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Medicine

Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris

doi: 10.3791/58287 Published: October 5, 2018

Summary

Hypertension oculaire chronique est induite en appliquant une suture de circumlimbal chez les rats et les souris, conduisant à une détérioration fonctionnelle et structurelle des cellules ganglionnaires rétiniennes conformes de glaucome.

Abstract

La suture de circumlimbal est une technique permettant d’induire expérimental glaucome chez les rongeurs en élevant chroniquement la pression intraoculaire (PIO), un facteur de risque connu de glaucome. Ce protocole montre un guide étape par étape sur cette technique en Long Evans rats et les souris C57BL/6. Sous anesthésie générale, une « » suture en bourse est appliquée sur la conjonctive, autour de l’Équateur et derrière le limbe de le œil. Le œil collègue sert un témoin non traité. Pendant toute la durée de notre étude, qui a été une période de 8 semaines pour les rats et 12 semaines pour les souris, le IOP est demeurée élevée, mesurée régulièrement par tonométrie de rebond chez des animaux conscients sans anesthésie topique. Chez les deux espèces, les yeux suturées a montré électrorétinogramme fonctionnalités compatibles avec dysfonctionnement rétinien intérieur préférentiel. Tomographie par cohérence optique a montré sélectif amincissement de la couche des fibres nerveuses rétiniennes. Histologie de la rétine de rat en coupe transversale trouvé réduit la densité des cellules dans la couche de cellules ganglionnaires, mais aucun changement dans les autres couches cellulaires. La coloration des rétines souris plat monté avec un marqueur spécifique de la cellule de ganglion (RBPMS), a confirmé la perte de cellules ganglionnaires. La suture de circumlimbal est un simple, minimalement invasive et économique moyen d’induire l’hypertension oculaire qui conduit à des lésions des cellules ganglionnaires chez les rats et les souris.

Introduction

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Modèles animaux fournissent qu'une plate-forme importante pour l’étude de systèmes cellulaires en laboratoire processus sous-jacent pathogenèse de glaucome, ainsi que d’évaluer les interventions thérapeutiques possibles. Plusieurs modèles inductibles ont été développés pour produire l’élévation soutenue de la pression intraoculaire (PIO), le plus important facteur de risque de glaucome. Les méthodes qui ont été appliqués pour élever IOP comprennent : une injection saline hypertonique dans épiscléral1, photocoagulation laser du trabéculum2 ou des veines limbique3et intracameral injection de substances telles que les veines fantôme rouge globules4, microbilles5,6 et viscoélastique agents7. Chaque approche a ses avantages et ses limites.

Un bon modèle pour le glaucome devrait imiter le processus de la maladie, avec complication minime comme des opacités traumatisme, inflammation et médias. Ces complications sont souvent associées avec les procédures utilisées pour induire l’élévation des IOP et peuvent confondre interprétation des résultats. Par exemple, ponction de la chambre antérieure, même lorsque les substances étrangères ne sont pas introduites, s’est avérée causer un traumatisme et une inflammation qui n’est pas représentative du changement glaucomateuse typique8,9. En plus de l’importance d’éviter l’inflammation, maintenant clarté optique facilite l’imagerie in vivo et électrophysiologie pour surveiller la progression de la maladie. Même si on ne sait pas dans quelle mesure ces complications peuvent affecter les enquêtes de la maladie, il peut être préférable d’éviter de pénétrer dans le œil durant l’induction modèle. L’approche de suture circumlimbal évite la pénétration du globe et facilite en vivo une évaluation longitudinale de structure rétinienne et la fonction. Plus important encore, ce modèle diffère des précédents dans sa capacité à retourner IOP aux valeurs de base par l’enlèvement de la suture au besoin. Normalisation de l’IOP peut-être être utile pour étudier le cellulaire et moléculaires corrélats du ganglion réversible et irréversible cellulaire blessure10,11,12,13,14.

Cet article se concentre sur la technique d’induction de modèle. Caractérisation de la lésion rétinienne induite par ce modèle chez les rats et les souris se trouvent plus en détail ailleurs15,16,17,18,19.

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Protocol

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Toutes les procédures expérimentales ont été menées selon le Code de pratique australienne pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques, défini par la National Health and Medical Research Council en Australie. Approbation éthique a été obtenue de la Commission d’éthique de l’Animal Institut Howard Florey (agrément n° 13-044-UM et 13-068-UM pour les rats et les souris, respectivement).

1. mesure de la pression intraoculaire chez le rat éveillé

  1. Régler le tonomètre de rebond du laboratoire à la rat. Emmailloter le rat éveillé dans un morceau de chiffon doux pour calmer l’animal. Exposer la tête et du cou. Doucement, maintenir le torse dans une main, avec le dos de l’animal au repos contre la poitrine de l’enquêteur.
    Remarque : Anesthésie topique n’est pas nécessaire.
  2. Utilisez l’autre main pour apporter le tonomètre de rebond près oeil de rat, alors que la pointe de la sonde de l’IOP est environ 2-3 mm loin d’et perpendiculaire à l’apex cornéen. Utiliser la main droite pour mesurer le IOP dans le œil droit de l’animal et la main gauche pour le œil gauche.
  3. Attendez quelques secondes pour le rat pour calmer et appuyez une fois sur le bouton de mesure. Observer que l’extrémité de la sonde IOP frapper doucement l’apex cornéen une fois ; et d’entendre le bip du tonomètre rebond une fois.
    Remarque : Un seul bip du tonomètre confirme mesure réussie, ce qui peut être lu à partir de l’écran LCD. Un double bip indique une erreur de mesure. Erreurs de mesure peuvent découlent de facteurs tels que la distance de travail inapproprié entre la sonde et la cornée, une inclinaison excessive dans l’orientation du tonomètre, ou la sonde, suppression de la paupière ou une partie non centrale de la cornée. Consulter le manuel du tonomètre rebond du fabricant pour plus de détails au sujet des erreurs de mesure.
  4. Répétez l’étape 1.3 dix fois à intervalle de 1-2 seconde, ces mesures de dériver une valeur moyenne de la PIO pour ce point dans le temps. Réinitialiser le tonomètre après la lecture deth 5.
  5. Pour la série surveillance, mesurer IOP en même temps de la journée et sous un éclairage uniforme pour réduire au minimum la variation due à la diurne IOP cycle20,21.

2. mesure de la pression intraoculaire chez des souris conscientes

  1. Réglez le tonomètre de rebond à la souris selon les instructions du fabricant.
  2. Pour empêcher la souris à la main, placez votre souris sur un gril de cage et tirer doucement vers l’arrière sur la queue.
    Remarque : Cela va amener l’animal pour une adhérence sur la grille métallique avec ses pattes avant et essayer de se tirer vers l’avant, qui s’étire un peu son corps.
    1. Utilisez l’autre main pour saisir la peau lâche immédiatement derrière les oreilles. Fixez le bas du corps de l’animal en tenant la queue entre l’annulaire et le majeur (ou entre le petit doigt et votre paume).
      NOTE : Essayez de ne pas saisir la peau trop serrée, afin d’éviter l’asphyxie et exerçant une pression sur les yeux.
  3. Avec la main libre maintenant (initialement tenant la queue), apporter le tonomètre de rebond près de œil de la souris, afin que la pointe de la sonde de l’IOP est environ 2-3 mm d’et perpendiculaire à l’apex cornéen. Pour mesurer l’autre œil, faire pivoter la souris alors que l’autre oeil est maintenant devant le tonomètre.
  4. Attendez que la souris calmer et appuyez une fois sur le bouton de mesure. Observer que l’extrémité de la sonde IOP frapper doucement l’apex cornéen ; avec un seul bip confirmant la mesure réussie.
    Remarque : Un double bip indique une erreur de mesure. Il peut aider à avoir une deuxième lecture de l’expérimentateur et document les lectures de IOP alors que le premier expérimentateur prend les mesures.
  5. Répétez l’étape 2.4 pour obtenir dix lectures réussies pour dériver un IOP. Réinitialiser le tonomètre après la lecture deth 5. Laissez un intervalle de 1 à 2 secondes entre les lectures.
  6. Selon la série mesure chez les rats, mesurer souris IOP en même temps de la journée et sous un éclairage uniforme.

3. induction d’élévation de la pression intraoculaire chez des Rats anesthésiés et souris

  1. Nettoyer le banc chirurgical avec chlorhexidine 0,5 % dans l’éthanol à 70 %. Couvrir le banc avec draps stériles. Autoclave tout équipement chirurgical au préalable. S’assurer que tous les expérimentateurs portent des équipement de protection individuelle (masques chirurgicaux, peignoirs et gants stérilisés).
  2. Pour induire l’anesthésie générale, placer l’animal dans une chambre à induction. Fournir 3 à 3,5 % isoflurane avec O2 à un débit de 3 L/min.
    1. Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane de 1,5 % à 2 L/min livré via un masque rongeurs tout au long de la chirurgie. Assurer une profondeur suffisante de l’anesthésie en l’absence d’un réflexe de pincée de patte.
    2. Éviter une dépression respiratoire en ajustant le débit lorsque cela est nécessaire pour maintenir le taux respiratoire après environ 60 respirations/min.
  3. Choisir au hasard un œil pour induire une hypertension oculaire, à le œil controlatéral pour servir un témoin non traité. Instiller une goutte de solution ophtalmique proxymetacaine à 0,5 % pour l’anesthésie topique. Pour nettoyer la surface oculaire, rincer le œil avec 3 mL de sérum physiologique stérile.
  4. Couvrir l’animal avec un drapé chirurgical stérile, fenêtré, exposant le œil pour être suturés.
  5. Effectuer une suture en bourse sur la conjonctive bulbaire dans le monde entier. Chez le rat, tissent la suture nylon parallèle de 7/0 et 2 mm postérieur à la limbe (Figure 1). Chez les souris, placer le fil de nylon de 10/0 à 1 mm postérieur à la limbe.
    1. Prendre soin de ne pas pour pénétrer la sclère. Une dilatation pupillaire soudaine pendant l’intervention chirurgicale indique la sclérotique a probablement été pénétrée.
    2. Ancre la suture sur la conjonctive à l’aide de 5 à 6 points d’ancrage chez les rats et 4-5 points d’ancrage chez les souris.
    3. Éviter une compression directe sur les nervures principales épiscléral en enfilant la suture sous la conjonctive au croisement de ces veines.
      Remarque : Alors que nous recommandons d’éviter la compression de la veine épiscléral majeur chez les rats, pas systématiquement cela chez les souris en raison de la faible visibilité de ces veines dans les yeux de la souris. Même si les nervures principales ne sont pas compressées directement, il est probable que les petits navires dans le plexus de veine d’épiscléral sont sous pression, qui peut être un facteur contribuant à l’élévation des IOP soutenue (voir Discussion pour mécanisme d’élévation des IOP).
  6. Fixez la suture en bourse en attachant un nœud coulant puis suivi d’un deuxième noeud simple (Figure 1). Pour éviter un pic IOP post-chirurgicale excessivement élevé, ont un assistant mesurer le IOP immédiatement avant de fixer le deuxième nœud.
    1. Si l’IOP est jugé trop élevé, ajustez le noeud de glissement en libérant partiellement la tension à une extrémité de la suture (flèche dans la Figure 1A).
    2. Après le IOP désirée est obtenue (idéalement de 30 à 60 mmHg chez les rats ou 30-40 mmHg chez les souris), cravate sur le deuxième nœud tout en maintenant une force de traction continue sur cette extrémité de la suture (flèche dans la Figure 1A).
    3. Après le deuxième noeud a été resserré, couper les extrémités du fil de suture afin de minimiser toute sensation de corps étranger. Surveiller l’animal au cours de la récupération de l’anesthésie générale.
      Remarque : Il est important de spécifier le slipknot pour attacher le noeud premier d’assurer adéquate compression vers l’intérieur sur le œil. Après plusieurs semaines, on constate généralement que les extrémités sont incrustent dans la conjonctive.

4. surveillance IOP

  1. Prendre la première mesure de la PIO à 2 minutes après une opération sous anesthésie isoflurane. Par la suite, surveiller l’IOP lorsque le rongeur a repris conscience selon les étapes susmentionnées 1 et 2.
    NOTE : Surveiller la PIO deux fois au cours de la première journée (2 minutes et 1 heure), tous les jours durant la première semaine et une ou deux fois par semaine par la suite.

5. analyse de fonction et la Structure rétinienne

  1. À l’expérimental point final (dans ce cas après 8 semaines chez les rats et souris de 12 semaines), sous anesthésie générale avec une injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine, mesurer la fonction rétinienne avec l’obscurité électrorétinogramme (ERG) tel que décrit plus en détail ailleurs15,16,17.
    NOTE : Nous avons trouvé robustes dysfonction des cellules ganglionnaires, amincissement de la couche de la fibre nerveuses rétiniennes et ganglion cell perte pour des durées entre 8 et 12 semaines. D’autres ont utilisé avec succès des périodes plus longues de IOP altitude14,15.
  2. Immédiatement après la mesure de l’ERG, mesurer l’épaisseur de la couche des fibres nerveuses rétiniennes (CFNR) et épaisseur rétinienne totale utilisant le domaine spectral optique cohérence tomographie par SD- 16,18.
  3. À la fin de l’étude longitudinale, euthanasier les animaux sous anesthésie profonde.
    1. Disséquer la rétine pour histologie18, par exemple l’immunomarquage de rétine entier-Montez à l’aide d’un anticorps spécifique de cellule (RGC) ganglionnaires rétiniennes comme la protéine de liaison à l’ARN avec plusieurs anticorps épissage (RBPMS) ou domaine homéotique/POU cerveau-spécifique protéine 3 a (Brn3a)16,19,22.

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Representative Results

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Les résultats suivants dans les rats et les souris18 16 ont été rapportées et sont résumés ci-dessous. La suture circumlimbal produit un schéma similaire de l’élévation des IOP chez les rats et les souris (Figure 2). Un bref pic IOP, jusqu'à 58,1 ± 2,7 mmHg chez les rats et 38,7 ± 2,2 mm Hg chez la souris, a été constaté immédiatement après l’intervention de la suture. Chez le rat, grandeur IOP est progressivement réduite au fil du temps à 44 ± 6 mmHg et 32 ± 2 mm Hg, en 3 et 24 heures, respectivement le15. Après ce pic initial de IOP IOP est demeurée relativement stable depuis plusieurs semaines. Au cours de la période expérimentale, IOP aux yeux de l’hypertension oculaire (OHT) est demeurée élevée par ~ 9 mmHg pendant 8 semaines chez le rat et par ~ 5 mmHg pendant 12 semaines chez la souris.

Pour évaluer la fonction RGC, scotopique ERG à des énergies de stimulation très faible provoque la réaction de seuil scotopique positive (pSTR), qui s’est avéré être réduite aux yeux OHT, par rapport aux yeux de contrôle chez les rats et les souris (Figure 3). Il y avait aussi une petite réduction de l’ERG a - et b-wave, qui est susceptible de refléter une légère dysfonction des photorécepteurs et les cellules bipolaires, respectivement. Le plus fort déficit a toutefois été constaté dans la pSTR, confirmant préférentiel dysfonctionnement rétinien intérieur après légère élévation chronique de IOP.

Conformément à un dysfonctionnement rétinien intérieur, une perte sélective de la densité des cellules de la couche RGC était également évidente dans les coupes de rétine OHT (Figure 4 a - 4C). En revanche, nombre de cellules dans les couches extérieures et intérieures nucléaires est demeurée inchangée18, suggérant que les effets ischémiques hors cible étaient minimes. Ces constatations chez les rats ont été corroborées par des globules sur les rétines entier-Montez souris colorées à l’aide d’un anticorps spécifique de RGC et microscopie confocale (Figure 4E - 4 G). De même, OCT analyses autour de la tête du nerf optique a montré qu’élévation des IOP chronique aboutit à épaisseur réduite de CFNR, tandis que l’épaisseur totale de rétine est resté inchangé chez les deux espèces (Figure 4 et 4 H).

Figure 1
Figure 1 . Circumlimbal application de suture autour de l’Équateur de le œil. A: tout d’abord, utilisez un nœud coulant pour serrer la suture en bourse en tirant qu’une seule chaîne (flèche), qui assurera la compression centripète adéquate. Un assistant permet de mesurer le IOP immédiatement avant de fixer le deuxième nœud. B: par la suite faire un deuxième simple noeud pour verrouiller le premier nœud. C: photographie de suture circumlimbal sur un oeil de la souris. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. 

Figure 2
Figure 2 . La suture circumlimbal soulevé la pression intraoculaire dans ce cas pendant 8 semaines chez le rat (A, n = 8) et 12 semaines chez les souris (B, n = 23). IOP reste inchangée dans les yeux de contrôle controlatéral. (individuels yeux OHT représentés par les symboles rouges et les yeux de contrôle par des symboles gris). Moyenne et écarts-types sont superposées en noir. Données sont reloties avec la permission de précédents travaux 16,18). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. 

Figure 3
Figure 3 . Altitude IOP chronique induite par des déficits fonctionnels en particulier dans la rétine interne chez le rat (A & B) et souris (C & D). A: formes d’onde moyenne ERG (n = 8 rats) en réponse à un stimulus lumineux et dim (2,07 et-5.31 connecter cd.s.m-2 pour le haut et en bas trace respectivement) après 8 semaines d’élévation des IOP. B: l’amplitude relative de la pSTR, indique des fonctions RGC, a été plus touché que la photoreceptoral a-vague et les bipolaires de cellules b-vague entraînée. C et D sont selon A et B mais dérivé de la moyenne des 23 souris après 12 semaines d’élévation des IOP. Encore une fois, dysfonctionnement de la CJR a été plus sévère que la dysfonction des cellules photoreceptoral et bipolaire. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 . ERG : électrorétinogramme ; OHT : hypertension oculaire ; IOP : la pression intraoculaire ; pSTR : réponse positive de seuil scotopique ; RGC : les cellules ganglionnaires rétiniennes ; * P < 0,05. Barres d’erreur : erreur-type de la moyenne. Données sont réutilisées avec l’autorisation de travaux antérieurs. 16 , 18 S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

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La suture de circumlimbal est un nouveau modèle d’hypertension oculaire chronique. Outre les études dont les résultats représentatifs sont d’origine16,18, ce modèle animal a été utilisé dans un certain nombre de récentes études15,23,24,25 ,26. Comparaison entre ces rapports précédents montre que la méthode produit des résultats reproductibles, y compris l’ampleur de l’élévation des IOP, ainsi que la brève flambée IOP durant l’induction modèle (voir la discussion plus tard). Bien que la durée de l’élévation de IOP nécessaire pour induire des changements RGC robustes est entre 8 et 12 semaines, le modèle peut être maintenu pendant plus longtemps, avec des études faisant état des résultats pour les 15-16 semaines de IOP altitude14,15. En plus de la répétabilité, cette méthode est relativement simple, rentable et peut être utilisée chez les rats et les souris. En comparaison avec d’autres approches qui impliquent pénétrant dans le œil à l’induction de modèle, ce modèle se prête aux enquêtes qui exigent clairement multi-utilisations, tels que l’électrophysiologie ou in vivo l’imagerie rétinienne. Une raison à cela est que, en évitant la paracentèse, la méthode de suture circumlimbal vise à préserver le privilège immunitaire de le œil et donc minimiser l’inflammation liée à un traumatisme et la cataracte. Une étude antérieure qui emploient cette technique, a trouvé cette expression Iba-1, un marqueur de l’inflammation, n’était pas augmenté dans la rétine15, cependant la présence d’autres marqueurs inflammatoires ou d’inflammation de la chambre antérieure n’ont pas encore été quantifiés dans ce modèle. Un autre avantage est que l’élévation des IOP peut être inversée en retrait de suture, ce qui est une procédure simple qui peut être faite sous légère sédation et anesthésie topique14,15. Cela rend la suture circumlimbal un modèle unique pour étudier la réversibilité potentielle des lésions des cellules ganglionnaires dans le glaucome,24.

Bien que le mécanisme par lequel la procédure de suture déclenche IOP n’est pas complètement élucidé, obstruction de l’écoulement aqueux est la cause probable après écarter de plusieurs autres facteurs. Des études précédentes, nous avons montré que la suture circumlimbal ne modifie pas significativement l’angle iridocornéen ou de profondeur de chambre antérieure dans les deux rats souris et15 16 et n’est donc pas un modèle de glaucome à angle. En outre, comme une dilatation pupillaire et la taille de la pupille ne sont pas modifiées, la clarté des médias optiques a été préservée et aucune modification inflammatoire franche a été observée avec chambre antérieure OCT ou rétiniennes sections efficaces, nous ne pensons pas que la pression intraoculaire altitude se pose grâce à un mécanisme inflammatoire. Enfin, nous avons conclu que IOP pourrait être rapidement normalisée après le retrait de la suture circumlimbal suggère que le remodelage de la trabéculaire, à la suite de l’inflammation serait une cause probable de l’IOP altitude16,24. Ainsi, il est probable que l’élévation des IOP découle de l’obstruction de l’écoulement aqueux, soit par compression du canal de Schlemm ou les veines épiscléral. Une enquête plus approfondie est en cours pour déterminer la cause précise de l’obstruction d’écoulement aqueux induite par ce modèle.

La suture circumlimbal présente plusieurs limites. Une préoccupation évidente est la pointe de Pio initiale qui survient lors de l’application de la suture, ce qui réduit progressivement pendant plusieurs heures. En effet, un pic IOP excessif a le potentiel de provoquer des lésions d’ischémie-reperfusion, qui ne sont pas typique du glaucome chronique à angle ouvert. À cet égard, il est prudent de post chirurgicalement confirme la perfusion rétinienne normale utilisant ophtalmoscopie ou angiographie OCT.

La contribution potentielle de l’épi IOP a été récemment adressée en comparant les yeux de témoins non traitées avec un groupe de contrôle fictif où la suture a été appliquée selon les méthodes décrites ci-dessus et ensuite retiré après 2 jours. En d’autres termes, ces yeux de contrôle trompe-l'oeil ont été soumis à la même pointe aiguë de IOP, mais pas l’élévation chronique IOP au-delà de 48 heures. Nous avons constaté que les objectifs à long terme, mesurées par l’ERG, OCT et comtes RGC, restent inchangées dans les contrôles par rapport aux témoins non traités16, montrant que le pic initial de IOP n’avait un rôle important dans le déficit RGC vu dans ce modèle. Ceci est pris en charge par le fait qu’aux yeux de l’hypertension oculaire (OHT), il n’y avait aucune corrélation entre l’amplitude du potentiel d’action IOP et le dysfonctionnement de la CJR à long terme, alors qu’il y avait une corrélation significative avec la chronique IOP élévation15. En outre, une étude où la suture a été supprimée après 8 semaines montre cette cellule de ganglion pleinement récupérer, tel que mesuré par la pSTR24, qui soutient l’idée que le bref spike IOP résultant de l’induction modèle contribue peu à la dysfonctionnement rétinien trouvé après élévation des IOP chronique. Avait le crampon IOP transitoire a été un facteur contributif à la blessure de cellules ganglionnaires, on ne s’attendrait pas reprise après l’ablation de suture à la semaine 8. Par conséquent, malgré la limitation d’un pic transitoire de IOP, le modèle circumlimbal de suture de l’hypertension oculaire est un complément utile aux modèles actuellement disponibles petit glaucome animale.

Bien que la preuve susmentionnée justifie l’utilité de ce modèle, tout doit être fait pour réduire au minimum le crampon IOP transitoire. Ce qui suit peut aider avec induction de modèle. Tout d’abord, le problème le plus fréquent rencontré est que le IOP peut retourner à la normale quelques jours après l’application de la suture. La cause probable de cette normalisation de la pression, c’est que le noeud de suture se détache peu à peu au fil du temps. Pour dépanner, assurer que le premier nœud (slip) est fixé solidement avant d’attacher le deuxième noeud. Il est possible de maintenir en permanence la tension à une extrémité du noeud feuillet (flèche dans la Figure 1A) jusqu'à ce que le second noeud est lié. La question plus fréquent est Hyphéma qui peut apparaître dans les premières heures après suture. Dans notre expérience, c’était souvent associé à un excessivement élevés IOP spike (habituellement ≥ 80 mmHg chez les rats et les souris) ou la perforation de l’oeil pour le tissage de la suture. D’autres complications de la procédure comprennent cataracte (généralement réversible) à court terme et perte de la suture à long terme en raison des dérapages de suture ou de déchirure de la conjonctive. Nous n’avons pas noté le développement de toute infection oculaire surface dans toute la cohorte des rats ou des souris. Pour les novices de la micro-chirurgie, certaine pratique est nécessaire à l’application de suture circumlimbal maître. Nous avons rapporté un taux de succès initial de 50 % dans notre première cohorte de souris (souris 40 sur 81)16. Dans notre expérience, cela permet d’améliorer à 70-80 % avec la pratique. Dans une cohorte subséquente de 60 souris, nous avons constaté un taux de réussite total de 70 %, avec Hyphéma (13 %) et de la perte de la suture (17 %) représente le taux d’échec de 30 %. Dans une cohorte de 20 rats, nous avons constaté un taux de succès plus élevé (90 %) que chez la souris, avec seulement 2 rats étant exclus en raison de l’hyphéma (10 %), et pas d’animaux ont été exclus en raison de la perte de la suture. Perforation au cours de la chirurgie sont rares occurrences dans les modèles de rat et de souris (~ 1 %).

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail est financé par la National Health et subvention de projet du Medical Research Council of Australia (1046203), Australian Research Council avenir Fellowship (FT130100338).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
normal saline Baxter International Inc AHB1323 Maintain corneal hydration during surgery
Chlorhexadine 0.5% Orion Laboratories 27411, 80085 Disinfection of surgical instrument
Isoflurane 99.9% Abbott Australasia Pty Ltd CAS 26675-46-7 Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for suture procedure
ocular lubricant Alcon Laboratories  1618611 Proprietory Name: Genteal, ocular lubricant to keep the other eye moist
Needle holder (microsurgery) World Precision Instruments 555419NT To hold needle during ocular surgery
Proxymetacaine 0.5% Alcon Laboratories  CAS 5875-06-9 Topical ocular analgesia
Scissors (microsurgery) World Precision Instruments 501232 To cut excessive suture stump during ligation
Surgical drape Vital Medical Supplies GM29-612EE Ensure sterile enviornment during surgery
Suture needle for rats (microsurgery) Ninbo medical needles 151109 8-0 nylon suture attached with round needle, cutting edge 3/8, dual-needle, suture length 30cm
Suture needle for mice (microsurgery) Ninbo medical needles 160905 10-0 nylon suture attached with round needle, cutting edge 3/8, dual-needle, suture length 30cm
Tweezers (microsurgery) World Precision Instruments 500342 Manipulate tissues during ocular surgery
rebound tonometer TONOLAB, iCare, Helsinki, Finland TV02 for intraocular pressure monitoring

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris
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He, Z., Zhao, D., van Koeverden, A. K., Nguyen, C. T., Lim, J. K. H., Wong, V. H. Y., Vingrys, A. J., Bui, B. V. A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice. J. Vis. Exp. (140), e58287, doi:10.3791/58287 (2018).More

He, Z., Zhao, D., van Koeverden, A. K., Nguyen, C. T., Lim, J. K. H., Wong, V. H. Y., Vingrys, A. J., Bui, B. V. A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice. J. Vis. Exp. (140), e58287, doi:10.3791/58287 (2018).

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