Summary
人工耳蜗的动物模型可以提高对电刺激治疗永久性感音神经性听力损失的技术基础的认识。本研究提出了一种小鼠急性耳聋和人工耳蜗植入的手术方案, 以及听觉脑干反应的功能评估。
Abstract
人工耳蜗 (ci) 是神经修复装置, 可以为聋哑人提供听觉。但是, ci 不能恢复听力的所有方面。如果 ci 用户要感知音乐并在更自然的环境中表演, 例如听到与竞争的说话者、反射和其他声音的声音, 就需要改进植入物技术。这样的改进需要实验动物更好地了解耳蜗中的电刺激机制及其在整个听觉系统中的反应。由于有许多遗传模型, 老鼠是一个越来越有吸引力的模型。然而, 该物种作为 ci 模型的使用有限, 主要是由于植入小电极阵列的困难。因此, 更多关于外科手术的细节是非常感兴趣的扩大使用小鼠在 ci 研究。
在本报告中, 我们详细介绍了 c57bl6 小鼠菌株中电极阵列的急性震耳欲聋和人工耳蜗植入协议。我们证明了这个程序的功能有效性与电诱发听觉脑干反应 (eabr), 并显示了面神经刺激的例子。最后, 我们还讨论了在使用正常听力动物时包括震耳欲聋的程序的重要性。这种小鼠模型提供了一个强大的机会来研究遗传和神经生物学机制, 这将是相关的 ci 使用者。
Introduction
人工耳蜗 (ci) 是一种电子设备, 可以为严重而严重的听力损失患者提供听觉。它使用手术植入内耳耳蜗的电极直接刺激听觉神经。到目前为止, ci 是最成功的假体, 已经帮助了超过60万人在世界各地1。但是, 该设备有缺点。首先, 设备提供的好处在不同的收件人之间差别很大。其次, 大多数 ci 用户对嘈杂环境中的语音和音乐的感知效果仍然很差。
多年来, 动物模型一直被用来更好地了解 ci 研究中的这些问题, 并不断提高设备的安全性和有效性。这些模型对几种现象有了宝贵的了解, 如 ci 植入2后大脑中发生的塑料变化、应用基因治疗来保存残留听力3的效果, 以及生物物理特性。电刺激听觉神经4, 其中许多其他例子。
由于耳聋遗传模型的大量存在, 老鼠是一种强大的模型生物。其他优势包括能够操纵小鼠基因组 (例如,通过 crispr-cas 系统), 有机会使用先进的成像技术来研究机制, 特别是在大脑中, 高生殖率, 快速发展和易于繁殖和处理。在小鼠中进行 ci 手术的主要技术挑战是耳蜗体积小和存在一个大的支架动脉 (sa)。南澳大利亚州通常在人类胚胎发育过程中消失, 但在包括老鼠、老鼠和沙鼠在内的一些啮齿类动物中终生持续存在。sa 运行在圆形窗口利基, 这使得进入耳蜗的复杂性, 并增加手术风险。
先前的研究表明, 在小鼠体内植入 ci 是可行的 5,6,7。欧文·埃勒等人证明, 慢性耳蜗内电刺激可在长达一个月的时间内实现。还进行了急性刺激, 但没有进行录音。他们表明, 烧焦硬动脉对听力阈值或螺旋神经节神经元的数量没有显著影响, 局部应用氨基糖苷性新霉素, 一种耳毒性药物, 是一种有效的震耳欲聋的程序。小鼠5。soken 等人描述了一种通过圆形窗口对老鼠耳蜗的改进的背侧方法, 以更好地保持听力状态.在插入铂-线之后, 观察到大量残留听力, 听觉脑干反应 (abr) 阈值增加为 28 db。耳声发射 (oae) 在具有较大 abr 阈值转移6的动物中丢失。mistry 等人在没有电刺激的情况下测试了植入的功能和组织病理学效果。尽管3个月和6个月大的植入小鼠在低频时都保留了听力, 但植入导致植入物周围的纤维状组织和造口术7周围的成骨。
总之, 在三项关于小鼠 ci 的研究中, 只有一项显示了 ci 刺激的功能记录。欧文和他的同事进行了急性和慢性 eabr 记录, 但只显示了来自慢性ci 刺激5的数据。然而, 由 irving 等人开发的具有完全植入式设备的慢性模型在技术上具有挑战性。目前尚不清楚急性 ci 刺激, 无论是不那么具有挑战性和更快, 是否能达到类似的结果。
cis 被严重和严重的听力损失患者使用, 他们不再受益于助听器。因此, 当使用通常听力良好的动物时, ci 使用者的动物模型应包括震耳欲聋的过程。耳聋听力动物的另一个原因是, 对聋哑人或听力耳蜗的电刺激会产生不同的神经反应4,8,9, 10,11, 12. 对失聪耳蜗的电刺激直接激活听觉神经纤维并产生电子耳反应 (α)。它的特点是延迟短, 外围动态范围小 8,10。另一方面, 听觉耳蜗的电刺激也会激发毛细胞的电泳反应 (β), 其特点是延迟较长, 动态范围更大 4,11。电泳反应是由于内毛细胞对神经纤维的正常兴奋、外毛细胞的电诱导收缩以及行波 4的产生。神经和电泳反应也会导致中枢神经系统9有两种不同的活动模式.sato 等人记录了 ci 植入豚鼠的中脑神经元, 在耳聋前后使用新霉素, 消除了电泳的贡献。结果表明, 在耳聋条件下, 速率级函数的斜率比9更高, 射击率也较高。因此, 根据所提出的研究问题, 重要的是要考虑包括耳聋, 以分离电泳和电生理反应时电刺激听觉神经。
在这里, 我们描述了急性耳聋和耳蜗植入电极阵列的程序, 以及耳蜗内电刺激与电诱发听觉脑干反应 (eabr) 的功能记录。
Protocol
所有程序都是根据瑞士巴塞尔大学、动物护理和准则进行的。他们获得了瑞士巴塞尔州兽医办公室的许可。
请注意:本研究采用了8–12周 (体重20-30 克) 的 c57bl6 成年小鼠。
左耳被用作实验耳朵。右耳作为动物内部的控制, 并没有手术改变。
1. 术前程序
-
在手术前30分钟通过腹膜内注射酮胺/氯胺 (80 mg/kg 氯胺酮, 16 mg/kg xylazine, i. p., 以10μlg 体重注射的体积) 对动物进行麻醉。
- 必要时补充麻醉, 判断由积极的踏板和眼睑 (脚趾捏) 反射和胡须的运动, 与较低剂量的氯胺酮 (45 mg/kg, i. p., 注射在10μlg 体重)。根据机构准则, 可以替代制剂和剂量制度。
注: 一般情况下, 动物将需要注射每45–60分钟与此代理和剂量的制度。从最初切口到植入电极阵列周围闭合的平均时间通常为 1-1. 5小时。
- 必要时补充麻醉, 判断由积极的踏板和眼睑 (脚趾捏) 反射和胡须的运动, 与较低剂量的氯胺酮 (45 mg/kg, i. p., 注射在10μlg 体重)。根据机构准则, 可以替代制剂和剂量制度。
- 检查动物的充分镇静, 其特点是有规律的呼吸速度和缺乏脚趾捏反射。保持这种麻醉水平。
- 用闭环加热垫将动物的体温保持在36.6°c。使用眼药膏, 以避免角膜脱水。这也会抑制动物的眨眼反射, 这会给重新编码增加噪音。
- 通过皮下注射布比卡奈/利多卡因 (0.1 mg/bup每当 aine 和 0.4 mg/llidocaine, 0.1 ml 给药的 s. c.) 进行局部镇痛, 以尽量减少任何手术不适。根据机构准则, 可以替代制剂和剂量制度。
- 在颈部服用肌力拮抗剂阿托品 (阿托有权氨基, 0.1 mg/ml, 20μl 给药..., 溶于 pbs), 以减少粘液分泌, 促进呼吸。根据机构准则, 可以替代制剂和剂量制度。
2. 震耳欲聋前声学听觉脑干反应 (aabr)
注: aabr 用于测量震耳欲聋前后的听力状态。测试在左耳和隔音电屏蔽的展台上进行。我们建议测试并在以后为右撇子植入左耳。关于小鼠 abr 的更多细节可以在13,14中找到。tucker davis technologies (tdt) 硬件和软件 (biosig) 用于记录 abr, 但可以使用其他系统。
- 用声学泡沫阻断对侧 (右) 耳朵, 将 abr 响应与同侧 (左) 耳朵隔离。将泡沫放入1毫升注射器中, 然后将其注射到小鼠的右耳管中, 用泡沫覆盖整个耳道 (0.1-0.2 ml 泡沫)。确保注射器紧贴着耳朵密封, 以便泡沫一直进入耳道。
- 将扬声器放置在离左耳10厘米的位置。
请注意:此设置的扬声器使用 pcb 麦克风进行了校准, 如反射15中所述。 - 用70% 的乙醇溶液清洁 abr 电极。将电极置于皮肤下方: 在顶点上有源 (ch1), 参考 (-) 在同侧耳朵的 pinna 下方, 并在后腿上研磨 (图 1)。
- 通过光纤端口将顶部和前放大器连接到听觉处理器。
-
检查有源电极和参考电极的阻抗。
- 如果阻抗超过3欧姆, 请重新排列它们并重新进行测量。当电极具有相同的阻抗时, 可以获得最佳记录。关闭隔音室。
- 使用复杂的听觉处理器和软件, 在自由场条件下显示 abr。标准化软件中的点击刺激: 0.1 ms 单通道单相点击显示在21赫兹;在 10个 db 步骤中, 点击级别从 90 db spl 降低到 10 db spl;10毫秒录制窗口。每个 db 级别的平均答复总数为512个。
- 离线应用 2, 000 hz 低通滤波器和 300 hz 高通滤波器, 使用定制的 matlab 脚本减少录制过程中的噪音。
- 确定 abr 阈值为具有可识别的 abr 波响应的最低 db 级别 (图 2,图 3)。
3. 手术
请注意:使用的典型仪器包括剪刀、手术刀、一对带直尖或弯曲尖端的金属钳子、组织牵引器工具、几个吸楔子和可吸收的纸点。手术是在左耳进行的。
- 将鼠标放在右侧。避免颈椎出现过度扭转的压力。一定要保持身体挺直, 保持气道畅通。
- 用剪刀剪下左耳后面的毛 (或用剃须刀刮胡子) 来暴露皮肤。用70% 乙醇溶液和 betadine (povidone/iodine/碘) 对皮肤进行消毒。
- 在显微放大 (16x) 下, 用手术刀做一个 1-1. 5 厘米的耳后切口。
- 切换到更高的显微放大倍率 (25x)。
- 用钳子对皮下脂肪层进行钝性解剖, 脂肪层的厚度可能各不相同。
请注意:当颈外静脉穿过这个区域时, 要小心。对这种结构的损害会导致过度出血。 - 收回胸锁乳突肌, 露出鼓室骨膜。使用面神经作为一个关键的解剖地标, 以帮助识别听觉球囊。面神经包裹在胸锁乳突肌的后后侧-背侧边缘, 沿着耳道向松果横行。轻轻地将自固定牵引器工具放置在切口中, 以便于进入球囊 (图 4)。
- 取下覆盖在球囊内侧背侧区域的组织, 以便清晰地显示球囊和乳突过程之间的脊。
- 轻轻旋转一个 30 g 针刺穿球囊, 并在脊的后侧和上侧做一个洞 (球状造口) (骨头在这一边更薄)。或者, 使用牙科外科诊所。
请注意:这和以下步骤可以通过更高的显微放大倍率 (40x), 如果首选。此外, 如果需要, 请更改显微镜的位置。最大限度地提高中耳间隙的手术视图是很重要的。 -
用细尖钳捏小骨头, 露出中耳腔, 从而拓宽球体。将球囊背向乳突过程延伸, 直到圆形窗位远离覆盖的骨头。稳定的动脉是颈内动脉的一个分支, 向圆形窗位运行。
- 注意不要损坏血管, 因为过多的出血可能是致命的。在内耳腔内按一小块海绵状, 可以阻止小出血。
- 将球岩头向前部向上向方向延伸, 以可视化支架, 中耳骨连接到椭圆形窗口。
- 用钳子取下支架, 以暴露椭圆形窗口。
4. 奥托洛克斯剂的圆窗应用
- 用一个钝的 30 g 针轻轻地打孔圆形窗户和椭圆形的窗户膜。检查是否有血段用完。
- 通过椭圆形窗口缓慢灌注0.05% 重量/体积新霉素溶解在 pbs 中 (调整到 ph 7.4)。液体应从圆形窗口中冲洗出来。在圆形窗口上重复相同的过程。请注意, 不要损坏用于灌注的针头的窗户骨骼结构。
- 在圆形窗和椭圆形窗位内放置一小块 (1 毫米2) 浸泡在新霉素中的海绵状斯坦。
- 取下牵引器工具, 关闭切口, 等待30分钟。
5. 震耳欲聋后声学 abr
- 以与震耳欲聋前类似的方式记录 aabr (步骤2.2 至 2.8) (图 2b,图 3)。
6. ci 电极阵列的插入
请注意:耳蜗内电极阵列由四个铂金带 (直径 0.2 mm) 组成, 铂金/二甲苯绝缘线屏蔽在硅胶管中 (图 5)。
- 将牵引器工具放在切口中, 重新进入球囊。
- 将电极阵列插入圆形窗口 (scala tympani), 其深度为第4白金环位于圆形窗口内。这给出了约2毫米的插入深度, 对应于在 ~ 30 khz16处的耳蜗内位置。
- 将引线卷在球囊内, 并将导线粘附到球囊上方的组织上。在整个实验过程中, 线圈线有助于保持阵列的位置。
- 小心地取出牵引器, 用纸巾关闭插入。
- 在颈部做一个小切口 (0.5 毫米), 垂直于活动电极和参考 abr 电极之间的线, 其中有组织剪刀。将铂金地球放入皮下口袋, 用组织胶关闭小切口 (图 6)。
- 将电极阵列板连接到动物刺激器平台。
7. 电动听觉脑干反应 (eabr)
请注意:动物刺激器平台 (asp) 用于电刺激电极阵列。可以使用其他电流源和软件系统。
- 将 abr 电极放置在以前的位置 (步骤2.3 至 2.5) (图 6)。
- 打开 asp 软件, 定义电脉冲刺激的范式。我们使用电荷平衡双相脉冲, 在每秒23.3 脉冲 (pps) 时呈现50μs 相和10μs 相间的相间相位间隙。电刺激是在电流水平不断提高的情况下, 在单极电极配置中传递的。目前每个级别的答复总数为400份。
- 通过 tdt 头级、前放大器和听觉处理器, 连续记录电脉冲序列, 记录诱发的 eabr 响应。
- 通过定制的 matlab 脚本绘制和分析 eabr 数据 (图 7)。补充文件中提供了录音的脚本和示例。
8. 实验结束
- 实验结束时, 根据机构指导方针对动物实施安乐死。
- 小心打开切口并取出植入物。
- 在蒸馏水中对电极阵列进行超声波化 10分钟, 以去除组织碎片。
请注意:如果电极完好并具有适当的导电性, 植入物可以重复使用几次。要检查这一点, 测量电极的阻抗时, 一个万用表阵列是干的。 - 将电极阵列存放在干燥的地方。
Representative Results
本研究的目的是描述一个可靠的模型, 急性 ci 刺激在耳聋的小鼠。手术前和术后听力阈值作为震耳欲聋过程的功能读数。在椭圆形和圆形窗口中局部应用0.05% 的新霉素显著提高了 46 db±6 (前对新霉素: 30.d db±3.8 对 75.7 db±3.7, p = 0.0003, 配对 t-test, n = 7) (图 3)。鼠标大小的电极阵列随后插入圆形窗口 (图 4,图 5)。对耳蜗内电极的电模拟可以可靠地产生 eabr 活性。(图 7)。在某些情况下, ci 刺激激活了面神经, 并产生了具有短延迟或长延迟的高振幅波 (分别为图8a 和图 8A)。短潜伏期反应的特点是波 iv 在3毫秒左右的快速放大, 很可能是面神经的直接反应。长潜伏期反应出现在5-6 毫秒左右, 很可能是面神经间接引起的非听觉肌肉 (肌原) 反应。在文献中的动物研究中很少报道面部神经反应, 但在人类 ci 使用者中, 面部神经反应是众所周知的并发症,17,18,19.在 图 8中, 面神经刺激出现在相对中等的电流水平 (150–200μa) 和两种不同的动物。在其他情况下, 这两种反应都可能出现在同一动物体内, 目前的水平非常高 (未显示)。我们建议将目前的水平限制在面部神经刺激的外观以下。
图 1: 听觉脑干响应 (abr) 设置.皮下电极放置在麻醉小鼠的顶点 (active/通道 1 [ch1])、同侧耳朵 (参考 [ref]) 后面和后腿 (地面 [gnd])。电极信号被放大, 然后由 tdt 系统记录。声学和电刺激分别通过麦克风和动物刺激器平台呈现。请点击这里查看此图的较大版本.
图 2: 代表 aabr 波点击刺激从野生类型的小鼠震耳欲聋前后与0.05% 的新霉素.(a) 正常听力 aabr 模式的特点是波标记为 i-v 和低听力阈值, 这里 30 db spl (箭头)。(b) 耳聋的 aabr 模式显示听力阈值增加, 这里为 70 db spl (箭头)。波具有更长的延迟和更多的时间抖动。请点击这里查看此图的较大版本.
图 3: 震耳欲聋前后的 abr 阈值.新霉素的应用使 aabr 阈值显著提高了 46 db±6。前与新霉素: 30.0 db±3.8 对 75.7 db±3.7, p = 0.0003, 配对 t 检验, n = 7。错误是手段的标准错误。请点击这里查看此图的较大版本.
图 4: 手术.(a) 暴露在听觉球囊中。球造体沿着鼓室球囊 (黑色虚线) 上的山脊进行 (白色虚线)。(b) 球状造口术可以显示圆形窗口、稳定动脉和椭圆形窗口。新霉素先从椭圆形的窗户轻轻冲洗, 然后从圆形的窗户冲走。(c) 插入电极阵列, 直到第4电极位于圆形窗口生态位内。电极线盘绕在球囊内, 以便在切口关闭前保持阵列的位置。cn vii = 颅神经 vii (面神经), ow = 椭圆形窗口, rw = 圆形窗口, sa = 支架动脉, scm = 胸锁乳突肌, tb = 鼓室恐慌性球囊。请点击这里查看此图的较大版本.
图 5: 小鼠人工耳蜗.(a) 耳蜗内电极阵列由四个白金带组成, 间隔为 0.4 mm, 直径为 d:0[笔尖] (d=0.21 0.21)、1 (duct0.23)、2 (d=0.21)、3 (ducs0.27)。每个电极的宽度为 0.2 mm。四根白金氦 (90/10) 二甲苯绝缘导线被屏蔽在硅胶管中。(b) 电极阵列尖端 (红色虚线正方形) 的放大倍率。电极阵列和铂金参考球连接到印板上。刻度栏 = 1 毫米. 请点击这里查看此图的较大版本.
图 6: 电唤起的 abr (eabr) 设置.ci 铂金地球 (gnd, 红色) 被放置在鼠标颈部的皮下口袋中。在顶点处的有源 (Ch1(+) 和参考 (同侧耳的 ref (-) 之间的线 abr 电极垂直于电极阵列和接地之间的线, 以获得最佳的 eabr 响应。eabr 接地电极 (gnd, 黑色) 被放置在后腿上。请点击这里查看此图的较大版本.
图 7: 代表性 eabr 波对耳聋小鼠 ci 刺激。提出了一种双相脉冲序列, 以每秒23.3 脉冲 (pps) 的单极配置状态对电极 #1 进行了400次重复。刺激水平0-175μa 显示在25μa 步骤 (参见步骤7.2 中的刺激细节)。罗马数字表示电子 abr 波数。随着电流水平的增加, 波幅和延迟分别增加和减少。在这个例子中, 第二波出现在1毫秒左右, 波 iii 在2毫秒左右, 波 iv 在3毫秒左右,波 v 在4毫秒左右.请点击这里查看此图的较大版本.
图 8: 面神经刺激的例子.在某些情况下, ci 刺激可以激活面神经, 并引起直接反应与短延迟 (a) (箭头) 或间接反应与较长的延迟 (b) (箭头)。所显示的例子来自两个注入 ci 的动物, 它们在50μa 步骤中使用0-300μa 的双相脉冲序列进行刺激 (参见步骤7.2 中的刺激细节)。罗马数字表示电子 abr 波数。* 表示由于放大器饱和而导致的 eabr 波的剪切。请点击这里查看此图的较大版本.
Discussion
本文介绍了小鼠急性耳聋和人工耳蜗植入术的手术方法, 以及对 ci 刺激与听觉脑干反应的功能评估。尽管小鼠耳蜗体积小, 手术具有挑战性, 但 ci 小鼠模型是可行的, 是听觉研究中的一个有价值的工具。
星状动脉存在于小鼠的中耳。动脉进入球囊后内侧, 并运行下部到圆形窗口利基, 然后优越到椭圆形窗口利基。在小鼠模型的初始发展中, 我们经历了致命的术中出血后创伤的支架动脉, 主要是在访问球囊。因此, 我们采用了一种更有限的方法, 并以更小、更精细的解剖步骤访问了球状。此后没有观察到因出血而引起的进一步并发症。尽管支架烧蚀对小鼠5岁的听力阈值或螺旋神经节神经元数量没有显著影响, 但我们认为, 只要在手术过程中给予极大的注意和注意, 就没有必要。我们建议花必要的时间发展良好的心理运动技能, 达到技术熟练程度。从最初切口到植入电极阵列周围闭合的平均时间通常为 1-1. 5小时。
所描述的小鼠急性 ci 手术类似于其他啮齿类动物使用的 "腹侧" 手术和圆形窗户插入, 包括大鼠和沙鼠20,21,22.其他啮齿类动物的研究使用了 "背法" 与基础转向耳蜗, 而不是圆窗插入, 完全避免 sa 和插入数组更深 6,23,24。在小鼠体内植入慢性刺激组件遵循本协议中所述的相同步骤, 并添加了一个 dacron 网格来固定植入物和术后护理5。
在小鼠体内进行 ci 手术时的主要技术挑战是耳蜗的体积小, 而老鼠和沙鼠的耳蜗, 以及存在一个大的 sa。南澳大利亚州也存在于老鼠身上, 但不存在于沙鼠中。此外, 由于老鼠比老鼠和沙鼠小, 它们更容易受到外科手术的影响。
为了消除 eabr 记录中的电泳反应, 并模拟大多数 ci 用户中发现的毛细胞丢失, 我们在 ci 插入前对动物进行了耳聋。小鼠很难在体内震耳欲聋耳毒性 25, 因为引起耳毒性所需的氨基糖苷的全身浓度有一个狭窄的剂量窗口: 几天内给予的低剂量会导致没有毛细胞丢失, 而一次注射就会导致脱发较高剂量可致命 26.另外, 对氨基糖苷的敏感性取决于应变 26。然而, 事实表明, 单剂量氨基糖苷与循环利尿剂结合使用可导致 cba/caj 小鼠外毛细胞过多丢失, 而不会造成致命后果27。据报道, 在所有接受检查的耳蜗中, 有一半的人出现了迟发毛细胞死亡的情况。
在这份手稿中, 我们使用了局部应用氨基糖苷新霉素的灵感来自于最近为 c57bl6 小鼠5制定的协议。新霉素的急性应用使点击诱发听力阈值显著提高 46 db±6.1。虽然这一增幅大于 irving 等人报告的 35 db 增长.(手术前与术后: 41.6 db±3.3 vs 76.6 db±4.4, p = 0.02, n = 3)5、我们达到了相同的震耳欲聋后阈值 (75.7 db±3.7 对 75.7 db±4.4)。0.05% 的新霉素被认为会导致部分听力损失, 主要是由快速的外毛细胞死亡, 因为内毛细胞丢失需要更长的时间发生27。因此, 电泳反应, 这是由内部和外部毛细胞4,8,9, 10, 11,12,只部分消除在耳聋的动物与残余听力。尽管 0.05% (重量体积) 新霉素在耳聋5后4周内并没有减少螺旋神经节神经元的数量, 但目前还不清楚新霉素在我们的急性设置中是否会影响听觉神经纤维或促进突触 (突触丢失)在内毛细胞和 i 型听觉神经纤维之间)。另一个不确定因素是, 局部新霉素治疗可能不会产生沿耳蜗长度的毛细胞丢失的均匀分布。需要今后进行研究来回答这些问题。
总之, 越来越多的人类耳聋遗传模型和现有的生化工具使老鼠成为包括 cis 领域在内的听觉研究的有吸引力的动物模型。
Disclosures
没有相互竞争的金融利益。作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
作者感谢皮埃尔·斯塔尔、法国尼斯的奥蒂康医疗公司提供动物刺激平台和刺激模式方面的建议, 并感谢来自澳大利亚墨尔本生物技术研究所的詹姆斯·法伦和安德鲁·k·威斯提供手术建议.这项工作得到了瑞士国家科学基金会赠款的支持 (紧急救济协调委员会向 t. r. b. 提供的转移赠款)。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/mL | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
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