da associação americana de imunologistas (para AY e HSG) e um prêmio de estudioso da a sociedade americana de Hematologia (para AY). Agradecemos o núcleo de citometria de fluxo no Cedars-Sinai Medical Center de assistência com a classificação de FACS.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Mouse: Wild-type C57BL/6J (CD45.2) The Jackson Laboratories Cat#JAX:000664
Lineage Cell Depletion Kit, mouse Miltenyi Biotec Cat#130-090-858
Rat anti-mouse CD34 (clone RAM34) FITC BD Biosciences Cat#553733
Rat anti-mouse CD16/CD32 (FcγR; clone 93) APC-Cy7 BioLegend Cat#101327
Rat anti-mouse Ly6A/E (Sca-1; clone 108113) PE-Cy7 BioLegend Cat#108114
Rat anti-mouse CD117 (c-Kit; clone 2B8) Pacific Blue BioLegend Cat#105820
Rat anti-mouse Ly6C (clone HK1.4) PerCP-Cy5.5 BioLegend Cat#128012
Rat anti-mouse CD115 (clone AFS98) PE BioLegend Cat#135506
Rat anti-mouse CD135 (Flt3; clone A2F10.1) APC BD Biosciences Cat#560718
CountBright Absolute Counting Beads Thermo Fisher Scientific Cat#C36950
AutoMACS Separator Miltenyi Biotec N/A Use the "deplete" program
BD LSRFortessa BD Biosciences N/A 5 lasers, 15 colors
BD FACS Aria III cell sorter BD Biosciences N/A 5 lasers, 13 colors
FlowJo FlowJo, LLC https://www.flowjo.com For further analysis of the .fcs files

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References

  1. Akashi, K., Traver, D., Miyamoto, T., Weissman, I. L. A clonogenic common myeloid progenitor that gives rise to all myeloid lineages. Nature. 404, (6774), 193-197 (2000).
  2. Yáñez, A., Ng, M. Y., Hassanzadeh-Kiabi, N., Goodridge, H. S. IRF8 acts in lineage-committed rather than oligopotent progenitors to control neutrophil vs monocyte production. Blood. 125, (9), 1452-1459 (2015).
  3. Auffray, C., et al. CX3CR1+ CD115+ CD135+ common macrophage/DC precursors and the role of CX3CR1 in their response to inflammation. Journal of Experimental Medicine. 206, (3), 595-606 (2009).
  4. Fogg, D. K., et al. A clonogenic bone marrow progenitor specific for macrophages and dendritic cells. Science. 311, (5757), 83-87 (2006).
  5. Onai, N., et al. Identification of clonogenic common Flt3+M-CSFR+ plasmacytoid and conventional dendritic cell progenitors in mouse bone marrow. Nature Immunology. 8, (11), 1207-1216 (2007).
  6. Hettinger, J., et al. Origin of monocytes and macrophages in a committed progenitor. Nature Immunology. 14, (8), 821-830 (2013).
  7. Yáñez, A., et al. Granulocyte-monocyte progenitors and monocyte-dendritic cell progenitors independently produce functionally distinct monocytes. Immunity. 47, (5), 890-902 (2017).
  8. Olsson, A., et al. Single-cell analysis of mixed-lineage states leading to a binary cell fate choice. Nature. 537, (7622), 698-702 (2016).
  9. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. Journal of Visualized Experiments. (110), (2016).
  10. Yáñez, A., Goodridge, H. S. Interferon regulatory factor 8 and the regulation of neutrophil, monocyte, and dendritic cell production. Current Opinion in Hematology. 23, (1), 11-17 (2016).
  11. Manz, M. G., Miyamoto, T., Akashi, K., Weissman, I. L. Prospective isolation of human clonogenic common myeloid progenitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, (18), 11872-11877 (2002).
Identificação e isolamento de oligopotentes e confirmada por linhagem mieloides progenitores da medula óssea de rato
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Yáñez, A., Goodridge, H. S. Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow. J. Vis. Exp. (137), e58061, doi:10.3791/58061 (2018).More

Yáñez, A., Goodridge, H. S. Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow. J. Vis. Exp. (137), e58061, doi:10.3791/58061 (2018).

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