Summary
Hier präsentieren wir ein Protokoll beschreibt die Technik der Veno-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffanreicherung (ECMO) in einem nicht intubiert, spontan atmen Maus. Diese Mausmodell der ECMO kann effektiv in experimentellen Studien von akuten und terminaler Lungenerkrankungen implementiert werden.
Abstract
Der Einsatz der extrakorporalen Membran Sauerstoffanreicherung (ECMO) hat in den letzten Jahren deutlich erhöht. ECMO geworden ist eine zuverlässige und effektive Therapie für akute sowie terminaler Lungenerkrankungen. Mit der Zunahme der klinischen Bedarf und längerem Gebrauch ECMO sind verfahrenstechnische Optimierung und Vermeidung von Multi-Organ-Schäden von entscheidender Bedeutung. Das Ziel dieses Protokolls ist eine detaillierte Technik des Veno-venöse ECMO präsentieren in einer nicht intubiert, spontan atmen Maus. Dieses Protokoll zeigt die technische Auslegung der ECMO und OP-Schritte. Diese Mausmodell ECMO erleichtert das Studium der Pathophysiologie, die im Zusammenhang mit ECMO (z. B. Entzündungen, Blutungen und thromboembolische Ereignisse). Wegen der Fülle an genetisch veränderten Mäusen können die molekularen Mechanismen in ECMO-Komplikationen auch seziert.
Introduction
Extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung (ECMO) ist eine temporäre Lebenserhaltungssystem, die Funktionen von Lunge und Herz übernimmt, um ausreichenden Gasaustausch und Perfusion zu ermöglichen. Hill Et al.1 beschrieben die erste Anwendung von ECMO bei Patienten im Jahr 1972; jedoch wurde es nur nach seiner erfolgreichen Anwendung während der H1N1-Influenza-Pandemie 20092genutzt. ECMO wird heute routinemäßig als lebensrettende Verfahren im Endstadium Herz und Lunge Erkrankungen3eingesetzt. VENO-venöse ECMO wird zunehmend als Alternative zur invasiven Beatmung in eingesetzt spontan atmende Patienten mit refraktärer respiratorische Insuffizienz4wach, nicht intubiert.
Trotz der weit verbreiteten Annahme wurden diverse Komplikationen für ECMO5,6,7beschrieben. Komplikationen, die bei Patienten auf ECMO werden können gehören Blutungen, Thrombose, Sepsis, Thrombozytopenie, gerätebezogene Störungen und Luftembolien. Darüber hinaus ist eine systemische entzündliche Reaktion-Syndrom (SIRS) zu Multi-Organ-Schäden gut beschrieben, sowohl klinisch als auch in experimentellen Studien8,9. Neurologische Komplikationen wie Hirninfarkt sind auch häufig bei Patienten mit ECMO-Langzeit-Therapie berichtet. Um Angelegenheiten zu verwirren, ist es oft schwierig zu unterscheiden, ob Komplikationen durch ECMO selbst entstehen oder ergeben sich aus der zugrunde liegenden Erkrankungen begleitend akute und terminalen Krankheiten.
Um speziell die Auswirkungen der ECMO auf einem gesunden Organismus untersuchen, muss eine zuverlässige experimentellen Tiermodell hergestellt werden. Auf die Leistung der ECMO auf Kleintiere und sind alle begrenzten Ratten gibt es sehr wenige Berichte. Bislang wurde keine Maus-Modell der ECMO in der Literatur beschrieben. Aufgrund der Verfügbarkeit einer großen Anzahl von genetisch veränderte Mausstämme würde Einrichtung ein Mausmodell ECMO weitere Untersuchung der molekularen Mechanismen beteiligt ECMO-Komplikationen10,11ermöglichen.
Basierend auf unserer oben beschriebenen Mausmodell der kardiopulmonalen Bypass (CPB)12, haben wir eine stabile Methode der Veno-venöse ECMO in nicht intubiert, spontan atmen Mäuse. Die ECMO-Schaltung (Abbildung 1), mit Abfluss und Zufluss Kanülen, einer peristaltischen Pumpe Oxygenator und Air-Trapping Reservoir ist ähnlich wie unser zuvor beschriebene Modell der murinen CPB12 mit Ausnahme haben eine kleinere Grundierung Volumen (0,5 mL). Dieses Protokoll zeigt die detaillierte Techniken, physiologisches monitoring und Blut-Gas-Analyse in einem erfolgreichen ECMO-Verfahren.
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Protocol
Experimente wurden an männlichen C57BL/6 Mäusen, im Alter von 12 Wochen durchgeführt. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien des deutschen Tier Gesetzes unter Protokoll TSA 16/2250.
1. Vorbereitung
Hinweis: Alle Schritte sind sauber, unsterilen Bedingungen durchgeführt. Sterile Bedingungen wäre erforderlich, wenn Tier postoperativ überlebten.
- Führen Sie 3 Fenestrationen in einem 2-Fr Polyurethan-Schlauch mit einer chirurgischen Klinge unter dem Mikroskop mit 16 X Vergrößerung ein.
Hinweis: Alle Fenestrationen müssen im distalen Drittel der Kanüle um optimale Blut Entwässerung zu gewährleisten befinden. - Bereiten Sie die Grundierung-Lösung (Materialtabelle). Gehören Sie 30 IU/mL Heparin und 2,5 % V/V einer 8.4 % Lösung von Nahco33. Kühlen Sie diese Lösung bei 4 ° C, bis es einsatzbereit ist. Grundieren Sie die Schaltung mit 500 μl Priming-Lösung.
- Legen Sie die Abfluss-Kanüle in das Priming-Lösung und Befüllen Sie das ECMO-Gerät durch die peristaltischen Pumpe einschalten. Weiterhin die Grundierung-Lösung durch die Maschine für die nächsten 30 min bei einer Durchflussmenge von 1 mL/min zu verteilen.
- Der Oxygenator geben Sie 0,5 L/min 100 % Sauerstoff.
(2) Anästhesie
- Ort das Tier in einer Induktion Kammer mit einer 2,5 % V/V Isofluran/Sauerstoff-Gemisch gefüllt. Geben Sie 0,5 L/min 100 % Sauerstoff zum Verdampfer. Überprüfen Sie vor der Operation, dass die Vollnarkose erreicht wird, durch das Pedal Rückzug und Schmerz Reflexe testen. Tragen Sie Augengel trocknen Schaden zu verhindern.
- Verwenden Sie eine wärmende Unterlage, um die Körpertemperatur auf 37 ° C.
- Führen Sie einatmen Maske Anästhesie mit einem Verdampfer Isoflurane und injizieren Sie Carprofen 5 mg/kg subkutan zu.
- Regelmäßig beobachten Sie Spontanatmung und passen Sie die Konzentration von Isofluran an, so dass es zwischen 1,3 und 2,5 %.
(3) Chirurgie
- Setzen Sie die linke Halsschlagader durch über einen seitlichen Hautschnitt von 4 mm mit Hilfe von feinen Schere auf der linken Seite des Halses. Verwenden Sie zusammen mit scharfen und stumpfen Vorbereitung mit Mikro-Pinzetten und Baumwolle Tupfer bipolare Koagulation von kleinen Gefäßen.
- Sobald die linke Halsschlagader ausgesetzt ist, verbinden Sie die distale Teil über eine 8-0 Seide Naht mit Hilfe von Mikro-Pinzetten.
- Platzieren Sie ein Belegknoten am proximalen Ende der Vene. Einzuschneiden Sie die vordere Wand der Vene mit Mikro-Schere.
- Zur Erreichung der vollen Heparinisierung injizieren Sie 2,5 IU/g Heparin in die Halsschlagader über einen 26 G Braunula.
- Erhöhen Sie die Kopfseite des tierischen Pads um 30°, übermäßigen Blutverlust aus der Vene beim Einführen der Kanüle zu vermeiden.
- Legen Sie eine 2-Fr Polyurethan (PU) Kanüle in proximalen Teil der Halsschlagader, es leicht drehen und schieben es bis zu einer Tiefe von 4 cm; Dabei wird die Beckenkamm Bifurkation der unteren Hohlvene (IVC) erreicht werden.
- Sichern Sie die Kanüle mit 8: 0 Seide Knoten mit Mikrozangen.
- Aussetzen der rechten Halsschlagader mit 3.1, 3.2 und 3.3 beschriebenen Schritte.
- Cannulate der rechten Halsschlagader mit einer 1-Fr-PU-Kanüle und verschieben Sie ihn sanft 5 mm in Richtung des rechten Vorhof.
- Wiederholen Sie Schritt 3.7.
- Katheterisieren Sie die linke Femoral Arterie mit einer anderen 1-Fr-PU-Kanüle und nutzen Sie es für invasive Drucküberwachung sowie Blutentnahme für Blut-Gas-Analyse (BGA).
- Fügen Sie ein Elektrokardiogramm (EKG) Nadeln verbunden zu einem Datenerfassungsgerät subkutan in beide Vorderbeine und in der linken Brustwand.
- Legen Sie eine rektale Thermometer mit einem Datenerfassungsgerät verbunden.
4. Veno-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung und Blut-Gas-Analyse
Hinweis: Für eine schematische Darstellung der komplette ECMO-Schaltung, siehe Abbildung 1.
- Durch Einschalten der Pumpe mit einer anfänglichen Durchfluss von 0,1 mL/min einstellen der Volumenstrom der Pumpe innerhalb der nächsten 2 min, 3-5 mL/min ECMO auf das Tier zu initiieren.
- Reduzieren Sie bei Luftansaugung in den Abfluss Kanüle über die Kanülierung Website die Strömung und die Schaltung über ein Air-Trapping-Reservoir fügen Sie 0,1 mL Grundierung-Lösung hinzu.
- Unter stabile Strömung weiterhin im Echtzeit-Modus alle Vitalparameter über das Datenerfassungsgerät überwachen.
- Ständig beobachten Rückfluss aus der venösen Drainage und das Niveau des Blutes in der Luft-Trapper-Stausee.
- Sammeln Sie kein Blut aus Wunden in eine 1 cc Spritze mit der Spitze einer 24 G-Branula-Andreturn es um die ECMO-Schaltung über das Air-Trapping-Reservoir undicht.
- Verwenden Sie für BGA eine Blut-Probenahme-Patrone ca. 75 µL des arteriellen Blutes zu den folgenden Zeitpunkten und aus den folgenden Speicherorten zu sammeln:
- 10 min nach der Einleitung der ECMO, sammeln Blut aus der IVC über einen zusätzlichen Schlauch vor dem Oxygenator über ähnliche zusätzlichen Schlauch nach Oxygenator (Kontrolle), Baujahr und direkt von der Femoral Arterie.
- 30 min nach der Einleitung der ECMO, sammeln Blut von der Femoral Arterie.
- Geben Sie eine zusätzliche 0,1 mL Grundierung Lösung zum Ausgleich von intravasaler Flüssigkeitsverlust alle 45 min über die Luft-Trapper oder Femoral Arterie Katheter oder durch das Saugen der Luftblasen durch die Blut-Entwässerung-Kanüle.
- Verwenden Sie für BGA eine Blut-Probenahme-Patrone ca. 75 µL arterielles Blut zu sammeln:
- 1 h nach der Einleitung der ECMO von der Femoral Arterie.
- 2 h nach der Einleitung der ECMO, sammeln Blut aus der IVC über einen zusätzlichen Schlauch vor dem Oxygenator über ähnliche zusätzlichen Schlauch nach Oxygenator (Kontrolle), Baujahr und direkt von der Femoral Arterie.
- Reduzieren Sie nach 2 h die Durchflussmenge an der Pumpe schrittweise (im Laufe von 5 min), dadurch stoppen ECMO.
- Weiterhin wichtige Parameter für weitere 10 Minuten aufzeichnen.
- Beenden Sie das Experiment durch das Tier exsanguinating und Ernte, Blut und Organen.
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Representative Results
Dieses Protokoll beschreibt die Methode der Veno-venöse ECMO in eine Maus. Dieses Modell zuverlässig und reproduzierbar und im Vergleich zu unserer oben beschriebenen Modell der CPB mit Atem-und Herz-Kreislauf-12,-13ist, ist es technisch weniger anspruchsvoll, zu etablieren.
ECMO fließen in das venöse System wurde zwischen 1,5 und 5 mL/min beibehalten. Der mittlere arterielle Druck wurde zwischen 70 und 85 MmHg durch das Hinzufügen von zusätzlichen Priming-Lösung in den ECMO-Kreislauf gehalten. In der Regel erlaubt das Hinzufügen von 0,1 mL Grundierung-Lösung auf der Rennstrecke während ECMO Substitution des Blutvolumens. Alle Volumen ersetzen oder Pufferung Lösungen erhielten über die Femoral Arterie oder Air-Trapping-Reservoir.
Physiologische Parameter wurden alle 10 min und Daten von einem Vertreter ECMO experimentieren sind in Abbildung 2dargestellt. BGA-Daten aus einer erfolgreichen ECMO sind in Tabelle 1dargestellt.
Hämatologischen Parameter relevanten Polopiryna während ECMO gezeigt; jedoch war keine Bluttransfusion notwendig, mäßige Anämie (Tabelle 1) zu kompensieren. Sauerstoffversorgung Parameter von BGA demonstriert ordnungsgemäße Durchführung der Oxygenator an ein Sauerstoff-Luft-Gemisches bei FiO2 1.0 (Tabelle 1).
Metabolische Veränderungen während der ECMO zeigte respiratorischen Alkalose zu Beginn und moderate Azidose am Ende des Experiments (Tabelle 1). Ohne zusätzliche Pufferung des Blutes wurde durchgeführt.
Abbildung 1: ECMO Layout in eine Maus. Blut wird aus der unteren Hohlvene (IVC) über der linken Halsschlagader entwässert und sauerstoffreiches Blut in der überlegene Vena Cava (SVC) über der rechten Halsschlagader gepumpt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: physiologische Parameter gemessen während 2 h von ECMO. Ein = Herzfrequenz, B = arterielle Mitteldruck (VS = Volumen Substitution), und C = Rektaltemperatur. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| 10 min | 30 min | 1 h | 2 h | |||||
| Parameter | O | FA | IVC | FA | FA | O | FA | IVC |
| pH | 7,67 | 7,51 | 7.31 | 7.57 | 7.5 | 7.6 | 7.57 | 7.34 |
| pCO2 (MmHg) | 24.5 | 24 | 52 | 26 | 25 | 22 | 26 | 51.1 |
| pO2 (MmHg) | 707 | 656 | 135 | 643 | 12V | 638 | 573 | 101 |
| HCO3 (Mmol/L) | 28.3 | 25,3 | 26 | 24 | 23 | 27 | 23 | 25 |
| sO2 (%) | 100 | 100 | 99 | 100 | 100 | 100 | 100 | 98 |
| HCT (%) | 24 | 23 | 23 | 20 | 18 | 17 | 17 | 16 |
| HB (g/dl) | 8.8 | 8.6 | 8.5 | 8 | 7.8 | 7.6 | 7.2 | 7 |
| Lac (Mmol/L) | 1.9 | 1.7 | 1.8 | 2.1 | 2.4 | 3.2 | 3.1 | 3.3 |
Tabelle 1: BGA Ergebnisse im Laufe des Experiments. O = Oxygenator, FA = Femoral Arterie und IVC = minderwertige Vena Cava.
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Discussion
Zuvor beschrieben wir ein erfolgreiches Modell der CPB in Maus12,13. Ein solches Modell für implementieren akute oder terminaler Lungenerkrankungen wir eine einfach zu bedienende Veno-venöse ECMO Schaltung für Mäuse entwickelt. Anders als das CPB-Modell, Veno-venöse ECMO komplizierte chirurgische Eingriffe wie Sternotomie und Klemmen der Aorta, erfordert keine wodurch das Risiko einer Wunde Blutung in ein vollständig heparinisierten Tier. Zur Vermeidung von Embolisation Oxygenator mit Blutgerinnseln erhält jedes Tier 2,5 IU Heparin/kg. Diese Dosis basierte auf früheren Messungen der aktivierten Gerinnungszeit (ACT), die volle Gerinnungshemmung des Blutes zeigte (ACT > 800 sec). Aufgrund des Fehlens von Heparin-Beschichtung in der Mikro-Oxygenator hielt unser Antikoagulation Protokoll ähnlich wie unsere CPB-Verfahren.
Im Vergleich zu der CPB-Schaltung, reduzieren wir die gesamte Priming Volumen bis 0,5 mL durch Verringerung des Volumens der Luft-Trapper und Mikro-Oxygenator. Darüber hinaus musste eine langsamere Strömung ausreichende Sauerstoffversorgung des Tieres zu halten. Intravasaler Verlust des Blutvolumens führte zu einem allmählichen der arterielle Mitteldruck. Das Tier eine zusätzliche 0,1 mL Grundierung Volumen hinzufügen führte zu einer Erhöhung des Blutdrucks über 20 MmHg, aber eine kleine lineare im arteriellen Druck über die nächsten 30 min war immer präsent. Volumen-Substitution wurde gefordert, wenn Luft durch die Entwässerung Kanüle abgesaugt wurde oder es einen Rückgang des Blutdrucks unter 75 MmHg gab.
Die schwierigste Herausforderung in den chirurgischen Eingriff für ECMO Mausmodell ist die Platzierung der Kanüle über der linken Halsschlagader in der IVC. Um diese Methode zu etablieren, wurden verschiedene Arten von Kanülen getestet, und eine Laparotomie erfolgte in Maus Kadaver, die Positionierung der Kanülenspitze in der IVC kurz vor der Beckenkamm Bifurkation zu perfektionieren. Manchmal kann bei größeren Tieren, Platzierung der Kanüle zu Dislokation der Kanüle in die Vene der rechten Niere führen. Allerdings könnte das ganze Blut aus allen Segmenten der IVC durchlässigen aufgrund Seite Fenestrationen der Kanüle.
In Vorversuchen führten wir Kanülierung über die femoral Ader. Leider kann nur eine 1-Fr-Kanüle in die femoral Ader, führt zu unzureichender Blutfluss platziert werden (≤ 1 mL/min). 1-Fr-Katheter in die IVC alle angezeigten unzureichend Rückfluss geschoben. Um erhebliche Rückfluss zu erreichen, müssten beide femoralen Adern kanülierte werden; Wir verlassen dieses Verfahren und erreicht ausreichende Entwässerung über eine 2-Fr-Kanüle in die IVC über die Halsschlagader gelegt. Blutverlust während der Platzierung der Kanüle in die Halsschlagader ist sehr typisch. Daher ist das Kopfende des tierischen Pad vor der Platzierung, 30-40 °, angehoben, so Rückfluss aus der Vene deutlich reduziert wird.
Eine schrittweise Verringerung Hämoglobin und Hämatokrit wird durch Hämolyse und sich wiederholende Blut Verkostungen getroffen, um die Leistung des Gerätes nachweisen erklärt. Für Überleben Experimente zur Vermeidung von Bluttransfusionen, sollte Blutabnahme extrem eingeschränkt oder sogar vermieden werden. Darüber hinaus sollte am Ende des Experiments, das Blut von der ECMO-Schaltung in das Tier zurückgegeben werden. Überlebensfähigkeit des Modells muss jedoch in einem separaten Projekt mit einem weniger invasiv Protokoll untersucht werden.
Blutfluss während unserer ECMO-Läufen war zwischen 3 und 5 mL/min normale Maus Herzzeitvolumen wird berichtet, dass zwischen 6 und 9 mL/min; daher im Durchschnitt waren wir in der Lage, eine ECMO Strömung von 54 % des Herzzeitvolumens der Maus zu erreichen. Veno-venöse ECMO erfordert in der Regel, geringere Durchblutung im Vergleich zu Veno-arterielle ECMO, da Overperfusion den rechten Vorhof zu rechtsventrikuläre Überlastung und infolgedessen Herzinsuffizienz führen kann. Klinisch, um adäquate Oxygenierung zu erreichen, ist ein Veno-venöse ECMO-Strom von 50-75 % des Herzzeitvolumens genug für genügend Oxygenierung bei belüfteten oder spontan atmenden Patienten. Unnötig zu erhöhen den ECMO-Fluss führen zu mehr Schäden durch Herren und Hämolyse und nutzlos Rezirkulation des größten Teils des venösen Blutes zwischen der IVC und SVC. Darüber hinaus haben wir beobachtet, dass durch die Erhöhung der Strömung in die Veno-venöse ECMO, negativen Überdruck zu saugen auf dem Gelände der Kanülierung der Luft führt. Unsere Tiere erhalten 100 % Sauerstoff unter Isofluran-Narkose und mit Hilfe der Veno-venöse ECMO waren hyper Sauerstoff. In unserem Modell haben wir versucht, die Bedingungen des "wach ECMO"4 mit weniger Schäden an Lunge zu reproduzieren.
Die molekularen Mechanismen in ECMO-Komplikationen können nun aufgrund der Fülle von gentechnisch veränderte Mausstämme verfügbar untersucht werden. Es gibt auch mehr als achtzig Stämme von Mäusen mit Erkrankungen der Lunge, die im Zusammenhang mit diesen Grunderkrankungen ECMO simulieren können. Daher glauben wir, dass unsere Veno-venöse ECMO-Maus-Modell in mehrere synergistische Projekte umgesetzt werden kann.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Dieses Projekt wurde durch KFO 311 Stipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sterofundin | B.Braun Petzold GmbH | PZN:8609189 | in 1:1 with Tetraspan |
| Tetraspan 6% Solution | B. Braun Melsungen AG | PZN: 05565416 | in 1:1 with Sterofundin |
| Heparin Natrium 25.000 | Ratiopharm GmbH | PZN: 3029843 | 2,5 IU per ml of priming |
| NaHCO3 8,4% Solution | B. Braun Melsungen AG | PZN: 1579775 | 3% in priming solution |
| Carprofen | Zoetis Inc., USA | PZN:00289615 | 5mg/kg/BW |
| 1 Fr PU Catheter | Instechlabs INC., USA | C10PU-MCA1301 | carotide artery |
| 2 Fr PU Catheter | Instechlabs INC., USA | C20PU-MJV1302 | jugular vein |
| 8-0 Silk suture braided | Ashaway Line & Twine Co., USA | 75290 | ligature |
| Isoflurane | Piramal Critical Care GmbH | PZN:9714675 | narcosis |
| Spring Scissors - 6mm Blades | Fine Science Tools GmbH | 15020-15 | instruments |
| Spring Scissors - 2mm Blades | Fine Science Tools GmbH | 15000-03 | instruments |
| Halsted-Mosquito Hemostat | Fine Science Tools GmbH | 13009-12 | instruments |
| Dumont #55 Forceps | Fine Science Tools GmbH | 11295-51 | instruments |
| Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm | Fine Science Tools GmbH | 12060-02 | instruments |
| Micro Serrefines | Fine Science Tools GmbH | 18555-01 | instruments |
| Bulldog Serrefine | Fine Science Tools GmbH | 18050-28 | instruments |
| Isoflurane Vaporizer Drager 19.1 | Drägerwerk AG & Co. KGaA | anesthesia 1,3 -2,5% | |
| Multichannel Data Aquisition Device with ISOHEART Software | Hugo Sachs Elektronik GmbH, Germany | invasive pressure, ECG, t °C | |
| i-STAT portable device | Abbott Laboratories, Lake Bluff, Illinois, USA | blood gas analysis | |
| i-STAT CG4+ and CG8+ cartridges | Abbott Laboratories, Lake Bluff, Illinois, USA | blood gas analysis | |
| C57Bl/6 mice, male, 30 g, 14 weeks old | Charles River Laboratories | housed 1 week before |
References
- Hill, J. D., et al. Prolonged Extracorporeal Oxygenation for Acute Post-Traumatic Respiratory Failure (Shock-Lung Syndrome). New England Journal of Medicine. 286 (12), 629-634 (1972).
- Noah, M. A., et al. Referral to an Extracorporeal Membrane Oxygenation Center and Mortality Among Patients With Severe 2009 Influenza A(H1N1). Journal of the American Medical Association. 306 (15), 1659 (2011).
- Maslach-Hubbard, A., Bratton, S. L. Extracorporeal membrane oxygenation for pediatric respiratory failure: History, development and current status. World Journal of Critical. Care Medicine. 2 (4), 29-39 (2013).
- Langer, T., et al. "Awake" extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): pathophysiology, technical considerations, and clinical pioneering. Critical Care. 20 (1), 150 (2016).
- Esper, S. A. Extracorporeal Membrane Oxygenation. Advances in Anesthesia. 35 (1), 119-143 (2017).
- Millar, J. E., Fanning, J. P., McDonald, C. I., McAuley, D. F., Fraser, J. F. The inflammatory response to extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): a review of the pathophysiology. Critical Care. 20 (1), 387 (2016).
- Lubnow, M., et al. Technical complications during veno-venous extracorporeal membrane oxygenation and their relevance predicting a system-exchange--retrospective analysis of 265 cases. Public Library of Science One. 9 (12), e112316 (2014).
- Passmore, M. R., et al. Inflammation and lung injury in an ovine model of extracorporeal membrane oxygenation support. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 311 (6), L1202-L1212 (2016).
- Vaquer, S., de Haro, C., Peruga, P., Oliva, J. C., Artigas, A. Systematic review and meta-analysis of complications and mortality of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation for refractory acute respiratory distress syndrome. Annals of Intensive Care. 7 (1), 51 (2017).
- Houser, S. R., et al. Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association. Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).
- Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
- Madrahimov, N., et al. Novel mouse model of cardiopulmonary bypass. European Journal of Cardio-thoracic Surgery. 53 (1), 186-193 (2017).
- Madrahimov, N., et al. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Journal of Visualized Experiments. (127), (2017).
