Summary
Este protocolo describe la fabricación de dispositivos microfluídicos de MY133-V2000 para eliminar los artefactos que se presentan a menudo en microcanales debido a los índices de refracción une mal entre estructuras de microcanales y una solución acuosa. Este protocolo utiliza un sostenedor de acrílico para comprimir el dispositivo encapsulado, mejorar la adherencia tanto química como mecánicamente.
Abstract
El uso de dispositivos microfluídicos ha surgido como una herramienta definitoria para aplicaciones biomédicas. Cuando se combina con técnicas de microscopía moderna, estos dispositivos pueden implementarse como parte de una plataforma robusta capaz de hacer mediciones simultáneas de complementarias. El principal reto creado por la combinación de estas dos técnicas es el desequilibrio en el índice de refracción entre los materiales tradicionalmente utilizados para hacer que los dispositivos de microfluidos y las soluciones acuosas en biomedicina. Este desajuste puede crear artefactos ópticos cerca de los bordes del canal o dispositivo. Una solución es reducir el índice de refracción del material utilizado para fabricar el dispositivo mediante el uso de un polímero fluorado como MY133-V2000 cuyo índice de refracción es similar a la del agua (n = 1.33). Aquí, se demuestra la construcción de un dispositivo de microfluidos de MY133-V2000 mediante técnicas de litografía blanda, utilizando plasma de O2 en conjunto con un sostenedor de acrílico para aumentar la adherencia entre el dispositivo de MY133-V2000 fabricado y el sustrato de polidimetilsiloxano (PDMS). El dispositivo entonces es probado por lo lleno de medios de cultivo celular de 24 h demostrar la capacidad del dispositivo para mantener condiciones de cultivo de células en el transcurso de un experimento típico de proyección de imagen incubando. Por último, la microscopia fase cuantitativa (QPM) se utiliza para medir la distribución de masa dentro de las células adherentes vivo en la MCP. Así, la mayor precisión, de fabricación del dispositivo de un polímero de bajo índice de refracción como MY133-V2000 sustituyen a materiales tradicionales litografía blanda como PDMS, está demostrada. En general, este enfoque para la fabricación de dispositivos microfluídicos puede integrarse fácilmente en flujos de trabajo existentes de litografía blanda para reducir artefactos ópticos y aumentar la precisión de la medida.
Introduction
El desarrollo de la tecnología de microfluidos ha permitido una amplia gama de nuevas técnicas biomédicas que aprovechan la única física de flujos de escala microscópica1,2. Esto incluye las técnicas diagnósticas construidas sobre plataformas de microfluidos que cuantifican biomarcadores clínicamente relevantes, incluyendo célula rigidez3, marcadores de superficie4y crecimiento5. Mediante la manipulación de las células, dispositivos microfluídicos también pueden utilizarse para medir la heterogeneidad de biomarcadores, por ejemplo como indicador de la malignidad6. La capacidad de combinar aplicaciones de microfluidos con microscopía ha aumentado aún más la utilidad de estas plataformas permitiendo dispositivos que miden los múltiples biomarcadores simultáneamente7.
QPM es una técnica de microscopía que mide el desplazamiento de fase como la luz pasa a través e interactúa con la materia dentro de las muestras transparentes. La masa de células individuales puede calcularse medidas de QPM, usando la conocida relación entre el índice de refracción y la densidad de biomasa8,9. Trabajo previo ha demostrado que el QPM es capaz de medir parámetros clínicamente relevantes como célula crecimiento10,11 y célula propiedades mecánicas mediante trastorno fuerza12. Cuando se combina con la microfluídica, QPM se puede potencialmente utilizar para medir el comportamiento de la célula en un ambiente altamente controlado en vitro. Uno de los principales retos de combinación de QPM con la microfluídica es el alto índice de refracción de los polímeros más utilizados para construir microfluídicos canales via litografía blanda13.
Un importante reto frente a la combinación de la microfluídica con diversas técnicas de microscopía es el desajuste entre el índice de refracción del material necesario en relación con el índice de refracción de agua14,15. Un método para tratar esto es mediante el uso de un polímero de bajo índice de refracción como CYTOP16 o V2000 MY13313. Este último es un fluorados ultravioleta (UV)-polímero de acrilato curado que tiene un índice de refracción similar al agua (n = 1.33) y que es compatible con técnicas de litografía blanda, lo que permite una integración suave en microfluidos establecido muchos flujos de fabricación del dispositivo. Esto hace no sólo conveniente para la fabricación de dispositivos microfluídicos MY133-V2000, pero también le permite combinarse fácilmente con QPM y otros enfoques de la microscopia, para medir el comportamiento de la célula en la Colonia y en una escala unicelular. MY133-V2000 elimina artefactos debido a fase desenvolver produciendo poco, si cualquiera, cambio de fase como la luz pasa a través de la interfaz agua-MY133.
Aunque eliminar el desequilibrio en el índice de refracción, uno de los desafíos principales asociado a los dispositivos fabricados con polímeros fluorados, como MY133-V2000, es la baja adherencia a otros materiales como el vidrio o PDMS. El presente trabajo muestra la fabricación de un dispositivo de microfluidos MY133 V2000 usando litografía blanda. Con O2 de plasma para el tratamiento de la superficie del canal y el PDMS sustrato combinado con un soporte de acrílico fabricados costumbre asegura que el dispositivo se adhiere al sustrato, creando un canal cerrado. Este dispositivo es adecuado para el cultivo celular y QPM para medir la masa de células en el canal, que tiene aplicaciones importantes para medir el crecimiento de células vivas y el transporte intracelular de la biomasa celular, los que tienen relevancia clínica en el diagnóstico descubrimiento de la medicina y de la droga.
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Protocol
1. fabricación de la negativa de polidimetilsiloxano
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Preparación de polidimetilsiloxano
- Medida 18 g de elastómero de silicona PDMS y 1,8 g de reactivo endurecedor. Verter el reactivo endurecedor en un bote de medición con el elastómero.
- Mezclar el elastómero y el reactivo endurecedor vigorosamente por 1 minuto y poner la mezcla en una cámara de vacío durante 30 minutos.
- Retire el PDMS del vacío, vierta 15 g sobre el negativo con un cortador de galletas (radio = 3,8 cm) para impedir el PDMS corriendo fuera de la cara y cubrir la mezcla restante de PDMS.
- Poner el molde que contiene el PDMS en la cámara de vacío durante 10 minutos.
- Retire el molde que contiene el PDMS de la cámara de vacío, colóquelo en un plato caliente a 150 ° C por 60 min a curar y cubrir con papel de aluminio.
- Vierta el restante PDMS en un placa de Petri (10 cm de diámetro), de vidrio invertido usando otro cortador de la galleta como un molde, para crear una almohadilla de PDMS. Ponerlo en la cámara de vacío hasta que la negativa PDMS está completamente curada.
- Transferencia de la caja Petri con el PDMS de la aspiradora a la placa precalentada para curar a 150 ° C durante 60 min.
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Tratamiento superficial del plasma de polidimetilsiloxano
- Inserte una hoja de afeitar afilada por debajo de los PDMS y el cortador de la galleta para extraer cuidadosamente el PDMS de los negativos.
- Utilice un cuchillo agudo de la manía para cortar lo negativo de la pieza más grande de PDMS; deben cortarse con suficiente área de almacenador intermediario para colocar otro pedazo de PDMS en la parte superior sin obstruir la negativa.
- Inserte una hoja de afeitar afilada debajo el PDMS curado con la negativa a extraer con cuidado el PDMS de la caja Petri.
- Uso un cuchillo de la manía para cortar un pedazo de PDMS de la almohadilla que es del mismo tamaño que la pieza cortado para la negativa. Luego, cortar un rectángulo de nuevo pedazo de PDMS con espacio suficiente para encajar alrededor de la MCP cuando se coloca encima de la negativa.
- Pon dos trozos de PDMS (el negativo y el rectángulo) sobre un sustrato plano (como una diapositiva de cristal, cuarzo, poliestireno u otros materiales) e insertarlos en un plasma de radio frecuencia (RF) limpiador. Cierre la puerta y la cámara del sello de evacuar el aire con una bomba de vacío. Inyectar aire hasta una presión de 400 mTorr usando un regulador de presión de vacío digital.
Nota: Si el sustrato utilizado para la limpieza del plasma no se ha utilizado en el plasma de la aspiradora, poner en el plasma limpiador por sí mismo antes de s 60 para el tratamiento de la negativa, para evitar que la capa base de acrílico se adhiera al sustrato. - Gire el ajuste de RF a altas, y un plasma de aire rosa debe aparecer en la ventana de visualización. Plasma-tratar las dos piezas de PDMS para 30 s, luego apague el ajuste de RF. Permitir que el aire para volver a entrar poco a poco la cámara para evitar un flujo de aire turbulento de alterar el contenido de la cámara.
- Quitar el PDMS del plasma limpiador y colocarlo en un banco. Luego, cuidadosamente invertir el rectángulo PDMS en la negativa y presione hacia abajo con un par de pinzas. Déjela en reposo durante 10 minutos permitir que las dos piezas de PDMS se adhieran entre sí.
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Tratamiento superficial Fluorosilane de la negativa de polidimetilsiloxano
- Uso un gotero para poner 2 gotas de tricloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluoro-octilo) silano (PFOTS) en un pequeño pesar barco e introducirlos en una cámara de vacío de vidrio.
- Invertir el PDMS en un pedazo de papel de aluminio (de modo que la negativa de microchannel caras hacia arriba) y ponerlo en la cámara de vacío de vidrio. Luego, evacuar la cámara continuamente durante 24 horas.
2. fabricación de los microcanales de MY133
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Formación de la estructura de microchannel MY133 V2000
- Llene el PDMS negativo con 400 μL de MY133-V2000.
Nota: El negativo debe ser un poco demasiado lleno. - Coloque el PDMS MY133-V2000-llenado negativo en la cámara de vacío por 2 h para eliminar las posibles burbujas.
- MY133-V2000 Quite el vacío y presione lentamente un portaobjetos de vidrio contra la parte superior del sobrellenado ligeramente negativo para crear una superficie plana de MY133-V2000 y para evitar que el oxígeno inhibe la polimerización.
Nota: PDMS, en la superficie de la canal, parcialmente inhiben la polimerización, lo que permite la vinculación en las etapas posteriores. El portaobjetos de cristal tiene una transparencia de UV ligeramente reducida (35%) en comparación con el cuarzo, que ayuda a prevenir cualquier coloración amarillenta en el dispositivo de curado. - Inserte MY133 V2000 en un horno UV W 400 y la radiación UV al 50% de la intensidad máxima de 300 s para curar la MCP MY133 V2000.
Nota: La longitud de onda máxima se utiliza para curar el dispositivo es aproximadamente 375 nm con un ancho de banda de aproximadamente 25 nm. Aproximadamente 4.500 mJ/cm2 de la energía fue utilizada para curar el MCP, que es un poco más que doble el mínimo curado Potencia recomendada por el fabricante.
- Llene el PDMS negativo con 400 μL de MY133-V2000.
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El sostenedor de acrílico del edificio
- Dibujar la capa base acrílica usando un software de dibujo vectorial. Asegúrese de que la capa base es un rectángulo de 1,5 mm de espesor, 75 mm largo y 25 mm de ancho, con un rectángulo centrado que mide 25 x 11 mm.
- Dibujar la capa intermedia acrílico usando un vector software de dibujo. Asegúrese de que la capa intermedia es un rectángulo (espesor 1,5 mm, 75 mm de largo y 25 mm de ancho) con un cuadrado centrado (5 mm x 5 mm) y dos círculos (ambos con un diámetro de 3 mm) separados por 15 milímetros.
- Extraer la capa superior acrílico usando un vector software de dibujo. Asegúrese de que la capa superior es un rectángulo (3 mm de espesor, 30 mm de largo y 25 mm de ancho) con un cuadrado centrado (5 mm x 5 mm) y dos círculos (ambos con un diámetro de 3 mm) separados por 15 milímetros.
- Recortar los diseños de dispositivo creados en el software de dibujo vectorial con un cortador láser. Use el ajuste de la muestra del 100% de potencia y un 30% de velocidad. Ejecute el programa dos veces para asegurarse de que se corta el acrílico.
- Golpear los agujeros en la capa superior acrílico usando un tamaño M5 0.80 mm taladradora.
- Limpie las piezas de acrílico con acetona para eliminar marcas residuales o quemaduras.
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Unión de MY133-V2000 en el sostenedor de acrílico
- Coloque la capa base de acrílico en el substrato de vidrio con un adhesivo, como el pegamento de cianocrilato. Coloque dos gotas pequeñas en los bordes de acrílico y luego usar una herramienta disponible para extender uniformemente el pegamento. Coloque el sustrato de vidrio sobre el acrílico y deje que el pegamento se seque con el peso del vidrio para mantener en su lugar.
- Cubrir el vaso expuesto con 100 μl de PDMS con una pipeta de desplazamiento positivo; Luego, inserte un recubridor spin vacío a la capa base y set a 1.500 rpm por 2 min cubrir uniformemente el vidrio con una capa PDMS aproximadamente 10 μm grueso.
- Eliminar la capa de base de la máquina de pintar de spin y cuidadosamente Limpie cualquier exceso PDMS que cubrió el acrílico con acetona y papel toalla. Tenga cuidado de no disturbar el PDMS no curada.
- Cueza al horno la capa base con PDMS en un horno a 65 ° C por 2 h para curar el PDMS.
- Pipetear 1 mL de PDMS en un portaobjetos de vidrio y, a continuación, utilice otro portaobjeto para extender uniformemente el PDMS hasta que comience a exudar hacia fuera los lados. La curación esta en un plato caliente a 150 ° C durante 10 minutos.
- Cortar el PDMS curado en un rectángulo con las mismas dimensiones que el dispositivo de MY133-V2000 y, luego, usando la capa intermedia del acrílico como un molde, perforar los agujeros para el depósito y cortar un cuadrado de ventana de visualización en el PDMS para hacer la Junta PDMS.
- Coloque el V2000 MY133 canal hacia arriba, en el mismo o un substrato plano similar según lo utilizado para el tratamiento de plasma de los PDMS de paso 1.2.5. Coloque la capa base acrílica que contiene el sustrato PDMS curado junto con el canal de MY133-V2000 en el plasma de2 O limpiador. La presión de vacío a 200 mTorr y RF a alto nivel y superficie-tratar el sustrato de vidrio y canal para 30 s.
- Utilizando pinzas, coloque inmediatamente el canal de MY133-V2000 hacia abajo en un corte rectangular de acrílico de la capa base tales que el PDMS en contacto con el MY133-V2000.
- Coloque el empaque PDMS en la parte superior del dispositivo de MY133-V2000, alineando los orificios en la junta con los embalses en el dispositivo.
- Coloque el dispositivo inacabado sobre una plataforma elevada sobre el Banco para proporcionar una superficie de sujeción para el montaje del dispositivo.
- Extraer 3 mL de cemento acrílico utilizando una jeringa. Distribuir suficiente cemento acrílico sobre la capa base para proporcionar una capa delgada. Hacen el abrigo como posible y no deje que el material escurrirse en el canal.
- Coloque la pieza de acrílico de capa intermedia sobre el acrílico de capa base. Asegúrese de que los orificios se alineen con los embalses del canal MY133-V2000.
- Utilice 3 pinzas para sujetar la capa base y mediados capa como rigurosamente posible por 2 min mientras que el cemento acrílico endurece, para adherir las piezas de acrílico junto. Asegúrese de que los depósitos no estén obstruidos durante este paso para evitar que el aire está atrapado debajo del dispositivo de MY133-V2000.
- Retire la presión del dispositivo y coloque el cemento acrílico en la capa intermedia en los lugares de contacto anticipado con la capa superior de acrílico.
- Coloque la capa superior de acrílico en la pieza de la capa intermedia de acrílico, asegurándose que los orificios estén alineados con los embalses y deje que se resto en el Banco por 2 min hasta que se seque el cemento acrílico.
3. prueba y uso del dispositivo MY133-V2000
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Prueba de fugas
- Pruebe el dispositivo de MY133-V2000 añadiendo 10 μl de colorante de comida o agua desionizada en uno de los agujeros del depósito para comprobar la adherencia y el flujo.
- Introduzca un tubo (con un diámetro exterior de 1/8 pulg) en el depósito y conecte el otro extremo a una trampa de vacío. Gire el vacío a tirar el tinte o el agua a través del canal para asegurar que se crea un dispositivo exitoso.
- Ver bajo un microscopio para no verificar que haya fugas en el canal o embalse, llene el tanque con etanol y permitir el etanol para sentarse a temperatura ambiente durante 10 minutos. Luego, jale el etanol mediante el uso de la aspiradora, limpiar el tinte o agua por el canal.
- Rocíe el canal con etanol y ponerlo en un recipiente de poliestireno estéril. Envuelva bien con parafilm y almacenar en un ambiente estéril hasta que se necesite.
Nota: en este punto, el dispositivo debe manipularse asépticamente para evitar la contaminación. Cuando esté listo para utilizar el dispositivo, el exterior del contenedor debe esterilizarse utilizando etanol y en un gabinete antes de abrir el recipiente de bioseguridad.
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Placas de células MCF7 en el dispositivo de MY133-V2000
- Cultivar células MCF7 en platos de Petri de 10 cm en un medio de comunicación completo que consta de mínimo medio esencial de Dulbecco (DMEM) suplementado con 10% suero fetal bovino, penicilina-estreptomicina, glutamina y aminoácidos no esenciales, en una incubadora de cultivo celular que mantiene una atmósfera húmeda con 5% CO2 y el 20% O2 a una temperatura de 37 ° C. Crecen las células a aproximadamente 80% de confluencia antes de sembrar en la MCP.
- En primer lugar, rocíe el plato de poliestireno que contienen el microchannel con etanol al 70%. A continuación, ponerla en el gabinete antes de retirar el parafilm protegiendo el canal del medio ambiente laboratorio de bioseguridad.
- Inmovilizar derivados de plasma humano de fibronectina en la superficie de microcanales por diluir en suero salino de Dulbecco tamponada con fosfato (DPBS) a 10 μg/mL. Entonces, inyectar 20 μl de esta solución en el canal e incubar a 20 ° C por 45 min.
- Lavar la solución de la fibronectina de la canal por inyectar 20 μl de medio de cultivo celular en el canal y déjelo incubar a 20 ° C durante 10 minutos.
- Lavar las células con 10 mL de DPBS y trypsinize las células añadiendo 1 mL de tripsina 1 x. Incube las células a 37 ° C por 7 min neutralizar la tripsina con 9 mL de medios completo.
- Inyectar 20 μl de las células en el canal e incúbelos a 37 ° C por 45-120 min permitir la fijación al sustrato antes de la proyección de imagen.
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Representative Results
Este protocolo describe la fabricación de MY133-V2000, un polímero fluorado con un bajo índice de refracción la del agua que. Una característica clave de este protocolo es cómo superar la falta de adherencia que es característica de los polímeros fluorados mediante plasma de oxígeno y por fabricar el dispositivo dentro de un sostenedor de acrílico para proporcionar la fuerza extra mecánica requerida para sellar el canal contra el sustrato PDMS (figura 1). El bajo índice de refracción del dispositivo final se muestra claramente en una escala macroscópica (figura 2). Los bordes de un canal de este material se ven claramente en el aire (figura 2A), pero llegan a ser difíciles de diferenciar cuando sumergido en el agua (figura 2B) por el partido de cierre en Índice de refracción. Esto proporciona una comprobación rápida de las propiedades ópticas del material después de la fabricación. Un dispositivo con éxito terminado se muestra en la figura 2C, donde puede verse la MCP MY133 V2000 encapsulado por el acrílico que proporciona la fuerza adicional mecánica requerida para sellar el microchannel. Un dispositivo exitoso debe mostrar buena adherencia (libre de burbujas de aire) entre el dispositivo y el sustrato. La presencia de una burbuja de aire en el centro del canal del dispositivo indica que aire no se le permitió escapar durante la vinculación, probablemente debido a una obstrucción de los depósitos cuando el acrílico cemento conjuntos. Este dispositivo también muestra capas de cristal acrílico bien adheridas con mínima inclinación del substrato de cristal. Problemas en esta área pueden abordarse separando el adhesivo entre las capas de acrílico y cristal más uniformemente o reduciendo el grosor del dispositivo de microfluidos para evitar tensión en el soporte. Finalmente, los depósitos en los tres paneles muestran bordes claros, sin espacios de aire en los bordes. Este es otro potencial problema adherencia sustrato-dispositivo que se elimina mediante el uso de un molde de dispositivos con puertos de perfusión en.
A escala microscópica, se introducen artefactos pocos, o ningún, debido a la fase desenvolver combinando los índices de refracción de lo MCP y los medios de cultivo celular. Esto demuestra que la masa de células se puede cuantificar exacto incluso en las proximidades de las paredes del canal (figura 3). Colectivamente, estos resultados demuestran, tanto a escala macroscópica y en una escala microscópica, las ventajas de utilizar un polímero fluorado para que coincida con los índices de refracción entre el material de fabricación de la MCP para medios de cultivo celular acuosa.
Figura 1 : Flujo de trabajo de litografía blanda V2000 MY133. (A) después de llenar el molde con MY133-V2000, el menisco está comprimido usando un portaobjetos de cristal para crear un plano superficial y curado en un horno UV. Tenga en cuenta que la altura de la negativa de los embalses es comparable a la altura del molde para crear reservorios profundos de 3 mm de diámetro. (B) después de cortar el acrílico, la capa de acrílico inferior se pega a un cubreobjetos de vidrio antes de spin-coating con PDMS. La parte superior dos capas de acrílico son laminadas utilizando cemento acrílico. (C) el curado MY133-V2000 dispositivo (lado canal hacia arriba) y el cubreobjetos son superficie-tratada usando plasma de O2 . (D) finalmente, el dispositivo es montado por adherirse a los superficie tratada los lados del dispositivo y cubreobjetos juntos. La Junta PDMS se coloca en la parte superior del dispositivo de MY133-V2000 y el acrílico se coloca utilizando cemento acrílico, con los agujeros de la Junta PDMS y la capa intermedia de la alineación acrílico con los depósitos. El dispositivo montado luego se sujeta con la mano durante 2 minutos hasta que se seque el cemento acrílico. (E) una vista explotada del dispositivo muestra cómo se ensambla el aparato. Funa dibujo muestra la sección transversal a través de los microcanales del dispositivo terminado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Imágenes de dispositivos MY133-V2000 completados. (A) los bordes del dispositivo MY133-V2000 son claramente visibles en el aire. (B) cuando se sumergió en el agua, los bordes del mismo aparato MY133-V2000 desaparecen por el igualado en los índices de refracción. (C) esta fotografía muestra un dispositivo terminado con un soporte de acrílico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Masa celular puede ser cuantificada exactamente cerca de estructuras de microchannel. Mediciones de la masa celular de células MCF7 recién sembradas el microchannel MY133 V2000 no muestran artefactos debido a la envoltura de fase cerca (A y B) la pared o (C) el centro del canal. Estos artefactos se evitan en el canal de MY133-V2000 debido a los índices de refracción estrechamente emparejados del canal material y los medios de cultivo celular. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
MY133-V2000 puede utilizarse como alternativa a los materiales de fabricación tradicional litografía blanda como PDMS. Trabajo previo ha demostrado que los materiales con un alto índice de refracción, como PDMS, introducen artefactos importantes cerca de las paredes del canal debido a los índices de refracción une mal entre el material de fabricación y la solución acuosa dentro del canal 13. MY133-V2000 permite emparejar el índice de refracción del dispositivo de microfluidos para las soluciones acuosas de uso general en aplicaciones biomédicas. Esto reduce artefactos de imagen cuando se combinan microfluidos con técnicas de microscopía avanzada, proporcionando una ventaja distinta sobre microfluidos tradicional materiales de fabricación. La reducción de artefactos microfluídicos canales posible por este sistema permite fluorescencia y microscopía de fase cuantitativa (figura 3) las señales a cuantificarse más exacto incluso en proximidad cercana a microchannel estructuras13.
Como un polímero fluorado, MY133-V2000 exhibe típicamente baja adherencia entre la estructura del canal y otros materiales, así introduciendo una limitación importante en comparación a los materiales de fabricación tradicional. Para superar este reto, se utilizan ambos tratamiento químico superficial (O2 de plasma) además de la compresión mecánica creada por exprimir el dispositivo y la Junta PDMS entre el substrato y un pedazo de acrílico. El módulo elástico más bajo de PDMS (frente a MY133-V2000) es fundamental para transferir fuerza mecánica en el acrílico a la MY133-V2000, porque es lo suficientemente deformable para ser comprimido, lo que le permite mantener el microcanal en lugar mientras que al mismo tiempo mantenerlo sellado contra el sustrato.
Se encuentran dos puntos importantes de la falta cuando fabricación de microcanales utilizando este método y debe ser conocido cuando solución de problemas. Se trata de fugas del depósito debido a la excesiva escoria y salida desde el centro del canal donde la fuerza de compresión mecánica es mínimo. Incluso una pequeña cantidad de escoria de perforar los agujeros para los embalses impidió que el embalse de adherirse al sustrato adecuadamente. Para evitar fugas del embalse, la negativa de microchannel contiene pequeños pilares, 3 mm de diámetro, que son similares en altura como el molde, para que los embalses se pueden efectuar como parte de la MCP sin tener que utilizar una herramienta para perforar los agujeros para los embalses. Perforando agujeros para embalses tras curar crea escoria que debe ser lavada sin dañar el canal (figura 1A). Esto es difícil de lograr en la práctica. Para prevenir fugas del centro del canal, fue crítico no para cubrir los reservorios durante el montaje para permitir que el aire escape de debajo del dispositivo. Si los depósitos están obstruidos cuando pegar el dispositivo, aire debajo del dispositivo es incapaz de escapar, creando un espacio para el líquido a filtrar fuera del canal.
Este protocolo, por lo tanto, presenta un método para mejorar la adherencia a través de tratamiento superficial y montaje el dispositivo en un soporte acrílico, mitigar los efectos negativos de la fluoración en las propiedades adhesivas del polímero. Los dispositivos se lleno de líquido y se incubaron durante 24 h, demostrando que el dispositivo sigue siendo funcional para la duración de un experimento típico de proyección de imagen. MY133-V2000, como material de fabricación de un dispositivo de microfluidos, puede combinarse con QPM para medir biomasa celular. Previamente, se ha demostrado QPM para medir el crecimiento de células vivas con una mayor precisión de los enfoques convencionales17. Uso de QPM, una respuesta de células vivas de drogas puede medirse con resolución sola celda11,18,19. Cuando se combina con MY133-V2000, células pueden cultivarse en el canal para por lo menos 1 d, lo que permite el crecimiento de las células para determinar con precisión. Combinando las ventajas de la microfluídica y QPM permite la medición del crecimiento y respuestas de drogas de las células bajo condiciones controladas en vivo.
Futuras aplicaciones de esta técnica implican incorporar microfluidos más avanzados y experimentos de microscopía cuantitativa. La elasticidad de la MY133-V200013 es compatible con técnicas de microfluídica avanzada como válvulas neumáticas, además que permite la fabricación de geometrías complejas y diseños experimentales. Los resultados presentados aquí demuestran el uso de este material para hacer mediciones cuantitativas usando QPM. MY133-V2000 también debe ser compatible con otras técnicas de microscopía cuantitativa, como la microscopia Frster de resonancia energética transferencia o fluorescencia de por vida. Este enfoque también permite el dispositivo a ser montado en y sellado contra un sustrato PDMS, permitiendo diseños experimentales avanzados tales como encapsulación de fluoróforos en el sustrato. En general, MY133-V2000 reduce artefactos al hacer mediciones cuantitativas en soluciones acuosas en microcanales, haciéndolo un material ideal para la fabricación de microfluidos canales para realizar medidas biomédicas de alta precisión.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por la Universidad de Utah, el Vicerrectorado de investigación, así como por los fondos junto con grant CA042014 P30 otorgado al Instituto de cáncer Huntsman y CRR al programa en el Instituto de cáncer Huntsman.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MY133-V2000 | MY Polymers | MY133-V2000 | |
| Sylgard 184 | Ellsworth Adhesives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | |
| Fisher Premium microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-4 | |
| .118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44290 | |
| .060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44200 | |
| SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement | United States Plastic Corp | 45735 | |
| Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) | VWR | 89107-726 | |
| Kim Wipes | Fisher Scientific | 06-666 | |
| Insta-Cure+ Super Glue | Bob Smith Industries | BSI-109 | |
| 1/8" PVC tubing | McMaster Carr | 5231K55 | |
| McCormick Food Coloring | Target | 13353207 | |
| X-Acto #1 Precision Knife | X-Acto | X3201 | |
| X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade | X-Acto | X218 | |
| VWR Razor Blades | VWR | 55411-055 | |
| Surface Treated Cell Culture Dishes | Fisher Scientific | FBO12922 | |
| Fibronectin Human Plasma | Sigma-Aldritch | F0895-1MG | |
| Trypsin-EDTA 10x | Fisher Scientific | 15-400-054 | |
| Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | MT21030CM | |
| Gibco Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-148 | |
| HyClone Nonessential Amino Acids 100x | Fisher Scientific | SH3023801 | |
| Fetal Bovine Serum | Omega Scientific | FB-12 | |
| Corning DMEM with L-glutamine and glucose | Fisher Scientific | MT10013CV | |
| Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma-Aldritch | 448931 | Reacts violently with water |
| Ethanol, 200 proof Decon Labs | Fisher Scientific | 04-355-223 | |
| Acetone | Fisher Scientific | A18P-4 | |
| Bel-Art 42025 Plastic Dessicator | Cole-Parmer | EW-06514-30 | |
| Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W | Epilog Laser | Epilog Fusion M2 32 Laser | |
| Isotemp Stirring Hotplate | Fisher Scientific | SP88850200 | |
| Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter | Ateco | 14111 | |
| Pyrex Glass Cell Culture Dish | Fisher Scientific | 08-747B | |
| Radio Frequency Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-32G | Used with Oxygen gas |
| Black Hole Laboratories Digivac | Black Hole Laboratories | Model 215 | |
| Intelli-Ray Ultraviolet Oven | Uvitron | UVO338 | |
| Compact Spin Coater | MTI Corporation | VTC-100A | |
| Fisher Brand Isotemp Oven | Fisher Scientific | 15-103-0510 | Forced Air Convection |
| Gilson Positive Displacement Pipette P1000 | Fisher Scientific | FD10006G | |
| HeraCell VIOS 160i | Fisher Scientific | 13 998 212PM |
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