Summary
Hipertensão ocular crônica é induzida pela aplicação de uma sutura de circumlimbal em ratos e camundongos, levando à deterioração funcional e estrutural das células ganglionares da retina consistentes com glaucoma.
Abstract
A sutura de circumlimbal é uma técnica para induzir o glaucoma experimental em roedores por cronicamente elevar a pressão intra-ocular (Pio), um conhecido fator de risco para o glaucoma. Este protocolo demonstra um guia passo a passo sobre essa técnica no longo Evans ratos e camundongos C57BL/6. Sob anestesia geral, uma "" sutura em bolsa é aplicada na conjuntiva, ao redor do Equador e para trás ao limbo do olho. O olho companheiro serve como um controle não tratado. Ao longo da duração do nosso estudo, que foi um período de 8 semanas para ratos e 12 semanas para ratos, IOP manteve-se elevado, medida regularmente pelo tonometria de rebote em animais conscientes sem anestesia tópica. Em ambas as espécies, os olhos suturados mostraram electroretinogram características consistentes com disfunção da retina interna preferencial. Tomografia de coerência óptica mostrou desbaste seletivo da camada retinal da fibra do nervo. Histologia da retina rato na secção encontrada reduzida densidade de células na camada de células ganglionares, mas nenhuma mudança nas outras camadas celulares. Coloração de retinae rato apartamento montado com um marcador específico de células ganglionares (RBPMS) confirmou a perda de células ganglionares. A sutura de circumlimbal é um simples, minimamente invasiva e econômica maneira de induzir hipertensão ocular que leva à lesão de células ganglionares em ratos e camundongos.
Introduction
Modelos animais fornecem que uma plataforma importante para a investigação do laboratório de celular processos subjacentes patogênese de glaucoma, bem como avaliar possíveis intervenções terapêuticas. Foram desenvolvidos vários modelos inducible para produzir elevação sustentada da pressão intra-ocular (Pio), o mais importante fator de risco para o glaucoma. Métodos que foram aplicados para elevar o IOP incluem: injeção salina hipertônica no episcleral veias1, fotocoagulação laser da malha trabecular2 ou do estroma veias3e injeção intracameral de substâncias tais como fantasma vermelho glóbulos4, microbeads5,6 e viscoelástico agentes7. Cada abordagem tem suas vantagens e limitações.
Um bom modelo para o glaucoma deve imitar o processo da doença, com mínima complicação como trauma, inflamação e mídia opacidades. Estas complicações são frequentemente associadas com os procedimentos utilizados para induzir a elevação do IOP e podem confundir a interpretação dos resultados. Por exemplo, paracentese de câmara anterior, mesmo quando substâncias estranhas não são introduzidas, tem demonstrado causar trauma e inflamação que não é representativa de típica mudança glaucomatous8,9. A importância de evitar a inflamação, além de manter a claridade ótica facilita na vivo imaging e Eletrofisiologia para monitorar a progressão da doença. Embora não está claro em que medida estas complicações podem afetar as investigações de doença, pode ser melhor evitar penetrar o olho durante a indução de modelo. A abordagem de sutura circumlimbal evita a penetração do globo e facilita na vivo avaliação longitudinal da estrutura da retina e função. Mais importante, este modelo difere dos anteriores em sua capacidade de retornar o IOP para valores basais remoção da sutura quando necessário. Normalização de IOP pode ser útil para estudar o celular e moleculares correlações do gânglio reversível e irreversível celulares lesão10,11,12,13,14.
Este artigo centra-se na técnica de indução de modelo. Caracterização da lesão retiniana induzida por este modelo em ratos e camundongos pode ser encontrada em maior detalhe em outro lugar15,16,17,18,19.
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Protocol
Todos os procedimentos experimentais foram realizados de acordo com o Australian código de práticas para o cuidado e o uso de animais para fins científicos, definida pelo Conselho de pesquisa médica e nacional de saúde na Austrália. Aprovação ética foi obtida do Comitê de ética Howard Florey Institute Animal (aprovação número 13-044-hum e 13-068-hum para ratos e ratos, respectivamente).
1. medição de pressão intra-ocular em ratos conscientes
- Ajuste o tonometer de rebote de laboratório para o rato. Swaddle o rato acordado em um pedaço de pano macio para acalmar o animal. Expor a cabeça e o pescoço. Pressione cuidadosamente o tronco em uma mão, com as costas do animal encostadas no peito do investigador.
Nota: Não é necessária anestesia tópica. - Use a outra mão para trazer o tonometer rebote perto do olho do rato, de modo que a ponta da sonda IOP é aproximadamente 2-3 mm longe e perpendicular ao ápice da córnea. Use a mão direita para medir IOP no olho direito e mão esquerda para o olho esquerdo do animal.
- Aguarde alguns segundos para o rato para acalmar e pressione o botão de medição de uma vez. Observar que a ponta da sonda IOP suavemente atingiu o ápice da córnea uma vez; e ouvir o bip de tonometer rebote de uma vez.
Nota: Um único sinal do tonometer confirma sucesso medição, que pode ser lido a partir da tela de LCD. Um duplo sinal sonoro indica um erro de medição. Erros de medição podem surgir de fatores tais como a distância de trabalho inadequados entre a sonda e a córnea, uma inclinação excessiva na orientação do tonometer, ou a sonda atingir a pálpebra ou uma parte não-central da córnea. Consulte o manual de tonometer rebote do fabricante para mais detalhes sobre erros de medição. - Repita a etapa 1.3 dez vezes em um intervalo de 1-2 segundo, partir destas medições derivar um valor médio de IOP para esse ponto do tempo. Redefina o tonometer após a leitura deth 5.
- Para monitoramento serial, medir IOP ao mesmo tempo do dia e sob condições de iluminação consistente para minimizar a variação devido a diurnal IOP ciclo20,21.
2. medição de pressão intra-ocular em camundongos conscientes
- Ajuste o tonometer rebote para o mouse de acordo com as instruções do fabricante.
- Para refrear o mouse com a mão, posicione o mouse no topo de uma gaiola de grade e puxe delicadamente a cauda para trás.
Nota: Isto irá pedir o animal para segurar na grade do metal com suas patas dianteiras e a tentativa de se puxar para a frente, o que vai ligeiramente esticar seu corpo.- Use a outra mão para agarrar a pele solta imediatamente atrás das orelhas. Prenda a parte inferior do corpo do animal, segurando a cauda entre o dedo anelar e o dedo médio (ou entre o dedo mindinho e a palma da mão).
Nota: Não tente agarrar a pele muito apertada, para evitar asfixia e aplicando pressão sobre os olhos.
- Use a outra mão para agarrar a pele solta imediatamente atrás das orelhas. Prenda a parte inferior do corpo do animal, segurando a cauda entre o dedo anelar e o dedo médio (ou entre o dedo mindinho e a palma da mão).
- Com a mão livre agora (inicialmente segurando a cauda), trazer o tonometer rebote perto do olho do rato, para que a ponta da sonda IOP é aproximadamente 2-3mm de e perpendicular ao ápice da córnea. Para medir o outro olho, gire o mouse para que o outro olho está agora em frente o tonometer.
- Espere para o mouse acalmar e pressione o botão de medição de uma vez. Observar que a ponta da sonda IOP suavemente atingiu o ápice da córnea; com um único bip confirmando a medida bem sucedida.
Nota: Um duplo sinal sonoro indica um erro de medição. Pode ajudar a ter uma segunda leitura do experimentador e documento as leituras de IOP enquanto o primeiro experimentador leva as medições. - Repita a etapa 2.4 para obter dez leituras bem sucedidas para derivar um IOP. Redefina o tonometer após a leitura deth 5. Permita um intervalo de 1-2 segundos entre leituras.
- Conforme medição serial em ratos, medir rato IOP ao mesmo tempo do dia e sob condições de iluminação consistente.
3. indução de elevação da pressão intra-ocular em ratos anestesiados e camundongos
- Limpe o banco cirúrgico com clorexidina 0,5% em etanol a 70%. Cobrir o banco com cortinas estéril. Autoclave todo equipamento cirúrgico previamente. Certifique-se de todos os experimentadores usam equipamento de protecção adequado (máscaras cirúrgicas, vestidos e luvas esterilizadas).
- Para induzir anestesia geral, coloca o animal em uma câmara de indução. Entrega 3-3,5% de isoflurano com O2 a uma taxa de fluxo de 3 L/min.
- Manter a anestesia com isoflurano 1,5% no 2 L/min entregado através de uma máscara de rosto roedores durante a cirurgia. Garantir suficiente profundidade da anestesia pela ausência de um reflexo de pitada de pata.
- Evite a depressão respiratória, ajustando a taxa de fluxo quando necessário para manter a taxa respiratória em cerca de 60 respirações por minuto.
- Selecione aleatoriamente um olho para induzir hipertensão ocular, com o olho contralateral para servir como um controle não tratado. Instile uma gota de solução oftálmica de 0,5% proxymetacaine para anestesia tópica. Para limpar a superfície ocular, lave os olhos com 3 mL de solução salina estéril.
- Cubra o animal com um pano cirúrgico estéril, fenestrado, expondo o olho a ser suturado.
- Realize uma sutura em bolsa na conjuntiva bulbar ao redor do globo. Em ratos, tecer a sutura nylon paralela 7/0 e 2 mm posterior ao limbo (Figura 1). Em camundongos, coloque a sutura de nylon 10/0 a 1 mm posterior ao limbo.
- Tome cuidado para não penetrar a esclera. Uma súbita dilatação pupilar durante o procedimento cirúrgico indica que provavelmente foi penetrada a esclera.
- Âncora de sutura na conjuntiva usando 5-6 pontos de ancoragem em ratos e 4-5 pontos de ancoragem em camundongos.
- Evite a compressão direta sobre as veias principais episcleral rosqueando a sutura sob a conjuntiva no cruzamento destas veias.
Nota: Enquanto nós recomendamos evitar a compressão da veia episcleral principais em ratos, isso não é rotineiramente feito em ratos devido à baixa visibilidade destas veias nos olhos de rato. Mesmo que as veias principais não são compactadas diretamente, é provável que as pequenas embarcações no plexo de veia episcleral estão sob pressão, que pode ser um fator contribuinte para a elevação sustentada do IOP (veja a discussão para o mecanismo de elevação de IOP).
- Apertem a sutura em bolsa, amarrando um nó corrediço depois seguido de um segundo nó simples (Figura 1). Para evitar um pico IOP pós-cirúrgica excessivamente alto, ter um assistente medir o IOP imediatamente antes de apertar o segundo nó.
- Se o IOP é encontrado para ser demasiado elevado, ajuste o nó de deslizamento, parcialmente, liberando a tensão em uma extremidade da sutura (seta na Figura 1A).
- Depois que o IOP desejada é alcançada (idealmente de 30 a 60 mmHg em ratos ou 30-40 mmHg em ratos), gravata fora o segundo nó, mantendo uma força puxando contínua sobre o efeito da sutura (seta na Figura 1).
- Após o segundo nó foi apertada, apare as pontas da sutura para minimizar qualquer sensação de corpo estranho. Monitore o animal durante a recuperação da anestesia geral.
Nota: É importante usar o slipknot quando o primeiro nó para garantir adequada compressão interna no olho. Após várias semanas geralmente Note-se que as extremidades se tornam incorporadas na conjuntiva.
4. monitorização IOP
- Medir a primeira IOP em 2 minutos pós-operatório sob anestesia de isoflurano. Posteriormente, monitore IOP quando o roedor recuperou a consciência conforme os passos acima 1 e 2.
Nota: Monitore o IOP duas vezes durante o primeiro dia (2 minutos e 1 hora), diariamente, na primeira semana e uma vez ou duas vezes por semana depois disso.
5. análise da função e estrutura da retina
- No ponto experimental final desejado (no caso depois de 8 semanas em ratos e 12 semanas em ratos), sob anestesia geral com injeção intraperitoneal de xilazina/cetamina, medir a função da retina com a electroretinogram vez (ERG) conforme descrito mais pormenorizadamente noutro lugar15,16,17.
Nota: Nós encontramos robustos disfunção de células ganglionares, afinamento de camada de fibras nervosas da retina e gânglio célula perda para durações entre 8 a 12 semanas. Outros têm empregado com sucesso por períodos mais longos de IOP elevação14,15. - Imediatamente após a medição de ERG, medir a espessura da camada retinal da fibra do nervo (RNFL) e da espessura da retina total usando o domínio espectral coerência óptica tomografia computadorizada (SD-OCT) 16,18.
- No final do estudo longitudinal, eutanásia dos animais sob anestesia profunda.
- Dissecar a retina para histologia18, por exemplo imunocoloração de retina toda a montagem, usando um anticorpo específico da célula (RGC) ganglionares da retina como RNA-proteína com vários anticorpos emenda (RBPMS) ou específicas do cérebro homeobox/POU domínio 3A de proteína (Brn3a)16,19,22.
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Representative Results
Os seguintes resultados em ratos18 e ratos16 foram anteriormente relatados e são resumidos aqui. A sutura circumlimbal produziu um padrão semelhante de elevação IOP em ratos e camundongos (Figura 2). Um breve spike IOP, até 58,1 ± 2,7 mmHg em ratos e 38,7 ± 2,2 mmHg em camundongos, verificou-se imediatamente após o procedimento de sutura. Em ratos, magnitude IOP gradualmente reduzida ao longo do tempo a ser 44 ± 6 mmHg e 32 ± 2 mm Hg, em 3 e 24 horas, respectivamente,15. Após este pico inicial de IOP IOP permaneceu relativamente estável durante várias semanas. Durante o período experimental, o IOP aos olhos hipertensos oculares (OHT) manteve-se elevado pelo ~ 9 mmHg por 8 semanas em ratos e por ~ 5 mmHg para 12 semanas em camundongos.
Para avaliar a função do RGC, escotópica ERG em energias muito fraca estímulo elicia escotópica limiar de resposta positiva (pSTR), que foi encontrado para ser reduzido aos olhos de saúde bucal, em relação ao olhos de controle em ratos e camundongos (Figura 3). Havia também uma pequena redução do ERG a - e b-onda, que é provável que refletem uma disfunção leve de fotorreceptores e células bipolares, respectivamente. O maior déficit no entanto verificou-se no pSTR, confirmando preferencial disfunção da retina interna posterior suave elevação crônica do IOP.
Consistente com a disfunção interna da retina, uma perda seletiva de densidade celular na camada RGC também era evidente na secção transversal da retina OHT (Figura 4A - 4C). Em contraste, o número de células nas camadas nucleares externas e internas permaneceu inalterado18, sugerindo que o alvo isquêmicos efeitos foram mínimos. Tais achados em ratos foram corroborados pela contagem de células em toda a montagem do mouse retinae manchado usando um anticorpo específico RGC e microscopia confocal (Figura 4E - 4G). Da mesma forma, OCT varreduras em torno da cabeça do nervo óptico mostraram que a elevação crônica de IOP resulta em reduzida espessura RNFL, enquanto a espessura da retina total manteve-se inalterado em ambas as espécies (Figura 4 e 4 H).
Figura 1 . Circumlimbal aplicação de sutura ao redor do Equador do olho. A: em primeiro lugar, utilize um nó corrediço para apertar a sutura em bolsa puxando apenas um fio (seta), que irá garantir a adequada compressão para dentro. Um assistente pode medir o IOP imediatamente antes de apertar o segundo nó. B: posteriormente, fazer um segundo nó simples para bloquear o primeiro nó. C: fotografia da sutura circumlimbal em um olho de rato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 . a sutura circumlimbal gerado pressão intraocular neste caso por 8 semanas em ratos (A, n = 8) e 12 semanas em camundongos (B, n = 23). IOP permaneceu inalterada nos olhos de controle contralateral. (individuais OHT olhos representados por símbolos vermelhos e olhos de controle por símbolos cinzas). Média e desvios-padrão são sobrepostos em preto. Dados são replotted com permissão do anterior trabalho 16,18). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 . Elevação IOP crônica induzida por défices funcionais nomeadamente na retina interna em ratos (A e B) e ratos (C & D). A: formas de onda média ERG (n = 8 ratos) em resposta a um estímulo luminoso e dim (2,07 e-5.31 cd.s.m-2 para cima de log e rastreamento de fundo respectivamente) depois de 8 semanas de elevação do IOP. B: A amplitude relativa do pSTR, indicativo de função RGC, foi mais afetada do que o photoreceptoral um-onda e o bipolar de células b-onda impulsionada. C e D estão conforme A e B , mas derivado à média de 23 ratos após 12 semanas de elevação do IOP. Novamente, a disfunção RGC foi mais grave do que a disfunção da célula photoreceptoral e bipolar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 . ERG: electroretinogram; Saúde bucal: hipertensão ocular; IOP: pressão intra-ocular; pSTR: resposta escotópica positiva de limiar; RGC: células ganglionares da retina; * P < 0,05. Barras de erro: erro padrão da média. Dados são reutilizados com permissão do trabalho anterior. 16 , 18 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
A sutura de circumlimbal é um novo modelo de hipertensão ocular crônica. Além dos estudos, do qual os resultados representativos são oriundos de16,18, este modelo animal tem sido utilizado em uma série de recentes estudos15,23,24,25 ,26. Comparação entre estes relatórios anteriores mostra que o método produz resultados reproduzíveis, incluindo a magnitude da elevação do IOP, bem como o pico IOP breve durante a indução de modelo (ver discussão mais tarde). Embora a duração da elevação de IOP necessária para induzir mudanças RGC robustas é entre 8 e 12 semanas, o modelo pode ser mantido por mais tempo, com estudos relatando resultados para 15-16 semanas de IOP elevação14,15. Além de repetibilidade, esse método é relativamente simples, custo-eficaz e pode ser usado em ratos e camundongos. Quando comparada com outras abordagens que envolvem a penetração do olho na indução de modelo, este modelo é passível de investigações que exigem mídia óptica claro, como a eletrofisiologia ou na vivo de imagem da retina. Uma razão para isto é que ao evitar a paracentese, o método de sutura circumlimbal visa preservar o privilégio imune do olho e, portanto, minimizar a catarata e inflamação relacionados com trauma. Um estudo anterior, empregando esta técnica, encontrou aquela expressão Iba-1, um marcador de inflamação, não era upregulated na retina15, no entanto, a presença de outros marcadores inflamatórios ou inflamação da câmara anterior ainda não ter sido quantificadas neste modelo. Outra vantagem é que a elevação do IOP pode ser revertida por remoção de sutura, o que é um procedimento simples que pode ser feito sob sedação leve e anestesia tópica14,15. Isso torna a sutura circumlimbal um modelo exclusivo para investigar a reversibilidade potencial de lesão de células ganglionares em glaucoma24.
Embora o mecanismo pelo qual o procedimento de sutura gera IOP não é completamente compreendido, obstrução do fluxo aquoso é a causa provável após excluir vários outros fatores. De estudos anteriores, mostramos que a sutura circumlimbal não altera significativamente ângulo de profundidade ou iridocorneal câmara anterior em ambos os ratos15 e ratos16 e, portanto, não é um modelo de glaucoma de ângulo. Além disso, como dilatação da pupila e tamanho da pupila não foram alterados, a clareza da mídia óptica foi preservada e sem alterações inflamatórias Franca foi observada com OCT de câmara anterior ou com retina seções transversais, não acreditamos que a pressão intra-ocular elevação surge através de um mecanismo inflamatório. Finalmente, nossa constatação de que o IOP poderia ser rapidamente normalizada após a remoção da sutura circumlimbal sugere que a remodelação da malha trabecular como resultado de inflamação seria uma causa improvável do IOP elevação16,24. Assim, é provável que a elevação do IOP decorre obstrução exfluxo aquosa, ou através da compressão do canal de Schlemm ou as veias episcleral. Investigação está em andamento determinar a causa precisa de obstrução exfluxo aquosa induzida por este modelo.
A sutura circumlimbal tem várias limitações. Uma preocupação evidente é o aumento IOP inicial que ocorre durante a aplicação da sutura, que reduz gradualmente ao longo de várias horas. Com efeito, um pico IOP excessivo tem potencial para induzir lesão de reperfusão isquêmica, o que não é típico de glaucoma crônico de ângulo aberto. A este respeito, é prudente post cirurgicamente confirmar perfusão retiniana normal, usando Oftalmoscopia ou angiografia OCT.
A contribuição potencial de pico do IOP foi abordada recentemente, comparando os olhos de controle não tratados com um grupo de controle de Souza onde a sutura foi aplicada conforme métodos descritos acima e então removido após 2 dias. Em outras palavras, estes olhos de controle de fraude foram submetidos à mesma espiga IOP aguda, mas não a elevação crônica de IOP além de 48 horas. Nós achamos que os resultados de longo prazo, medidos pelo ERG, OCT e contagens RGC, permanecem inalterados em controles de Souza quando comparados com controles não tratados16, mostrando que o aumento inicial do IOP não teve um papel importante do défice de RGC visto neste modelo. Isto também é suportado pelo fato de que aos olhos de hipertensão ocular (saúde bucal), não houve correlação entre a magnitude do pico IOP e a disfunção RGC a longo prazo, Considerando que havia uma correlação significativa com a crônica IOP elevação15. Além disso, um estudo onde a sutura foi removida após 8 semanas mostra que células ganglionares totalmente recuperar, como medido pelo pSTR24, que apoia a ideia de que o pico IOP breve resultantes da indução de modelo faz pequena contribuição para o disfunção da retina encontrada após crônica elevação do IOP. O pico IOP transitório foi um fator contribuinte para a lesão de células ganglionares, se não esperaria recuperação após a remoção da sutura na semana 8. Portanto, apesar de ter a limitação de um pico IOP transitória, o modelo de sutura circumlimbal de hipertensão ocular é uma adição útil para modelos atualmente disponíveis pequenos animais glaucoma.
Embora as provas acima mencionadas suporta a utilidade deste modelo, conveniente todos os esforços para minimizar o pico transitório do IOP. A seguir pode ser úteis com indução de modelo. Em primeiro lugar, o problema mais comum encontrado é que o IOP pode retornar ao normal poucos dias após a aplicação de sutura. A causa provável desta normalização de pressão é que o nó de sutura afrouxa gradualmente ao longo do tempo. Para solucionar o problema, certifique-se do que primeiro nó (deslizamento) é fixado firmemente antes do segundo nó. Isto pode ser conseguido mantendo continuamente a tensão em uma extremidade do nó de deslizamento (seta na Figura 1A) até o segundo nó é amarrado. A segunda questão é hifema que pode ocorrer nas primeiras horas após a sutura. Em nossa experiência, era comumente associado com um pico IOP excessivamente alto (geralmente ≥ 80 mmHg em ratos e camundongos) ou perfuração do olho quando a sutura de tecelagem. Outras complicações do procedimento incluem catarata (geralmente reversível) no curto prazo e perda da sutura a longo prazo devido a deslizamento de sutura ou rasgar da conjuntiva. Não observamos o desenvolvimento de qualquer infecções de superfície oculares em qualquer coorte de ratos ou camundongos. Para iniciantes a cirurgia microscópica, alguma prática é necessária para aplicação de sutura circumlimbal mestre. Registramos uma taxa de sucesso inicial de 50% em nossa primeira coorte de camundongos (ratos de 40 de 81)16. Em nossa experiência, isso melhora a 70-80% com a prática. Em uma coorte subsequente de 60 ratos, encontramos uma taxa de sucesso total de 70%, com hifema (13%) e perda de sutura (17%) representando a taxa de falha de 30%. Em uma coorte de 20 ratos, nós encontramos uma maior taxa de sucesso (90%) do que em ratos, com apenas 2 ratos sendo excluídos devido hifema (10%), e os animais não foram excluídos devido à perda de sutura. Perfuração durante a cirurgia são ocorrências raras em modelos de rato e rato (~ 1%).
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho é financiado pela National Health e Conselho de pesquisa médica da Austrália projeto grant (1046203), bolsa de futuro de Conselho de pesquisa australiano (FT130100338).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| normal saline | Baxter International Inc | AHB1323 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for suture procedure |
| ocular lubricant | Alcon Laboratories | 1618611 | Proprietory Name: Genteal, ocular lubricant to keep the other eye moist |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To cut excessive suture stump during ligation |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture needle for rats (microsurgery) | Ninbo medical needles | 151109 | 8-0 nylon suture attached with round needle, cutting edge 3/8, dual-needle, suture length 30cm |
| Suture needle for mice (microsurgery) | Ninbo medical needles | 160905 | 10-0 nylon suture attached with round needle, cutting edge 3/8, dual-needle, suture length 30cm |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
| rebound tonometer | TONOLAB, iCare, Helsinki, Finland | TV02 | for intraocular pressure monitoring |
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