Summary
Qui descriviamo un modello di trapianto orthotopic syngeneic minimamente invasiva delle cellule di adenocarcinoma del polmone del topo come un modello di tempo - e riduzione dei costi per studiare il cancro del polmone non a piccole cellule.
Abstract
L'utilizzo di modelli murini è indispensabile per lo studio della fisiopatologia delle malattie varie. Per quanto riguarda il cancro del polmone, sono disponibili diversi modelli, tra cui geneticamente ingegnerizzati modelli così come i modelli di trapianto. Tuttavia, modelli murini geneticamente sono lunghe e costose, considerando che alcuni modelli di trapianto orthotopic sono difficili da riprodurre. Qui, un metodo di consegna intratracheale non invasiva delle cellule del tumore del polmone come un modello di trapianto ortotopico alternativo è descritto. L'uso di cellule di adenocarcinoma del polmone del topo e destinatari di trapianto syngeneic permette di studiare il tumorigenesis in presenza di un sistema immunitario pienamente attiva. Inoltre, le manipolazioni genetiche del tumore le cellule prima di trapianto rende questo modello un approccio attraente di risparmiare tempo per studiare l'impatto dei fattori genetici sulla crescita del tumore e l'espressione genica delle cellule di tumore profili in condizioni fisiologiche. Utilizzando questo modello, vi mostriamo quello polmone cellule dell'adenocarcinoma espresso livelli aumentati del soppressore T-cellula programmata morte-legante 1 (PD-L1) quando coltivate nel loro ambiente naturale rispetto alla coltivazione in vitro.
Introduction
Cancro ai polmoni è ancora di gran lunga il più grande assassino di neoplasia in uomini e donne1. Infatti, secondo l'American Cancer Society, ogni anno più persone muoiono di cancro al polmone rispetto al seno, prostata e colon cancro insieme1. Fino a poco tempo, la maggior parte dei pazienti affetti da cancro del polmone non a piccole cellule (NSCLC), che è il sottotipo più abbondante del cancro del polmone, sono stata curata con la chemioterapia platino-basata in un ambiente di prima linea, per lo più con l'aggiunta dell'angiogenesi inibitori2. Solo un sottoinsieme dei pazienti porti mutazioni oncogeniche nel recettore del fattore di crescita epidermico (EGFR), chinasi anaplastic di linfoma (ALK) o in ROS1 e può essere trattato con farmaci targeting disponibili:3,4. Con l'avvento degli inibitori di checkpoint immuni, nuova speranza per i malati di cancro del polmone è sorto, anche se fino ad ora, solo il 20-40% dei pazienti risponde alla terapia immune5. Quindi, ulteriore ricerca è necessaria per migliorare questo risultato di fine-tuning terapia immunitaria checkpoint e indagando le opzioni di trattamento combinatorio.
Per studiare il cancro del polmone, una vasta gamma di modelli preclinici sono disponibile, compresi i modelli spontanee innescato da prodotti chimici e agenti cancerogeni e geneticamente costruito del topo modelli (GEMM) dove i tumori autoctoni derivano dopo l'attivazione condizionale del oncogeni e/o l'inattivazione di tumore soppressore geni6,7,8. Questi modelli sono di particolare valore per indagare i processi fondamentali nello sviluppo del tumore del polmone, ma richiedono anche topi vasti allevamento, e gli esperimenti sono che richiede tempo. Di conseguenza, molti studi che valutano potenziali inibitori sfruttare modelli sottocutaneo dello xenotrapianto (paziente-derivato) dove linee cellulari del cancro del polmone umano vengono iniettati per via sottocutanea in topi immunodeficienti9.
In questi modelli, la micromilieu dei tumori non è rappresentato in conseguenza; quindi, i ricercatori usano anche modelli di trapianto ortotopico, dove le cellule del tumore sono iniettate per via endovenosa, intrabronchially o direttamente nel polmone parenchima10,11,12,13, 14,15,16,17,18,19,20. Alcuni di questi metodi sono tecnicamente impegnativi, difficili da essere riprodotto e richiedono una formazione intensiva dei ricercatori. 21 qui abbiamo adattato un invasivo ortotopico, intratracheale metodo di trapianto in topi immunocompetenti, dove i tumori si sviluppano entro 3-5 settimane ed esibiscono le somiglianze significative di tumori umani, di indurre l'espressione della T-cellula soppressore programmata morte-legante 1 (PD-L1) sulle cellule del tumore. 11 , 12 , 20 l'uso delle cellule del tumore del mouse derivati da modelli di GEMM e topi syngeneic destinatari permette di studiare corretta del microambiente tumorale tra cui cellule del sistema immunitario. Inoltre, gene editing strumenti come CRISPR/Cas9 tecnologia22 può essere impiegato in vitro prima del trapianto che facilita l'indagine dell'impatto dei fattori genetici in tumorigenesis del polmone.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutti i protocolli sperimentali come indicato qui sotto seguono linee guida etiche e sono stati approvati dal Ministero federale austriaco della scienza, ricerca ed economia.
Nota: Il protocollo qui descrive un modello di trapianto ortotopico di cellule di adenocarcinoma del polmone del topo in syngeneic destinatari. Le cellule possono essere isolate dai polmoni del tumore-cuscinetto di KrasLSL-G12D: p53fl/fl (KP) topi7,18, se disponibile in-House e trapiantate in topi dello stesso sesso e sfondo. Se le cellule sono state fornite da altri gruppi di ricerca e sullo sfondo esatto rimane sconosciuto, si consiglia l'uso della generazione F1 di un incrocio tra topi C57BL/6 e 129S come destinatari per garantire massima tolleranza di trapianto.
1. cella preparazione
- KP seme cellule 24 h prima di trapianto al circa il 50% confluency in RPMI completati con 10% siero fetale del vitello (FCS), glutammina e 100 U/mL di penicillina e 100 μg/mL di streptomicina (in appresso denominato "il terreno di coltura standard"). Incubare le colture a 37° C, 5% CO2e circa 95% di umidità relativa.
- Il giorno successivo, raccogliere le cellule con 1 mL di tripsina-EDTA (0.05% in tampone fosfato salino [PBS]) per 5 min per piastra di 10 cm e, successivamente, risospendere le cellule indipendente con 9 mL di medium di coltura standard.
- Contare le celle in un emocitometro e trasferire il numero di cellule necessarie per gli esperimenti in una provetta conica per centrifuga da 50 mL.
Nota: Si consiglia di trapiantare tra 2,5 x 105 e KP 1 x 106 cellule per topo, ma questo potrebbe essere adattato in base alle esigenze del ricercatore. - Successivamente, centrifugare le cellule per 5 min a 300 x g, aspirare il supernatante e, utilizzando una pipetta, risospendere le cellule ad una densità di 2 x 107/ml (per l'inalazione di 1 x 106 cellule KP per topo) in siero e senza antibiotico RPMI , completati con 0,01 M acido etilendiamminotetraacetico (EDTA).
- Mantenere le cellule su ghiaccio fino al trapianto.
2. trapianto orthotopic via intratracheale consegna
- Sedare un mouse (8-12 settimane di età) tramite un'iniezione sottocutanea di una miscela di ketamina (100 mg/kg di peso corporeo) e xilazina (10 mg/kg di peso corporeo).
- Mentre l'anestesia imposta, è possibile preparare il catetere per l'intubazione. Di conseguenza, smussato l'ago di un catetere semplicemente tagliando l'estremità con le forbici. In seguito, spingere il catetere completamente sopra l'estremità dell'ago.
- Confermare il livello appropriato di anestesia da pedale riflessa tramite ditta punta pizzicamento e applicare unguento oftalmico agli occhi.
- Difficoltà il mouse sulla piattaforma di intubazione (Figura 1A) agganciando i suoi incisivi superiori sopra una sutura e confermare che il petto è verticale sotto la sutura.
- Inserire un cavo in fibra ottica tra le zampe anteriori per illuminare il torace (Figura 1B).
- Attentamente, aprire la bocca del mouse e tirare fuori la lingua usando il forcipe piatto disinfettato. Cercare l'emissione di luce bianca per individuare la laringe e visualizzare l'epiglottide e Muscolo aritenoideo cartilagini (Figura 1).
- Una volta che l'apertura della trachea è chiaramente visibile, scivolare delicatamente il catetere nella trachea (Figura 1). La lunghezza del catetere deve essere inserito dipende l'età e le dimensioni dell'animale, dal momento che non dovrebbe andare sotto la biforcazione per garantire una distribuzione uniforme del polmone cellule dell'adenocarcinoma all'interno del polmone. Rimuovere rapidamente l'ago dal catetere.
- Il corretto posizionamento del catetere nella trachea è indicato dalla luce bianca brillante attraverso il catetere (Figura 1E). Al fine di confermare il posizionamento del catetere nella trachea, fissare una siringa da 1 mL contenente acqua al catetere. L'acqua nella siringa si sposterà rapidamente su e giù in conformità con la respirazione (Figura 1F).
Nota: Questo passaggio può essere omesso da ricercatori esperti. - Riscaldare la sospensione cellulare tenendo in mano il tubo e, successivamente, pipettare 50 µ l della sospensione contenente 1 x 106 cellule (il numero delle cellule può essere variabile) nel centro del catetere. La sospensione verrà aspirata immediatamente. Successivamente, collegare una siringa da 1 mL e dispensare 300 µ l di aria per assicurare una distribuzione coerenza all'interno dei polmoni.
- Delicatamente rimuovere il catetere, togliere il mouse dalla piattaforma di intubazione e metterlo su un pad termico fino a quando si recupera l'effetto dell'anestesia.
3. polmone preparazione per citometria a flusso
- Presso l'endpoint desiderato sperimentale, sedare il mouse tramite un'iniezione sottocutanea di una miscela di ketamina (100 mg/kg di peso corporeo) e xilazina (10 mg/kg di peso corporeo) ed eutanasia e di dislocazione cervicale.
- Immergere la carcassa in etanolo al 70% e garantire il mouse su una tavola di dissezione con del nastro.
- Fare un'incisione ventrale del midline e capovolgere delicatamente la pelle per esporre i muscoli della parete toracica e gli organi addominali. Perforare il diaframma e tagliare le costole con le forbici per esporre la cavità toracica.
- Irrorare i polmoni 3 x 6-8 ml di PBS ghiacciata attraverso il ventricolo di destra utilizzando un ago da 27 G dopo aver tagliato una piccola apertura nel ventricolo sinistro per consentire sangue a lasciare. Devono essere deselezionati i polmoni di sangue e Disabilita completamente bianco.
- Prendere fuori i polmoni e tritare i lobi in piccoli pezzi con le forbici. Trasferire i pezzi di polmone ad un tubo del microcentrifuge 2 mL e viene quindi incubato in 1,5 mL di tampone di digestione del polmone (RPMI, 5% FCS, collagenasi di 150 U/mL ho e 50 U/mL dnasi io).
- Incubare il polmone pezzi 30-60 min a 37 ° C e con agitazione costante.
- Trasferire la sospensione delle cellule del polmone attraverso un colino di cella 70 µm in una provetta da 50 mL. Deselezionare il filtro con il dorso di una siringa sterile da 10 mL e risciacquare il filtro con 15 mL di PBS con 2% di FCS.
- Centrifugare le cellule a 300 x g per 5 min a 4 ° C e aspirare il supernatante. Risospendere le cellule in 1 mL di tampone lisante di ammonio-cloruro-potassio (ACK) e li Incubare per 5 min a temperatura ambiente per la lisi degli eritrociti residui.
- Centrifugare le cellule a 300 x g per 5 min a 4 ° C e risospendere le cellule in 1 mL di PBS con 2% FCS e procedere con il protocollo di colorazione desiderato per flusso cytometry23.
Nota: In alternativa, le cellule possono essere risospesi in RPMI contenente 30% FCS e 10% DMSO e congelato utilizzando un contenitore di congelamento per un'analisi successiva.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Abbiamo usato il modello di trapianto ortotopico via intratracheale consegna di cellule del tumore per verificare se il microambiente tumorale stimola l'espressione di PD-L1. Di conseguenza, abbiamo isolato cellule di topo polmone AC dal modello KP autoctono (cellule KP), 10 settimane dopo induzione del tumore tramite Cre-ricombinasi-espressione dell'adenovirus (Ad.Cre) consegna24. Successivamente, abbiamo etichettato il polmone cellule AC usando una proteina fluorescente verde (GFP)-li esprimendo lentivirus25 e orthotopically innestate nella consegna di topi immunocompetenti, syngeneic via intratracheale. Per convalidare il modello, abbiamo trapiantato diverse quantità di cellule del tumore ed abbiamo effettuato l'analisi di sopravvivenza. Come previsto, la sopravvivenza dei topi destinatari è stata correlata al numero di cellule engrafted, e il tempo di sopravvivenza era tra 2 settimane per i destinatari di 2 x 106 cellule e circa 10 settimane per i destinatari di 2,5 x 105 celle (Figura 2A). Quando i polmoni sono stati sezionati in seguito alla morte dei topi usati per l'analisi di sopravvivenza, abbiamo notato una distribuzione uniforme dei noduli del tumore in tutti i lobi dei polmoni (Figura 2B). Per quanto riguarda la morfologia dei tumori, abbiamo confrontato i tumori trapiantati con autoctoni KRASG12D-driven tumori7 e non ho notato alcuna differenza evidente (Figura 2).
Per studiare l'espressione di PD-L1 delle cellule del tumore trapiantato, abbiamo eutanasizzati destinatari topi 3 settimane dopo il trapianto delle cellule di 1 x 106 e preparato i polmoni per analisi cytometric di flusso. Sondaggio per PD-L1 espressione e gating per cellule GFP+ , abbiamo identificato un cambiamento significativo nel PD-L1+ cellule positive rispetto alle cellule coltivate in vitro (Figura 2D). Quindi, abbiamo validato questo modello come un modello di risparmio di tempo per testare per modificazioni dell'espressione genica in cellule del tumore in condizioni fisiologiche, quali, ad esempio, possono essere utilizzate per studiare gli effetti di alterazioni genetiche o trattamenti farmacologici su PD-L1 espressione in cellule del polmone AC.
Figura 1 : Trapianto di cellule del tumore del polmone intratracheale. (A), questo pannello spettacoli la casalinga intubazione piattaforma utilizzando un coperchio in polistirolo, due provette da 15 mL e una sutura seta 6.0. (B) il filo di fibra ottica è diretto al petto del mouse e (C) dopo delicatamente tirando fuori la lingua, luce bianca emessa dall'apertura della trachea può essere visto. (D ed E) il corretto posizionamento del mouse è indicato dalla luce splende attraverso il catetere e può essere verificato (F) dal movimento altalenante di acqua messo in una siringa da 1 mL. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 : Morfologia dei polmoni del mouse seguendo la syngeneic intratracheale trapianto delle cellule del polmone AC. (A), questo pannello mostra un'analisi di Kaplan Meier dei topi destinatari seguendo il trapianto ortotopico di diverse quantità di cellule del tumore. Gli importi delle cellule del tumore utilizzate per intratracheale consegna sono indicati nella leggenda di. (B) si tratta di un'immagine rappresentativa di un polmone di un mouse destinatario della tumore-cellula. Mostrato è il polmone di un topo che ha ricevuto 5 x 105 cellule e defunti 43 giorni dopo il trapianto. (C), questo pannello mostra un'ematossilina ed eosina della sezione del polmone dei tumori autoctoni 10 settimane che seguono la consegna Ad.Cre (pannello di sinistra) e 6 settimane dopo il trapianto orthotopic delle cellule del tumore di 5 x 105 (pannello di destra), tra cui un maggiore ingrandimento delle zone indicate (in basso). (D) The PD-L1 espressione è stata misurata da citometria a flusso a GFP+ KP cellule dopo coltura in vitro in condizioni standard (prima del trapianto, rosso) e dopo il trapianto orthotopic e isolamento da mouse polmoni 3 settimane engraftment seguente (dopo trapianto, blu). Ratto IgG2a PE-Cyanine7 è stato usato come un controllo di isotipo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Per studiare gli eventi fisiologici e patologici del polmone nel polmone, metodi di intubazione endotracheale invasive e non invasive per l'instillazione di vari reagenti sono ampiamente usato26,27,28,29 ,30,31,32. Nel campo del cancro, i ricercatori usano l'intratracheale (e intranasale) instillazione di virus che esprimono Cre-recombinase di introdurre mutazioni somatiche in cellule epiteliali del polmone. La somministrazione di un Ad.Cre o lentivirus consente l'attivazione condizionale di K-ras oncogeno in topi KRAS-LSL-G12D, in concomitanza con il Ko di p53 in cellule trasdotte, quando i topi sono allevati con p53-floxed topi7. La possibilità di studiare il tumorigenesis del polmone sin dalle primissime fasi fino alla morte dell'animale, nonché un'elevata somiglianza tra tumori del topo e tumori umani, rende questi modelli estremamente popolare. Tuttavia, da un punto di vista pratico, questo modello richiede allevamento esteso del mouse per studiare diversi genotipi e in alcuni genotipi, esperimenti possono richiedere fino a un anno dall'induzione del tumore fino all'endpoint sperimentale. Questa operazione richiede spazio aumentato del mouse e, quindi, i costi per mouse alloggiamento.
La possibilità di manipolare facilmente le cellule del tumore in vitro utilizzando CRISPR-Cas9 tecnologia22 rende modelli trapianto orthotopic una rapida alternativa per studiare l'impatto dei geni selezionati sulla crescita del tumore e profili di espressione del tumore. Il tagging delle cellule del tumore può essere utilizzato per il monitoraggio in tempo reale di crescita del tumore usando Imager di cellule vive, o per ordinare le cellule del tumore in base ai loro tag. Ciò consente anche una facile quantificazione delle cellule del tumore (cioè, il carico del tumore) secondo loro etichette. Una volta stabilito, questo metodo di consegna delle cellule del tumore è altamente riproducibile. Rispetto al trapianto orthotopic via coda della vena consegna, le cellule tumorali vengono consegnate direttamente al loro ambiente naturale nei polmoni, mentre l'esposizione a sangue e dei suoi componenti può alterare la proprietà delle cellule tumorali. Ulteriormente, gli effetti dei geni manipolati sulla sopravvivenza delle cellule del tumore nella circolazione sanguigna e stravaso ai polmoni sono poco chiari e possono provocare alterazioni di genotipo-dipendenti nella quantità delle cellule consegnato ai polmoni.
Nel modello descritto qui, tumori distribuite simmetricamente in tutto il polmone. Questo permette la raccolta separata e l'analisi delle diverse lesioni, per esempio, un lobo può essere sottoposto ad analisi di citometria a flusso come descritto sopra, mentre un altro lobo può essere utilizzato per l'analisi di immunohistochemical, preparazione del lysate del polmone, ecc. Risultato di tumori in crescita nella morte del mouse destinatario entro 3-10 settimane dopo il parto intratracheale, dipendente dal numero di celle utilizzate. Questo consente al ricercatore di adattare il numero di cellule trapiantate ai bisogni individuali, e più piccoli numeri di cellulare consentono più crescita del tumore e l'esposizione delle cellule del tumore per il microambiente. D'altra parte, si potrebbe desiderare un più alto numero di cellulare per studi farmacologici di abbreviare il periodo di consegna della droga.
Una volta stabilito, l'amministrazione endotracheale delle cellule del tumore è altamente riproducibile. Tuttavia, alcuni punti critici devono essere considerati quando si esegue questa procedura. In primo luogo, si deve usare cautela per evitare danni ai tessuti quando spostando la linguetta con il forcipe e, in particolare, quando il catetere viene inserito. Per il posizionamento del catetere, è essenziale che il ricercatore può vedere chiaramente la luce bianca per individuare l'apertura della trachea. Tuttavia, per errore, il catetere può essere facilmente inserito nell'esofago giustapposto. Pertanto, si consiglia sempre il controllo per il corretto posizionamento del catetere nella trachea come descritto sopra. È anche essenziale per evitare di posizionare il catetere al profondo (cioè, il catetere non deve essere posto sotto la biforcazione bronchiale). Ciò garantisce una distribuzione uniforme delle cellule del polmone e, quindi, i tumori durante i polmoni.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori vorrei ringraziare Safia Zahma per il suo aiuto con la preparazione delle sezioni del tessuto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| mouse lung adenocarcinoma cell line | isolated in house | ||
| C57Bl/6 mice | F1 of the cross of the two backgrounds may be used (8-12 weeks) | ||
| 129S mice | |||
| RPMI 1640 Medium | Life Technologies | 11544446 | |
| Fetal Calf Serum | Life Technologies | 11573397 | |
| Penicillin/Streptomycin Solution | Life Technologies | 11548876 | |
| L-Glutamine | Life Technologies | 11539876 | |
| Trypsin, 0.25% (1x) with EDTA | Life Technologies | 11560626 | |
| UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0 | Thermo Fisher Scientific | 15575020 | |
| Ketasol (100 mg/mL Ketamine) | Ogris Pharma | 8-00173 | |
| Xylasol (20 mg/mL Xylazine) | Ogris Pharma | 8-00178 | |
| BD Insyste (22 GA 1.00 IN) | BD | 381223 | |
| Blunt forceps | Roboz | RS8260 | |
| Leica CLS150 LED | Leica | 30250004 | Fibre Light Illuminator |
| Student Iris Scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
| DNase I (RNase-Free) | New England Biolabs | M0303S | |
| Collagenase Type I | Life Technologies | 17100017 | |
| ACK Lysing Buffer | Lonza | 10-548E | |
| CD274 (PD-L1, B7-H1) Monoclonal Antibody (MIH5), PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-5982-82 | |
| Rat IgG2a kappa Isotype Control, PE-Cyanine7 | eBioscience | 25-4321-82 |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2018. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 68 (1), 7-30 (2018).
- Zappa, C., Mousa, S. A. Non-small cell lung cancer: current treatment and future advances. Translational Lung Cancer Research. 5 (3), 288-300 (2016).
- Dolly, S. O., Collins, D. C., Sundar, R., Popat, S., Yap, T. A. Advances in the Development of Molecularly Targeted Agents in Non-Small-Cell Lung. Drugs. 77 (8), 813-827 (2017).
- Stinchcombe, T. E. Targeted Therapies for Lung Cancer. Cancer Treatment Research. 170, 165-182 (2016).
- Brody, R., et al. PD-L1 expression in advanced NSCLC: Insights into risk stratification and treatment selection from a systematic literature review. Lung Cancer. 112, 200-215 (2017).
- Safari, R., Meuwissen, R. Practical use of advanced mouse models for lung cancer. Methods in Molecular Biology. 1267, 93-124 (2015).
- DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nature Protocols. 4 (7), 1064-1072 (2009).
- Kwon, M. C., Berns, A. Mouse models for lung cancer. Molecular Oncology. 7 (2), 165-177 (2013).
- Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
- Chen, X., et al. An orthotopic model of lung cancer to analyze primary and metastatic NSCLC growth in integrin alpha1-null mice. Clinical & Experiment Metastasis. 22 (2), 185-193 (2005).
- Kang, Y., et al. Development of an orthotopic transplantation model in nude mice that simulates the clinical features of human lung cancer. Cancer Science. 97 (10), 996-1001 (2006).
- Kang, Y., et al. Proliferation of human lung cancer in an orthotopic transplantation mouse model. Experimental and Therapeutic. 1 (3), 471-475 (2010).
- Kuo, T. H., et al. Orthotopic reconstitution of human small-cell lung carcinoma after intravenous transplantation in SCID mice. Anticancer Research. 12 (5), 1407-1410 (1992).
- Li, B., et al. A novel bioluminescence orthotopic mouse model for advanced lung cancer. Radiation Research. 176 (4), 486-493 (2011).
- Mase, K., et al. Intrabronchial orthotopic propagation of human lung adenocarcinoma--characterizations of tumorigenicity, invasion and metastasis. Lung Cancer. 36 (3), 271-276 (2002).
- McLemore, T. L., et al. Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice. Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).
- Tsai, L. H., et al. The MZF1/c-MYC axis mediates lung adenocarcinoma progression caused by wild-type lkb1 loss. Oncogene. 34 (13), 1641-1649 (2015).
- Winslow, M. M., et al. Suppression of lung adenocarcinoma progression by Nkx2-1. Nature. 473 (7345), 101-104 (2011).
- Zou, Y., Fu, H., Ghosh, S., Farquhar, D., Klostergaard, J. Antitumor activity of hydrophilic Paclitaxel copolymer prodrug using locoregional delivery in human orthotopic non-small cell lung cancer xenograft models. Clinical Cancer Research. 10 (21), 7382-7391 (2004).
- Buckle, T., van Leeuwen, F. W. Validation of intratracheal instillation of lung tumour cells in mice using single photon emission computed tomography/computed tomography imaging. Lab Animal. 44 (1), 40-45 (2010).
- Berry-Pusey, B. N., et al. A semi-automated vascular access system for preclinical models. Physics in Medicine & Biology. 58 (16), 5351-5362 (2013).
- Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
- Singer, B. D., et al. Flow-cytometric method for simultaneous analysis of mouse lung epithelial, endothelial, and hematopoietic lineage cells. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (9), L796-L801 (2016).
- Moll, H. P., et al. Afatinib restrains K-RAS-driven lung tumorigenesis. Science Translational Medicine. 10 (446), (2018).
- Campeau, E., et al. A versatile viral system for expression and depletion of proteins in mammalian cells. PLoS One. 4 (8), e6529 (2009).
- Gui, L., Qian, H., Rocco, K. A., Grecu, L., Niklason, L. E. Efficient intratracheal delivery of airway epithelial cells in mice and pigs. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 308 (2), L221-L228 (2015).
- Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (42), e1941 (2010).
- Lin, Y. W., et al. Pharmacokinetics/Pharmacodynamics of Pulmonary Delivery of Colistin against Pseudomonas aeruginosa in a Mouse Lung Infection Model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61 (3), (2017).
- Wegesser, T. C., Last, J. A. Lung response to coarse PM: bioassay in mice. Toxicology and Applied Pharmacology. 230 (2), 159-166 (2008).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
