Summary
Cochlear implantater-dyremodeller kan fremme kendskab til det teknologiske grundlag for behandling af permanent sensorineuralt høretab med elektrisk stimulation. Denne undersøgelse præsenterer en kirurgisk protokol for akut øredøvende og cochlear implantation af en elektrode-array i mus samt funktionel vurdering med auditive hjernestammen svar.
Abstract
Cochlear implantater (CIs) er neuroprosthetic enheder, der kan give en følelse af at høre til døve. Dog ikke kan en CI gendanne alle aspekter af at høre. Forbedring af implantat teknologi er nødvendig hvis CI brugere opfatter musik og udføre i mere naturlige miljøer, såsom høring ud en stemme med konkurrerende oplæsere, refleksioner og andre lyde. Sådan forbedring kræver forsøgsdyr til bedre at forstå mekanismerne af elektrisk stimulation i cochlea og sine svar i den hele auditive system. Musen er en stadigt mere attraktiv model på grund af de mange genetiske modeller til rådighed. Den begrænsede anvendelse af denne art som CI model er dog hovedsageligt på grund af vanskeligheden ved at implantere lille elektrode arrays. Flere detaljer om den kirurgiske procedure er derfor af stor interesse at udvide brugen af mus i CI forskning.
I denne betænkning beskriver vi i detaljer protokollen for akut øredøvende og cochlear implantation af en elektrode-array i C57BL/6 mus stamme. Vi demonstrere den funktionelle effekt af denne procedure med elektrisk fremkaldte auditive hjernestammen svar (eABR) og viser eksempler på facial nervestimulation. Endelig vil vi også diskutere betydningen af at medtage en øredøvende procedure, når du bruger et normalt høre dyr. Denne musemodel giver en stærk mulighed for at studere genetiske og neurobiologiske mekanismer, der ville være relevant for CI brugere.
Introduction
Cochlear implantater (CIs) er elektronisk udstyr, der kan give en følelse af at høre at mennesker med alvorlige og dybe høretab. Det bruger elektroder kirurgisk implanteret i cochlea i det indre øre til direkte for at stimulere hørenerven. Til dato har CI er den mest succesfulde sensoriske protesen og har hjulpet mere end 600.000 mennesker over hele verden1. Enheden har imidlertid mangler. Først, ydelserne fra enheden varierer meget blandt modtagerne. For det andet tale i støjende miljøer og musik er stadig dårligt opfattes af de fleste CI brugere.
I mange år, har dyremodeller været brugt til bedre at forstå disse spørgsmål i CI forskning og til løbende at forbedre sikkerheden og virkningen af enhederne. Modellerne har givet en værdifuld indsigt i flere fænomener, såsom plast ændringer i hjernen finder sted efter CI implantation2, effekten af anvendelse af genterapi for at bevare resterende høring3og Biofysisk egenskaber af den elektrisk stimuleret hørenerven4, blandt mange andre eksempler.
Mus er en kraftfuld model organisme på grund af den store tilgængelighed af genetiske modeller af døvhed. Andre fordele omfatter evnen til at manipulere mus genom (f.eks., via CRISPR-Cas-system), mulighed for at bruge avanceret billedbehandling teknikker til at studere mekanismer, især i hjernen, høj reproduktion sats, hurtige udvikling og nem opdragelse og håndtering. De vigtigste tekniske udfordringer i at udføre CI operationer i mus er den lille størrelse af cochlea og tilstedeværelsen af et stort stapedial arterie (SA). SA normalt forsvinder under fosterudviklingen i mennesker men fortsætter hele livet i en række af gnavere, herunder mus, rotter og ørkenrotter. SA kører under runde vinduet niche, som komplicerer adgang til cochlea og øger kirurgisk risiko.
Tidligere undersøgelser har vist gennemførligheden af CI implantation i mus5,6,7. Irving et al. demonstreret, at kronisk intracochlear elektrisk stimulation kan opnås for op til en måned. Akut stimulation blev også udført men optagelserne blev ikke præsenteret. De viste at ætsende arteria stapedial havde ingen signifikant effekt på tærsklen hørelse eller antallet af spiral ganglion neuroner og at lokal applikation af aminoglycosid neomycin, en ototoksiske narkotika, var en effektiv øredøvende procedure i mus5. Soken et al. beskrev en modificeret dorsale tilgang til musen cochlea gennem det runde vindue bedre bevare hørelse status6. Efter indsættelse af en platinum-iridium wire, blev betydelig resterende retsmødet observeret med en øget auditive hjernestammen svar (ABR) tærsklen på 28 dB. Otoakustiske emissioner (OAE) gik tabt i dyr med stor ABR tærskel Skift6. Mistry et al. testet funktionelle og histopatologiske virkningerne af implantation i mangel af elektrisk stimulation7. Selv om retsmødet blev bevaret i både 3 og 6 måneder gamle implanterede mus ved lave frekvenser, resulterede implantation i fibrose-lignende vævet omkring implantatet og osteoneogenesis omkring bullostomy7.
Kort sagt, ud af de tre undersøgelser om toldinformationssystemet i mus viser kun én funktionelle optagelse af CI stimulation. Irving og kolleger udført både akut og kronisk eABR indspilninger men kun viste data fra kronisk CI stimulation5. Den kroniske model med en fuldt implantabel anordning udviklet af Irving et al. er dog teknisk udfordrende. Det vides ikke endnu om akut CI stimulation, både mindre udfordrende og hurtigere, kan opnå lignende resultater.
CIs bruges af mennesker med svære og dybtgående høretab, der ikke længere nyde godt af høreapparater. Dyremodeller for CI brugere bør derfor omfatte en øredøvende procedure, når de normalt hører der anvendes dyr. En anden grund til at overdøve høring dyr er at den elektrisk stimulation af et døve eller hørehæmmede cochlea producerer forskellige neurale svar4,8,9,10,11, 12. elektrisk stimulation af en døv cochlea direkte aktiverer den auditive nervefibre og genererer en electroneural reaktion (α). Det er kendetegnet ved kort ventetid og en lille dynamikområde i periferien8,10. På den anden side ophidser elektrisk stimulation af en høring cochlea også hårcellerne i en elektrofonisk reaktion (β), som er karakteriseret ved længere ventetid og større dynamikområde4,11. Elektrofonisk svar er tilskrevet normale excitation af nervefibre af indre hårceller, elektrisk induceret sammentrækning af ydre hårceller og generering af en omrejsende bølge4. Electroneural og elektrofonisk svar også resultere i to forskellige aktivitet mønstre i centralnervesystemet9. Sato et al. indspillet midthjernen neuroner i et CI implanteret marsvin før og efter øredøvende med neomycin, der eliminerer elektrofonisk bidrag. De viste, at hældningen af funktionen rente-niveau var stejlere og fyring priser højere i deafened tilstand i forhold til retsmødet betingelse9. Afhængigt af den forskningsspørgsmål udtalte, er det derfor vigtigt at overveje at medtage øredøvende til separat elektrofonisk og electroneural svar på elektrisk stimulering af hørenerven.
Her, beskrive vi proceduren for akut øredøvende og cochlear implantation af en elektrode matrix i en mus samt funktionelle optagelsen af intracochlear elektrisk stimulation med elektrisk fremkaldte auditive hjernestammen svar (eABR).
Protocol
Alle procedurer blev udført ifølge Basel Universitet, Schweiz, dyrs pleje og retningslinjer. De var licenseret af Veterinærkontoret i kantonen Basel, Schweiz.
Bemærk: C57BL/6 voksne mus, i alderen 8-12 uger (vægt 20-30 g), blev anvendt i denne undersøgelse.
Venstre øre er brugt som den eksperimentelle øre. Højre øre fungerer som en intra animalsk kontrol og ændres ikke kirurgisk.
1. Præoperative procedurer
-
Anaesthetize den animalske 30 min før operation via intra peritoneal (i.p.) injektion af ketamin/xylazin (80 mg/kg ketamin, 16 mg/kg xylazin, i.p., volumen injiceres på 10 μL/g kropsvægt).
- Supplere anæstesi efter behov, som bedømt af en positiv pedal og palpebral (tå-knivspids) refleks og bevægelse af whiskers, med en lavere dosis af ketamin (45 mg/kg i.p., injiceres på 10 μL/g kropsvægt). Agenter og dosis regimer kan erstattes af per institutionelle retningslinjer.
Noter: I almindelighed, dyret vil savn en indsprøjtning hver 45-60 min. med denne agent og dosis regime. Den gennemsnitlige tid fra indledende indsnit til lukning omkring indopereret elektrode-array er typisk 1-1.5 timer.
- Supplere anæstesi efter behov, som bedømt af en positiv pedal og palpebral (tå-knivspids) refleks og bevægelse af whiskers, med en lavere dosis af ketamin (45 mg/kg i.p., injiceres på 10 μL/g kropsvægt). Agenter og dosis regimer kan erstattes af per institutionelle retningslinjer.
- Check for fuld sedation af dyre markeret af en regelmæssig vejrtrækning og en mangel på tå-knivspids reflekser. Opretholde dette niveau af anæstesi.
- Bevare dyrets kropstemperatur på 36,6 ° C med et lukket kredsløb varmepude. Anvende øjet salve for at undgå dehydrering af hornhinden. Dette vil også undertrykke dyrets blinke refleks, som kan tilføje støj til den recoding.
- Administrere lokale smertestillende via subkutan injektion (s.c.) bupivacaine/lidocain (0,1 mg/mL bupivacaine og 0,4 mg/mL lidokain, 0,1 mL administreres s.c.) langs linjen tilsigtede indsnit at minimere eventuelle kirurgiske ubehag. Agenter og dosis regimer kan erstattes af per institutionelle retningslinjer.
- Administrere muskarine antagonist atropin (atropinesulfate amino, 0,1 mg/mL, 20 μL administreres s.c., opløst i PBS) i nakken til at reducere slim sekretion og lette vejrtrækning. Agenter og dosis regimer kan erstattes af per institutionelle retningslinjer.
2. præ-øredøvende akustiske auditive hjernestammen svar (aABR)
Bemærk: aABR bruges til at måle status for høring før og efter øredøvende. Test er udført på det venstre øre og i et lydisoleret elektrisk afskærmet kabine. Vi anbefaler at teste og senere implantat venstre øre for en højrehåndet person. Yderligere oplysninger om ABR i mus kan findes i13,14. Tucker Davis teknologier (TDT) hardware og software (BioSig) bruges til at registrere ABR men andre systemer kan bruges.
- Blokere de kontralaterale (højre) øre med akustiske skum til at isolere ABR svar fra ipsilaterale (venstre) øre. Sætte skum i en 1 mL sprøjte og tilføre den højre øregang af musen til at dække hele øregangen med skum (0,1-0,2 mL af skum). Sørg for sprøjten sæler tæt ved øret så skummet får hele vejen ind i øregangen.
- Sted højttaler 10 cm fra venstre øre.
Bemærk: Taleren for denne opsætning var kalibreret ved hjælp af en PCB mikrofon, som beskrevet i refefence15. - Ren ABR elektroder med 70% ethanol opløsning. Placere elektroder under huden: aktiv (Ch1) på issen, reference (-) under toppunkt i den ipsilaterale øre, og jorden i bagben (figur 1).
- Tilslut hoved-fase og forforstærker til den auditive processor via optisk fiber-port.
-
Check impedans af aktive og referenceelektrode.
- Hvis impedansen er over 3 Ohm, re-arrangere dem og re-tage måling. De bedste optagelser er opnået når elektroderne har den samme impedans. Luk lyd-bevis standen.
- Præsentere Klik stimulation og optage ABR i et fri-felt tilstand med komplekse auditive processor og software. Standardisere Klik stimulus i softwaren: 0,1 ms enkanalet monofasiske Klik præsenteres på 21 Hz; Klik på falder fra 90 dB SPL til 10 dB SPL i 10 dB trin; 10 ms optagelse vindue. Gennemsnitlig ialt 512 svar på hvert dB niveau.
- Anvende en 2.000 Hz lowpass filter og en 300 Hz highpass filter offline for at reducere støj i optagelse ved hjælp af en skræddersyet Matlab script.
- Bestemme ABR tærskel som den laveste dB niveau med en genkendelig ABR bølge svar (figur 2, figur 3).
3. kirurgi
Bemærk: Typiske instrumenter omfatter en saks, en skalpel, et par af metallisk pincet med lige eller buede tips, en væv retraktor værktøj, flere suge kiler og resorberbare papir Point. Operationen udføres på det venstre øre.
- Sætte musen på sin højre side. Undgå unødig torsionsstivhed stress på halshvirvel. Sørg for at holde kroppen lige at holde luftvejene åbne.
- Skære fur bag venstre øre med en saks (eller barbere det med en barbermaskine) at udsætte huden. Sterilisere huden med 70% ethanol opløsning og betadine (povidon/jod).
- Under mikroskopisk forstørrelse (16 x), gøre en 1-1,5 cm post auricular snit med en skalpel.
- Skift til højere mikroskopiske forstørrelse (25 x).
- Udføre stump dissektion gennem det subkutane fedt lag, som kan være af varierende tykkelse, med pincet.
Bemærk: Vær forsigtig, når dissekere som den eksterne halsfedt krydser dette område. Skader denne struktur kan forårsage overdreven blødning. - Trække sternocleidomastoideus musklen til at afsløre tympaniske bulla periosteum. Bruge facial nerve som et vigtigt anatomisk landemærke til hjælp identificering af de auditive bulla. Facial nerve ombrydes omkring posterior/dorsale kanten af sternocleidomastoideus musklen og løber rostrally langs ørekanalen mod toppunkt. Anbring forsigtigt værktøjet selvstændige fastholde retractor i snit til at lette adgangen til bulla (figur 4).
- Fjerne vævet overliggende området medio-dorsale i bulla tillade klare visualisering af højderyggen mellem bulla og mastoid proces.
- Forsigtigt rotere en 30 G nål for at gennembore bulla og lave et hul (bullostomy) i posterior superior side af højderyggen (knoglen er tyndere på denne side). Alternativt kan du bruge en dental kirurgisk boremaskine.
Bemærk: Dette og de følgende trin kan gøres med endnu højere mikroskopiske forstørrelse (40 x), hvis det foretrækkes. Også, ændre placeringen af mikroskopet, hvis nødvendigt. Det er vigtigt at maksimere den kirurgiske opfattelse af mellemøret plads. -
Udvide bullostomy ved at klemme lille knogle stykker med fine tippes pincet til at eksponere mellemøret hulrum. Udvide bullostomy dorsalt over mastoid processen, indtil runden vinduet niche fremgår af overliggende knogler. Den stapedial arterie, en gren af den interne carotis arterie, løber ventrale runde vinduet niche.
- Pas på ikke at beskadige skibet som overdreven blødning kan være dødelig. Små blødninger kan stoppes ved at trykke på et lille stykke af spongostan i det indre øre hulrum.
- Udvide bullostomy mod anterior superior retning at visualisere stapes, mellemøret knoglerne forbundet til det ovale vindue.
- Fjerne stapes med pincet til at udsætte det ovale vindue.
4. runde vindue anvendelse af ototoksiske Agent
- Forsigtigt perforere de runde vindue og ovale vindue membraner ved hjælp af en afrundede 30 G nål. Tjek løber at perilymph ud.
- Langsomt perfuse 0,05% vægt/volumen neomycin opløst i PBS (indstillet til pH 7,4) gennem det ovale vindue. Væske skal skylle ud af det runde vindue. Gentag den samme procedure på det runde vindue. Pas på ikke at beskadige vindue knogle strukturer med nålen bruges til perfuse.
- Læg et lille stykke (1 mm2) af spongostan dyppet i neomycin inden for det runde vindue og ovale vindue niche.
- Fjerne værktøjet retractor, Luk snittet og vente 30 min.
5. efter øredøvende akustiske ABR
- Optage aABR på samme måde som før øredøvende (trin 2.2 til 2.8) (figur 2b, figur 3).
6. indsættelse af CI elektrode-Array
Bemærk: Matrixen intracochlear elektrode består af fire platinum bands (Ø0.2 mm) med platin/iridum parylene isoleret ledning afskærmet i et silikone rør (figur 5).
- Placer værktøjet retractor i snit til at igen få adgang til bulla.
- Indsæt elektrode-array i det runde vindue (scala tympani) i en dybde hvor 4th platin ringen ligger lige indenfor det runde vindue. Dette giver en indsættelse dybde af ~ 2 mm, svarende til en intracochlear position på ~ 30 kHz16.
- Tændspole bly wire inde bulla og lime wire til væv over bulla. Coiling wiren hjælper med at holde arrayet på plads i hele eksperimentet.
- Forsigtigt fjerne retractoren og lukke indsættelse med væv lim.
- Gør et lille snit (0,5 mm) i nakken vinkelret på linjen mellem hvor aktive og ABR referenceelektroder vil ved hjælp af en væv saks. Placer platin jorden bolden i det subkutane lomme og lukke de små indsnit med væv lim (figur 6).
- Tilslut elektrode matrix bestyrelsen at dyret Stimulator Platform.
7. elektriske auditive hjernestammen svar (eABR)
Bemærk: En dyr Stimulator Platform (ASP) bruges til at stimulere elektrisk elektrode-array. Andre aktuelle kilder og softwaresystemer kan bruges.
- Placer ABR elektroderne som før (trin 2,3 til 2,5) (figur 6).
- Åbn ASP-softwaren og definere elektrisk impuls stimulation paradigme. Vi bruger en afgift-afbalanceret bifasisk pulser med 50 μs/fase og 10 μs interphase gap præsenteret på 23,3 impulser pr. sekund (KKS). Den elektriske stimulation er leveret i monopolære elektrode konfiguration med stigende aktuelle niveauer. Ialt 400 svar er et gennemsnit på hver nuværende niveau.
- Præsentere elektrisk puls tog og optage evoked eABR svar løbende via TDT headstage, forforstærker og auditive processor.
- Plot og analysere eABR dataene via en skræddersyet matlab script (figur 7). Scriptet og et eksempel på en optagelse er fastsat i supplerende.
8. slutningen af forsøget
- I slutningen af forsøget, aflive dyr ifølge institutionelle retningslinjer.
- Forsigtigt åbne snit og fjerne implantatet.
- Ultra-sonikeres elektrode-array i destilleret vand i 10 min til at fjerne væv snavs.
Bemærk: Implantatet kan genbruges flere gange, hvis elektroderne er intakt og korrekt udførelse. For at kontrollere dette, skal du måle impedans af elektroderne med et multimeter, når array er tør. - Gemme elektrode-array på et tørt sted.
Representative Results
Formålet med denne undersøgelse var at beskrive en pålidelig model for akut CI stimulation i deafened musen. Præ- og post-kirurgisk hørelse tærskler fungerede som en funktionel udlæsning af den øredøvende procedure. Topisk anvendelse af 0,05% neomycin i vinduet ovale og runde steget betydeligt Klik-fremkaldte hørelse tærskler af 46 dB ± 6 (pre vs efter neomycin: 30,0 dB ± 3.8 vs 75,7 dB ± 3.7, p = 0,0003, parret t-test, n = 7) (figur 3). Mus-sized elektrode-array blev herefter indsat i det runde vindue (figur 4, figur 5). Elektrisk simulering af en intracochlear elektrode kan pålideligt generere eABR aktivitet. (Figur 7). I nogle tilfælde CI stimulation aktiveret facial nerve og produceret en høj amplitude bølge med enten kort eller lang latenstid (figur 8A og fig. 8B, henholdsvis). Kort ventetid svar var kendetegnet ved en hurtig forstærkning af bølge IV omkring 3 ms og vil sandsynligvis gøre en direkte svar af facial nerve. Den lange ventetid svar dukkede op omkring 5-6 ms og forventes at være en ikke-auditive muskel (myogenic) reaktion fremkaldt indirekte af facial nerve. Facial nerve svar er sjældent rapporteret i dyreforsøg i litteratur, men er en kendt komplikation i menneskelige CI brugere17,18,19. I figur 8, facial nervestimulation optrådte på relativt mellemstore nuværende niveauer (150-200 μA) og i to forskellige dyr. I andre tilfælde, kunne begge svar vises i den samme dyr med meget høj aktuelle (ikke vist). Vi anbefaler, at begrænse det nuværende niveau til niveau under udseendet af facial nervestimulation.
Figur 1: Opsætning af auditive hjernestammen svar (ABR). Subdermal elektroder er placeret på vertex (aktiv/kanal 1 [Ch1]), bag den ipsilaterale øre (reference [Ref]) og på bagben (jorden [Gnd]) af bedøvede musen. Elektrode signaler er forstærket og indspillet med et TDT system. Akustisk og elektrisk stimulation er præsenteret via en mikrofon og en dyr Stimulator Platform, henholdsvis. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: repræsentant aABR bølger for at klikke stimulation fra en wild-type mus før og efter øredøvende med 0,05% neomycin. (A) normal-høring aABR mønster er karakteriseret ved bølger mærket-V og en lav hørelse tærskel, her 30 dB SPL (pil). (B) den deafened aABR mønster viser en øget høring tærskel, her 70 dB SPL (pil). Bølgerne har en længere ventetid og flere tidsmæssige jitter. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: aABR tærskel før og efter øredøvende. Anvendelse af neomycin steget betydeligt 46 dB ± 6 aABR tærskler. Før vs efter neomycin: 30,0 dB ± 3.8 vs 75,7 dB ± 3.7, p = 0,0003, parret t-test, n = 7. Fejl er standard fejl af midlerne. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: kirurgi. (A) eksponering for den auditive bulla. Bullostomy er udført (hvid prikkede cirkel) langs højderyggen på den tympaniske bulla (sort stiplede linje). (B) bullostomy giver mulighed for visualisering af det runde vindue, stapedial arterie og ovale vindue. Neomycin er forsigtigt skyllet igennem første det ovale vindue, så det runde vindue. (C) elektrode-array er indsat indtil 4th elektroden er beliggende lige indenfor runde vinduet niche. Den elektrode ledning er rullet inde bulla at holde array på plads, før indsnittet er lukket. KN VII = kranienerver VII (facial nerve), OW = ovale vindue, RW = runde vindue, SA = stapedial arterie, SCM = sternocleidomastoideus musklen, TB = tympaniske bulla. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: mus cochlear implant. (A) intracochlear elektrode array består af fire platinum bands fordelt på en 0,4 mm interval med en diameter d: 0 [tip] (d = 0,21), 1 (d = 0,23), 2 (d = 0,25), 3 (d = 0,27). Bredden af hver elektrode er 0,2 mm. De fire platinum/iridium (90/10) parylene isolerede ledninger er afskærmet i et silikone rør. (B) forstørrelse af elektrode array spids (rød stiplet firkant). Elektrode-array og en platin reference bold er forbundet til en print bord. Skalalinjen = 1 mm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6: elektrisk fremkaldte ABR (eABR) setup. CI platin jorden bolden (Gnd, red) er placeret i en subkutan lomme i nakken på musen. Grænsen mellem aktiv (Ch1(+) ved toppunktet) og (Ref (-) på det ipsilaterale øre) ABR referenceelektroder er vinkelret på linjen mellem elektrode-array og jorden for at opnå den bedste eABR svar. EABR jorden elektrode (Gnd, sort) er placeret i den bagben. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 7: repræsentant eABR bølger til CI stimulation i et deafened mus. Et bifasisk puls tog præsenteres for elektrode #1 i monopolære konfiguration på 23,3 impulser pr. sekund (pps) med 400 gentagelser. Stimuli niveau 0-175 μA er vist i 25 μA trin (Se stimulation detaljer i trin 7.2). Romertal betegne eABR bølge nummer. Bølge amplituder og latency øge og mindske, henholdsvis med stigende nuværende niveau. I dette eksempel, wave II syntes omkring 1 ms, bølge III omkring 2 ms, bølge IV omkring 3 ms, wave V omkring 4 ms. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 8: eksempel på facial nervestimulation. I nogle tilfælde kan CI stimulation aktivere facial nerve og fremkalde en direkte respons med kort ventetid (A) (pil) eller indirekte svar med længere ventetid (B) (pil). I eksemplerne er fra to CI-implanteret dyr stimuleret med et bifasisk puls tog ved hjælp af 0-300 μA i 50 μA trin (Se stimulation detaljer i trin 7.2). Romertal betegne eABR bølge numre. * betegner klipning af eABR bølge på grund af mætning af forstærkeren. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Dette manuskript beskrives den kirurgiske tilgang til akut øredøvende og cochlear implantation i musen, som en funktionel vurdering af CI stimulation med auditive hjernestammen svar. Selv om musen cochlea er lille og den operativ behandling udfordrende, CI musen model er gennemførlig og fungerer som et værdifuldt redskab i auditive forskning.
Den stapedial arterie er til stede i mellemøret af musen. Arterien træder bulla posterior medialt, og løber inferiorly at runde vinduet niche og derefter overlegent oval vinduet niche. I den indledende udvikling af musen model oplevede vi fatal intra-operative blødende følgende traumer til den stapedial arterie, hovedsagelig mens adgang til bulla. Som en konsekvens, vi tilpasset en mere begrænset tilgang og adgang til bulla i mindre, raffineret dissektion trin. Ingen yderligere komplikationer på grund af blødning blev derefter observeret. Trods det faktum, at stapedial arterie ætsninger har nogen væsentlig virkning på retsmødet tærskel eller antallet af spiral ganglion neuroner i mus5, efter vores mening, er det unødvendigt, så længe stor omhu og opmærksomhed er taget under operationen. Vi foreslå at tage tid til at udvikle fine psykomotoriske færdigheder og nå tekniske færdigheder. Den gennemsnitlige tid fra indledende indsnit til lukning omkring indopereret elektrode-array er typisk 1 – 1,5 h.
Beskrevet akut CI kirurgi i mus er lig "ventrale" procedure og runde vindue indsættelse bruges i andre gnavere, herunder rotter og gerbils20,21,22. Andre gnavere undersøgelser har brugt metoden"dorsale" med en basal turn cochleostomy i stedet for en runde vindue indsættelse, for at undgå SA helt og indsætte array mere dybt6,23,24. Implantation af en kronisk stimulering forsamling i mus følger de samme trin som beskrevet i denne protokol med tilføjelse af en Dacron mesh til at lave implantat og postoperativ pleje5.
De vigtigste tekniske udfordringer når du udfører CI operationer i mus er den lille størrelse af øresneglen i forhold til cochlea af rotter og gerbils, og tilstedeværelsen af et stort SA. SA er også til stede i rotter men ikke i ørkenrotter. Hertil kommer, da mus er mindre end rotter og gerbils, er de mere sårbare over for kirurgiske procedurer.
At fjerne elektrofonisk svar i eABR optagelser og efterligne hår celletab findes i de fleste CI brugere deafened vi dyr før CI indsættelse. Mus er vanskelige at overdøve ototoxically in vivo25 , fordi de systemiske koncentrationer af aminoglycosider forpligtet til at forårsage ototoksicitet har en smal dosis vindue: lavere doser givet over flere dage resulterer i ingen hår celletab, mens en enkelt injektion af en højere dosis kan være dødbringende26. Følsomhed over for aminoglykosider er også stamme afhængige26. Det har imidlertid vist sig at en enkelt dosis af aminoglycosider i kombination med en loop diuretika kan producere overdreven ydre hår celletab i CBA/CaJ mus uden fatale følger27. Forsinkede indre hår celledød blev rapporteret i halvdelen af alle cochleae undersøgt27.
I dette manuskript brugte vi topikal applikation af aminoglycosider neomycin inspireret af for nylig fastlagt til C57BL/6 mus5-protokollen. Akut anvendelse af neomycin steget betydeligt 46 dB ± 6.1 Klik-fremkaldte hørelse tærskel. Selv om denne stigning er større end 35 dB stigning rapporteret af Irving et al. (før vs efter operationen: 41.6 dB ± 3.3 vs 76,6 dB ± 4.4, p = 0.02, n = 3) 5, vi opnåede den samme post øredøvende tærskel (75,7 dB ± 3.7 vs 76,6 dB ± 4.4). 0,05% neomycin menes at forårsage en delvis tab af hørelse, hovedsagelig af hurtige ydre hår celledød, som inderste hår celletab tager længere tid at forekomme27. Det er derfor muligt at elektrofonisk reaktion, som er genereret både indre og ydre hårceller4,8,9,10,11,12, er kun delvist elimineret i deafened dyr med resterende hørelse. Selvom 0,05% (vægt/volumen) neomycin ikke formindske antallet af spiral ganglion neuroner 4 uger efter øredøvende5, det er endnu ukendt hvis neomycin i vores akut setup påvirker den auditive nervefibre eller fremmer synaptopathy (tab af synapser mellem indre hårceller og type nerve jeg auditive fibre). En anden usikkerhed er, at den aktuelle neomycin behandling ikke kan producere en ensartet fordeling af hår celletab langs længden af øresneglen. Fremtidige undersøgelser er forpligtet til at besvare disse spørgsmål.
Sammenfattende er gøre det voksende antal af genetiske modeller for menneskelig døvhed og de biokemiske værktøjer til rådighed musen en attraktiv dyremodel for auditive forskning, herunder inden for SNG.
Disclosures
Ingen konkurrerende finansielle interesser. Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne takke Pierre Stahl, Oticon medicinsk, Nice, Frankrig, for at give dyr Stimulation Platform og rådgivning på stimulation paradigmer, og James B. Fallon og Andrew K. Wise fra Bionics Institute, Melbourne, Australien, for kirurgisk rådgivning . Dette arbejde blev støttet af en bevilling fra Swiss National Science Foundation (ERC overførsel tilskud til T.R.B.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/mL | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
- The-Ear-Foundation. Cochlear Implants Update. , (2018).
- Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. Cochlear Implants and Brain Plasticity. Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).
- Pfingst, B. E., et al. Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).
- Miller, C. A., et al. Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).
- Irving, S., et al. Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse. Hearing Research. 306, 37-45 (2013).
- Soken, H., et al. Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation. Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hearing Research. 312, 81-90 (2014).
- Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea. Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).
- Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses. The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).
- Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. Operating ranges for cochlear implants. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).
- Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).
- Shepherd, R. K., Javel, E. Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status. Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).
- Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. Mouse Auditory Brainstem Response Testing. Bio Protocol. 6 (6), (2016).
- Willott, J. F. Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice. Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , Chapter 8 (Unit 8.21B) (2006).
- TDT. ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6. , Florida, USA. (2017).
- Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
- Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants. Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).
- Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience. Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).
- Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses. Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).
- Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil. Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).
- Hessel, H., et al. Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research. American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).
- Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. Ventral approach to the rat middle ear for otologic research. Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. Cochlear implantation in rats: a new surgical approach. Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).
- Poirrier, A. L., et al. Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs. Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).
- Wu, W. J., et al. Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat. Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).
- Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).
