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Engineering

Fabrication de dispositifs de réfraction-index-assortie de microfluidique biomédicale

doi: 10.3791/58296 Published: September 10, 2018

Summary

Ce protocole décrit la fabrication des dispositifs microfluidiques de MY133-V2000 pour éliminer les artefacts qui se posent souvent en microcanaux en raison des indices de réfraction incompatible entre les structures de microcanaux et une solution aqueuse. Ce protocole utilise un support acrylique pour compresser l’appareil encapsulé, améliorant l’adhérence chimiquement et mécaniquement.

Abstract

L’utilisation de dispositifs microfluidiques a émergé comme un outil déterminant pour des applications biomédicales. Lorsqu’il est combiné avec des techniques de microscopie moderne, ces dispositifs peuvent être implémentées dans le cadre d’une plate-forme robuste capable de prendre des mesures complémentaires simultanées. Le défi principal créé par la combinaison de ces deux techniques est la disparité dans l’indice de réfraction entre les matériaux utilisés traditionnellement pour fabriquer des dispositifs microfluidiques et les solutions aqueuses généralement utilisées en biomédecine. Ce décalage peut créer des artéfacts optiques près des bords de canal ou le périphérique. Une solution consiste à réduire l’indice de réfraction du matériau utilisé pour fabriquer le dispositif à l’aide d’un polymère fluoré tels que MY133-V2000, dont l’indice de réfraction est similaire à celle de l’eau (n = 1,33). Ici, la construction d’un dispositif microfluidique fabriqué à partir de MY133-V2000 en utilisant des techniques de lithographie douce est démontrée, à l’aide de plasma2 O en conjonction avec un support acrylique pour augmenter l’adhérence entre le dispositif de MY133-V2000 fabriqué et la substrat de polydiméthylsiloxane (PDMS). L’appareil est ensuite testé en incubant il rempli de milieux de culture cellulaire pendant 24 heures afin de démontrer la capacité de l’appareil pour maintenir des conditions de culture cellulaire au cours d’une expérience d’imagerie typique. Enfin, la microscopie quantitative phase (QPM) est utilisée pour mesurer la distribution de masse dans les cellules vivantes adhérentes dans le microcanaux. De cette façon, la précision accrue, activée par la fabrication du dispositif d’un polymère de faible indice de réfraction tels que MY133-V2000 en remplacement de matériaux traditionnels Lithographie douce comme le PDMS, est démontrée. Dans l’ensemble, cette approche de fabrication des dispositifs microfluidiques peut être facilement intégrée dans les workflows existants de lithographie douce afin de réduire les artefacts optiques et augmenter la précision de mesure.

Introduction

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Le développement d’une technologie microfluidique a permis un large éventail de nouvelles techniques biomédicales qui s’appuient sur la physique unique de flux à l’échelle microscopique1,2. Cela inclut les techniques diagnostiques construites sur des plateformes microfluidiques qui quantifient les biomarqueurs cliniquement pertinents, y compris la cellule rigidité3marqueurs de surface4et5de la croissance. En manipulant les cellules individuelles, Dispositifs microfluidiques permet également de mesurer l’hétérogénéité biomarqueur, par exemple comme un indicateur de malignité6. La possibilité de combiner des applications microfluidic microscopie a augmenté davantage l’utilité de ces plateformes en permettant à des appareils qui mesurent différents biomarqueurs simultanément7.

QPM est une technique de microscopie qui mesure le décalage de phase comme lumière traverse et interagit avec la matière à l’intérieur des échantillons transparents. La masse de cellules individuelles peut être calculée à partir des mesures QPM, en utilisant la relation connue entre l’indice de réfraction et la densité de biomasse8,9. Travaux antérieurs ont montré que QPM est capable de mesurer des paramètres cliniquement pertinents tels que la cellule croissance10,11 et cellule propriétés mécaniques par trouble force12. Lorsqu’il est combiné avec la microfluidique, QPM est potentiellement utilisable pour mesurer le comportement de cellules dans un milieu hautement contrôlé en vitro. L’un des principaux défis alliant QPM microfluidique est l’indice de réfraction élevé de la plupart des polymères utilisés pour construire la microfluidique canaux via Lithographie douce13.

Un défi important pour la combinaison de microfluidique avec diverses techniques de microscopie est le décalage entre l’indice de réfraction du matériau périphérique par rapport à l’indice de réfraction de l’eau14,15. Une méthode pour remédier à cette passe par l’utilisation d’un polymère de faible indice de réfraction tels que CYTOP16 ou MY133-V200013. Ce dernier est un fluorés ultraviolet (UV)-polymère acrylate DURCISSABLE qui a un indice de réfraction similaire à l’eau (n = 1,33) et qui est compatible avec des techniques de lithographie douce, permettant une intégration en douceur en microfluidique établie beaucoup processus de fabrication de dispositif. Ceci rend MY133-V2000 non seulement destinée à la fabrication de dispositifs microfluidiques, mais aussi lui permet d’être facilement combinés avec QPM et autres méthodes de microscopie, pour mesurer le comportement de cellules aussi bien dans la colonie et sur une échelle de cellule unique. MY133-V2000 élimine les artefacts en raison de la phase de déballage en produisant peu ou pas, décalage de phase comme lumière traverse l’interface eau-MY133.

Bien qu’éliminer les différences d’indice de réfraction, un des principaux défis associés avec les dispositifs fabriqués à partir de polymères fluorés, tels que MY133-V2000, sont la faible adhésion à d’autres matériaux comme le verre ou PDMS. Le présent travail montre la fabrication d’un dispositif de microfluidique de MY133-V2000 utilisant Lithographie douce. À l’aide de plasma2 O pour traiter la surface de la chaîne et le PDMS substrat combiné avec un support acrylique fabriqués sur mesure garantit que l’appareil respecte au substrat, créant un canal scellé. Cet appareil est adapté pour la culture cellulaire et QPM pour mesurer la masse des cellules dans le canal, qui a des applications importantes pour mesurer la croissance de cellules vivantes et le transport intracellulaire de biomasse cellulaire, qui ont tous deux la pertinence clinique de diagnostic médecine et découverte de médicaments.

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Protocol

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1. fabrication du polydiméthylsiloxane négatif

  1. Préparation du polydiméthylsiloxane
    1. Mesure 18 g d’élastomère de silicone PDMS et 1,8 g de réactif au durcissement. Versez le durcissement réactif dans un bateau mesure contenant l’élastomère.
    2. Mélanger l’élastomère et le réactif de polymérisation vigoureusement pendant 1 min et mettre le mélange dans une chambre à vide pendant 30 min.
    3. Retirer les PDMS de l’aspirateur, versez 15 g sur le négatif à l’aide d’un emporte-pièce (rayon = 3,8 cm) pour éviter le PDMS en cours d’exécution sur le côté et couvrir le reste du mélange PDMS.
    4. Mettre le moule contenant le PDMS dans la chambre à vide pendant 10 min.
    5. Enlever le moule contenant les PDMS de la chambre à vide, placez-le sur une plaque de cuisson a 150 ° C pendant 60 min à guérir et le couvrir avec du papier aluminium.
    6. Verser le PDMS restant sur un verre inversé Pétri (10 cm de diamètre), en utilisant un autre emporte-pièce comme un moule, pour créer un bloc de PDMS. Mettre cela dans la chambre à vide jusqu'à ce que le négatif PDMS est complètement guéri.
    7. Transférer la boîte de Pétri avec le PDMS de l’aspirateur à la plaque de cuisson préchauffée à guérir à 150 ° C pendant 60 min.
  2. Traitement de surface de plasma de polydiméthylsiloxane
    1. Insérer une lame de rasoir sous le PDMS et l’emporte-pièce pour retirer délicatement les PDMS de négatif.
    2. Utiliser un couteau pointu passe-temps pour découper le négatif de la plus grande pièce du PDMS ; elle doit être coupée avec suffisamment d’espace mémoire tampon pour fixer une autre pièce du PDMS dessus sans entraver le négatif.
    3. Insérer une lame de rasoir sous le PDMS durci avec le négatif pour retirer délicatement les PDMS de la boîte de Pétri.
    4. Utiliser un couteau hobby pour découper un morceau de PDMS du pad c’est la même taille que le morceau coupé pour la négative. Ensuite, couper un rectangle de la nouvelle pièce de PDMS avec assez de pièce pour s’adapter autour des microcanaux lorsqu’il est posé sur le négatif.
    5. Placez les deux pièces du PDMS (le négatif et le rectangle) sur un substrat plat (par exemple une lame de verre, quartz, polystyrène ou autre matériau) et insérez-les dans un plasma de radiofréquence (RF) nettoyant. Fermer la porte et sceller la chambre en évacuant l’air à l’aide d’une pompe à vide. Injecter l’air jusqu'à une pression de 400 mTorr à l’aide d’un contrôleur numérique de pression sous vide.
      Remarque : Si le substrat utilisé pour le nettoyage de plasma n'a pas été utilisé dans le plasma nettoyant, mettez-la dans le plasma nettoyant par elle-même pour 60 avant de s pour traiter le négatif, afin d’éviter que la couche de base acrylique d’adhérer au substrat.
    6. Activer le paramètre RF à haute, et un plasma air rose doit apparaître dans la fenêtre d’affichage. Plasma-traiter les deux morceaux de PDMS pendant 30 s, puis désactiver le paramètre de RF. Laisser l’air entrer lentement la chambre afin d’empêcher un flux d’air turbulent de dérangeant le contenu de la chambre.
    7. Retirez le PDMS du plasma nettoyant et posez-le sur une table de travail. Puis, soigneusement inverser le rectangle PDMS sur le négatif et l’enfoncer avec une paire de pinces. Laisser reposer pendant 10 min permettre les deux morceaux de PDMS d’adhérer les uns aux autres.
  3. Traitement de surface FLUOROSILANE de la polydiméthylsiloxane négatif
    1. Utiliser un compte-gouttes pour mettre 2 gouttes de trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluoro-octyl) silane (PFOTS) dans un petit peser le bateau et l’insérer dans une chambre sous vide du verre.
    2. Inverser le PDMS sur un morceau de papier d’aluminium (de sorte que le négatif de microcanaux fait face vers le haut) et mettez-la dans la chambre sous vide du verre. Puis, évacuer la chambre en continu pendant 24 h.

2. fabrication de la MY133 Microchannel

  1. Formant la structure de microcanaux MY133-V2000
    1. Remplissez le PDMS négative de 400 µL de MY133-V2000.
      Remarque : Le négatif doit être légèrement a fait déborder.
    2. Placer le PDMS rempli MY133-V2000 négatif dans la chambre à vide pendant 2 h enlever les bulles.
    3. Retirer MY133-V2000 de l’aspirateur et appuyez lentement sur une lame de verre sur le dessus du peu trop négatif pour créer une surface plane de MY133-V2000 et pour empêcher l’oxygène d’inhiber la polymérisation.
      NOTE : PDMS, à la surface du canal, partiellement inhibe la polymérisation, permettant la liaison dans les stades avancés. La lame de verre a une transparence légèrement réduite des UV (35 %) par rapport au quartz, ce qui contribue à prévenir tout jaunissement du dispositif durci.
    4. Insérez MY133-V2000 dans un four UV W 400, puis affectez-lui le rayonnement UV 50 % de l’intensité maximale de 300 s pour guérir le microcanaux MY133-V2000.
      Remarque : La longueur d’onde du pic utilisé pour guérir l’appareil est environ 375 nm avec une bande passante d’environ 25 nm. Environ 4 500 mJ/cm2 de puissance a été utilisée pour guérir le microcanaux, qui est un peu plus que doubler le minimum puissance recommandée par le fabricant de polymérisation.
  2. Construire le support acrylique
    1. Dessiner la couche de base acrylique à l’aide d’un logiciel de dessin vectoriel. Assurez-vous que la couche de base est un rectangle qui est de 1,5 mm d’épaisseur, 75 mm de long et 25 mm de large, avec un rectangle centré qui mesure 25 x 11 mm.
    2. Dessiner la couche intermédiaire acrylique à l’aide d’un vecteur, logiciel de dessin. Assurez-vous que la couche intermédiaire est un rectangle (épaisseur 1,5 mm, 75 mm de long et 25 mm de large) avec un carré centré (5 x 5 mm) et deux cercles (à la fois avec un diamètre de 3 mm) séparées par 15 mm.
    3. Dessiner la couche acrylique à l’aide d’un vecteur, logiciel de dessin. Assurez-vous que la couche supérieure est un rectangle (3 mm d’épaisseur, 30 mm de long et 25 mm de large) avec un carré centré (5 x 5 mm) et deux cercles (à la fois avec un diamètre de 3 mm) séparées par 15 mm.
    4. Découper les conceptions de dispositif créées dans le logiciel de dessin vectoriel avec un coupe au laser. Utilisez l’exemple de paramètres de vitesse de puissance et 30 % de 100 %. Exécutez le programme deux fois pour s’assurer que l’acrylique est découpé.
    5. Touchez les trous dans la couche supérieure acrylique à l’aide d’un outil de 0,80 mm taraudage M5 taille.
    6. Essuyer les morceaux en acrylique avec de l’acétone pour enlever les marques résiduelles ou des brûlures.
  3. Collage de MY133-V2000 dans le support acrylique
    1. Fixez la couche de base de l’acrylique sur le substrat de verre à l’aide d’un adhésif, tels que les super colle cyanoacrylate. Placer deux petites gouttes sur les bords de l’acrylique, puis utilisez un outil disponible pour diffuser uniformément la colle. Placer le substrat de verre sur l’acrylique et laisser la colle sécher en utilisant le poids du verre pour maintenir en place.
    2. Enduire la surface du verre avec 100 µL de PDMS à l’aide d’une pipette volumétrique ; Ensuite, insérez le calque de base dans une coucheuse spin vide et définissez-la à 1 500 tr/min pendant 2 min enrober uniformément le verre avec un film PDMS environ 10 µm épais.
    3. Retirer la couche de base la coucheuse spin et soigneusement essuyer tout excès PDMS qui enduit l’acrylique avec l’acétone et papier essuie-tout. Veillez à ne pas déranger le PDMS non polymérisée.
    4. Cuire au four de la couche de base avec le PDMS dans un four à 65 ° C pendant 2 h pour guérir le PDMS.
    5. Pipette 1 mL de PDMS sur une lame de verre et, ensuite, utiliser une autre lame de verre pour répartir uniformément le PDMS jusqu'à ce qu’elle commence à suinter les côtés. Guérir cela sur une plaque de cuisson à 150 ° C pendant 10 min.
    6. Couper le PDMS durci en un rectangle avec les mêmes dimensions que le dispositif MY133-V2000 et, ensuite, à l’aide de la couche intermédiaire de l’acrylique comme un moule, percer des trous pour le réservoir et découper un carré en affichant la fenêtre dans le PDMS pour faire le joint PDMS.
    7. Placez le MY133-V2000, le côté du chenal, sur le même ou un substrat plat similaire que celui utilisé pour le traitement plasma le PDMS à l’étape 1.2.5. Placez la couche de base acrylique contenant le substrat PDMS durci aux côtés de la chaîne de MY133-V2000 dans le plasma de2 O nettoyant. Réglez la pression sous vide sur 200 mTorr et le RF niveau à haute et surface-traiter le substrat canal et verre pour 30 s.
    8. À l’aide de pinces, placer immédiatement le canal MY133-V2000 incliné dans le rectangle à découper de l’acrylique de la couche de base tels que le MY133-V2000 en contact avec le PDMS.
    9. Placer le joint PDMS sur le dessus de l’appareil MY133-V2000, en alignant les trous dans le joint avec les réservoirs de l’appareil.
    10. Placez l’appareil inachevé sur une plateforme surélevée au-dessus du banc pour fournir une surface de serrage pour l’assemblage de l’appareil.
    11. Extrait de 3 mL de ciment acrylique à l’aide d’une seringue. Distribuer suffisamment ciment acrylique sur le dessus de la couche de base pour fournir une couche mince. Faire le manteau comme même que possible et ne pas laisser le matériel puisser dans le canal.
    12. Placer l’éprouvette acrylique de couche intermédiaire sur le dessus de l’acrylique de la couche de base. Assurez-vous que les trous s’alignent les réservoirs du canal MY133-V2000.
    13. Utiliser 3 petites pinces pour tenir la couche de base et milieu couche ensemble aussi serré que possible pendant 2 min alors que le ciment acrylique durcit, pour coller les pièces ensemble en acrylique. S’assurer que les réservoirs ne sont pas obstrués pendant cette étape pour éviter que l’air soit emprisonné sous le dispositif MY133-V2000.
    14. Retirez la pression de l’appareil et placer le ciment acrylique sur la couche intermédiaire aux endroits de contact prévu avec la couche supérieure de l’acrylique.
    15. Placez la couche supérieure de l’acrylique sur le morceau de couche intermédiaire de l’acrylique, en veillant à ce que les trous soient alignés avec les réservoirs et laissez-le reste sur le banc pendant 2 min pendant que le ciment acrylique sèche.

3. essais et l’utilisation de l’appareil MY133-V2000

  1. Test de fuite
    1. Tester le dispositif MY133-V2000 en ajoutant 10 µL de colorant alimentaire ou de l’eau déionisée dans un des trous de réservoir pour tester l’adhérence et le débit.
    2. Insérer un tube (d’un diamètre extérieur 1/8 po) dans le réservoir et branchez l’autre extrémité à un piège sous vide. Tournez le vide à tirer la teinture ou l’eau à travers le canal pour s’assurer qu’un dispositif réussi est créé.
    3. Vérifier au microscope pour vérifier qu’il n’y a pas de fuites dans le canal ou le réservoir, remplir le réservoir avec de l’éthanol et permettre à l’éthanol siéger à la température ambiante pendant 10 min. Ensuite, tirez sur l’éthanol en utilisant le vide, pour nettoyer la teinture ou l’eau du chenal.
    4. Le canal de pulvérisation avec de l’éthanol et mettez-la dans un récipient stérile de polystyrène. Envelopper hermétiquement avec parafilm et stockez-la dans un environnement stérile jusqu'à ce que nécessaire.
      Remarque : À ce stade, l’appareil doit être manipulé aseptiquement afin d’éviter toute contamination. Lorsque vous êtes prêt à utiliser l’appareil, l’extérieur du conteneur doit être stérilisé à l’éthanol et présentée dans une coffret avant d’ouvrir le conteneur de biosécurité.
  2. Cellules MCF7 bordé dans le dispositif MY133-V2000
    1. La croissance de cellules MCF7 sur des plats de Pétri de 10 cm dans un média complet consistant indispensable milieu minimum de Dulbecco (DMEM), additionné de sérum de veau fœtal 10 %, la pénicilline-streptomycine, glutamine et acides aminés non essentiels, dans un incubateur de culture cellulaire qui maintient une atmosphère humide contenant 5 % de CO2 et 20 % O2 à une température de 37 ° C. Atteindre les cellules avant de les semer dans le microcanaux environ 80 % de confluence.
    2. Tout d’abord, vaporiser le polystyrène plat contenant le microcanaux avec l’éthanol à 70 %. Ensuite, aligner sur la biosécurité armoire avant de retirer le parafilm protéger le canal de l’environnement ambiant de laboratoire.
    3. Immobiliser fibronectine dérivés du plasma-homme sur la surface de microcanaux en diluant il dans une solution saline de Dulbecco tamponnée au phosphate (SPD) à 10 µg/mL. Ensuite, injecter 20 µL de cette solution dans le canal et il incuber à 20 ° C pendant 45 min.
    4. Lavez la solution de la fibronectine sorti du chenal en injectant 20 µL de milieux de culture cellulaire dans le canal et laisser incuber à 20 ° C pendant 10 min.
    5. Laver les cellules avec 10 mL de SPD et trypsinize les cellules en ajoutant 1 mL de trypsine 1 x. Incuber les cellules à 37 ° C pendant 7 min. neutraliser la trypsine avec 9 mL de médias complet.
    6. Injecter 20 µL de cellules dans le canal et les incuber à 37 ° C pendant 45 à 120 min permettre la fixation au substrat avant l’imagerie.

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Representative Results

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Ce protocole décrit la fabrication de MY133-V2000, un polymère fluoré avec un faible indice de réfraction correspondant à celle de l’eau. Un élément clé de ce protocole est de savoir comment surmonter le manque d’adhérence qui est caractéristique des polymères fluorés à l’aide de plasma d’oxygène et de fabrication du dispositif dans un support acrylique pour fournir la force mécanique supplémentaire nécessaire pour assurer l’étanchéité du canal contre le substrat PDMS (Figure 1). Le faible indice de réfraction de l’appareil final est clairement montré à l’échelle macroscopique (Figure 2). Les bords d’un canal de ce matériau sont bien visibles dans l’air (Figure 2A), mais deviennent difficiles à distinguer lorsqu’immergé dans l’eau (Figure 2B) en raison de la correspondance étroite dans l’indice de réfraction. Ceci fournit une vérification rapide des propriétés optiques du matériau après leur fabrication. Un dispositif complété avec succès est illustré à la Figure 2C, où l'on voit la MY133-V2000 microchannel encapsulé par l’acrylique qui fournit la force supplémentaire mécanique nécessaire pour sceller le microcanaux. Un dispositif efficace devrait montrer bonne adhérence (exempt de bulles d’air) entre l’appareil et le substrat. La présence d’une bulle d’air au centre du chenal de périphérique indique qu’air n’était pas autorisé à s’échapper pendant le collage, probablement en raison d’une obstruction des réservoirs lorsque l’acrylique ciment ensembles. Ce dispositif montre aussi bien collés acrylique/verre couches avec minimal s’inclinant le substrat de verre. Problèmes dans ce domaine peuvent être traités en soit étaler l’adhésif entre les couches de verre et acrylique plus uniformément ou en réduisant l’épaisseur du dispositif microfluidique à prévenir le stress sur le support. Enfin, les réservoirs à tous les trois panneaux présentent des bords clairs, sans laisser d’espace aérien sur les bords. Il s’agit d’un autre domaine de problème potentiel d’adhérence périphérique-substrat qui est éliminée par l’utilisation d’un moule de l’appareil avec les ports de perfusion construits en.

À l’échelle microscopique, peu, voire aucune, des artefacts sont introduites en raison de la phase de déballage en faisant correspondre les indices de réfraction de la microchannel et les milieux de culture cellulaire. Cela démontre que la masse des cellules peut être quantifiée précisément même dans les environs des parois du canal (Figure 3). Collectivement, ces résultats montrent, sur les deux échelle macroscopique et à une échelle microscopique, les avantages de l’utilisation d’un polymère fluoré pour apparier l’indices de réfraction entre le matériau de fabrication de la microchannel aux milieux de culture cellulaire aqueux.

Figure 1
Figure 1 : Flux de travail MY133-V2000 Lithographie douce. (A) après avoir rempli le moule avec MY133-V2000, le ménisque est compressé à l’aide d’une lame de verre pour créer un plat surface et séché dans un four UV. Notez que la hauteur du négatif des réservoirs est comparable à la hauteur du moule pour créer des réservoirs profonds de 3 mm de diamètre. (B) après avoir coupé l’acrylique, la couche acrylique fond est collée à une lamelle de verre avant enduction centrifuge avec PDMS. Les premiers deux couches d’acrylique sont laminées ensemble à l’aide de ciment acrylique. (C), le MY133-V2000 durci périphérique (côté canal vers le haut) et la lamelle sont traité en surface à l’aide de plasma2 O. (D) Enfin, l’appareil est assemblé en respectant les côtés traité en surface de l’appareil et la lamelle ensemble. Le joint PDMS est ensuite placé sur le dessus de l’appareil MY133-V2000 et l’acrylique est attaché à l’aide de ciment acrylique, avec les trous du joint PDMS et la couche intermédiaire de l’acrylique alignant avec les réservoirs. L’appareil assemblé est ensuite serré à la main pendant 2 min jusqu'à ce que le ciment acrylique sèche. (E), une vue éclatée de l’appareil montre comment l’appareil est assemblé. Fun dessin montre la coupe transversale à travers le microcanaux d’instrument fini. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Images des dispositifs remplis de MY133-V2000. (A) les bords de l’appareil MY133-V2000 sont nettement visibles dans l’air. (B) lorsqu’il est submergé dans l’eau, les bords de l’appareil MY133-V2000 même disparaissent à cause de la correspondance étroite dans les indices de réfraction. (C), cette photographie montre un instrument fini avec un support acrylique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Masse de cellules peut être quantifiée précisément près de structures de microcanaux. Mesures de la masse cellulaire des cellules MCF7 fraîchement ensemencées le microcanaux MY133-V2000 montrent sans artefacts en raison de l’emballage de phase près (A et B), le mur ou (C), le centre du chenal. Ces artefacts sont évités dans le canal MY133-V2000 en raison des étroitement assortis des indices de réfraction de la matière de canal et les milieux de culture cellulaire. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

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MY133-V2000 peut être utilisé comme une alternative aux matériaux de fabrication de la lithographie douce traditionnelle comme le PDMS. Travaux antérieurs ont démontré que les matériaux ayant un indice de réfraction élevé, comme le PDMS, introduisent artefacts importants près des murs du canal en raison de l’indices de réfraction incompatible entre le matériau de fabrication et de la solution aqueuse à l’intérieur du canal 13. MY133-V2000 permet correspondant à l’indice de réfraction du dispositif microfluidique pour les solutions aqueuses, couramment utilisé dans des applications biomédicales. Cela réduit les artefacts d’imagerie en microfluidique avec des techniques de microscopie avancée, fournissant un net avantage sur microfluidique traditionnel des matériaux de fabrication. La réduction des artefacts dans les canaux microfluidiques rendues possibles par ce système permet de fluorescence et microscopie quantitative phase (Figure 3) des signaux à quantifier plus précisément, même à proximité de microcanaux structures13.

Comme un polymère fluoré, MY133-V2000 expose généralement faible adhérence entre la structure de canaux et d’autres matériaux, introduisant ainsi une limitation majeure par rapport aux matériaux traditionnels de fabrication. Pour relever ce défi, les deux traitement chimique de surface (plasma de2 O) en plus de la compression mécanique créée en appuyant sur le périphérique et le joint PDMS entre le substrat et une pièce d’acrylique sont utilisés. Le module d’élasticité plus faible du PDMS (contre MY133-V2000) est essentiel à transférer de force mécanique de l’acrylique à l’appareil MY133-V2000, parce qu’il est suffisamment déformable pour être compressé, ce qui lui permet de tenir le microcanaux en place tout en en gardant ce scellé contre le substrat.

Deux points importants de panne peuvent être rencontrés lorsque microcanaux en utilisant cette méthode de fabrication et devrait être noté quand dépannage. Il s’agit de fuites provenant du réservoir en raison de l’excès scories et fuite provenant du centre du chenal où la force de compression mécanique est au minimum. Même une petite quantité de scories de percer des trous pour les réservoirs ont empêché le réservoir d’adhérer au substrat correctement. Pour empêcher les fuites du réservoir, le négatif de microcanaux contient des petits piliers, 3 mm de diamètre, qui sont semblables en hauteur que le moule, afin que les réservoirs peuvent être castés dans le cadre de la microchannel sans devoir utiliser un outil pour percer des trous pour les réservoirs. Percer des trous pour les réservoirs après que polymérisation crée des scories qui doit être enlevé sans endommager le canal (Figure 1A). C’est difficile à réaliser dans la pratique. Pour empêcher les fuites du centre du chenal, il critiquait ne pas pour couvrir les réservoirs lors du montage afin que l’air puisse s’échapper de dessous du dispositif. Si les réservoirs sont bouchées lors du collage de l’appareil ensemble, air au-dessous du dispositif est incapable de s’échapper, créant un espace pour le liquide de s’infiltrer sur le canal.

Le présent protocole, par conséquent, présente une méthode pour améliorer l’adhésion par le biais de traitements de surface et de monter l’appareil sur un support acrylique, atténuer les effets négatifs de la fluoration sur les propriétés adhésives du polymère. Les appareils ont été remplies de liquide et incubés pendant 24 h, ce qui démontre que l’appareil reste fonctionnel pendant la durée d’une expérience d’imagerie typique. MY133-V2000, comme matériau de fabrication pour un dispositif microfluidique, combinable avec QPM pour mesurer la biomasse cellulaire. Auparavant, on a démontré QPM pour mesurer la croissance des cellules vivantes présentant une plus grande précision que les approches traditionnelles de17. À l’aide de QPM, une réaction aux médicaments de cellules vivantes peut être mesurée avec la cellule unique résolution11,18,19. Lorsqu’il est combiné avec MY133-V2000, les cellules peuvent être cultivées dans le canal pendant au moins 1 d, ce qui permet la croissance des cellules à être déterminée avec précision. Combinant les avantages de la microfluidique et QPM permet la mesure de la croissance et des réponses de drogues des cellules dans des conditions contrôlées en direct.

Futures applications de cette technique impliquent incorporant à la microfluidique plus avancé et des expériences de microscopie quantitative. L’élasticité de la MY133-V200013 est compatible avec la microfluidique avancées techniques comme les soupapes pneumatiques, outre permettant la fabrication de géométries complexes et expérimentaux. Les résultats présentés ici montrent l’utilisation de ce matériel pour faire des mesures quantitatives, à l’aide de QPM. MY133-V2000 devrait aussi être compatible avec d’autres techniques telles que la Frster résonance énergétique transfert ou fluorescence lifetime microscopie la microscopie quantitative. Cette approche permet aussi de l’appareil pour être monté sur et scellée contre un substrat PDMS, permettant des conceptions expérimentales avancées telles que l’encapsulation des fluorophores dans le substrat. Dans l’ensemble, MY133-V2000 réduit les artefacts lors de mesures quantitatives dans des solutions aqueuses en microcanaux, ce qui en fait un matériau idéal pour la fabrication des canaux microfluidiques biomédicale mesures de haute précision.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par l’Université de l’Utah, Bureau du vice-président pour la recherche, ainsi que par des fonds en collaboration avec grant P30 CA042014, attribué à l’Institut de Cancer de Huntsman et au programme à l’Institut de Cancer de Huntsman CRR.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
MY133-V2000 MY Polymers MY133-V2000
Sylgard 184 Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Fisher Premium microscope slides Fisher Scientific 12-544-4
.118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet United States Plastic Corp 44290
.060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet United States Plastic Corp 44200
SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement United States Plastic Corp 45735
Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) VWR 89107-726
Kim Wipes Fisher Scientific 06-666
Insta-Cure+ Super Glue Bob Smith Industries BSI-109
1/8" PVC tubing McMaster Carr 5231K55
McCormick Food Coloring Target 13353207
X-Acto #1 Precision Knife X-Acto X3201
X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade X-Acto X218
VWR Razor Blades VWR 55411-055
Surface Treated Cell Culture Dishes Fisher Scientific FBO12922
Fibronectin Human Plasma Sigma-Aldritch F0895-1MG
Trypsin-EDTA 10x Fisher Scientific 15-400-054
Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Fisher Scientific MT21030CM
Gibco Penicillin-Streptomycin Fisher Scientific 15-140-148
HyClone Nonessential Amino Acids 100x Fisher Scientific SH3023801
Fetal Bovine Serum Omega Scientific FB-12
Corning DMEM with L-glutamine and glucose Fisher Scientific MT10013CV
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane Sigma-Aldritch 448931 Reacts violently with water
Ethanol, 200 proof Decon Labs Fisher Scientific 04-355-223
Acetone Fisher Scientific A18P-4
Bel-Art 42025 Plastic Dessicator Cole-Parmer EW-06514-30
Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W Epilog Laser Epilog Fusion M2 32 Laser
Isotemp Stirring Hotplate Fisher Scientific SP88850200
Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter Ateco 14111
Pyrex Glass Cell Culture Dish Fisher Scientific 08-747B
Radio Frequency Plasma Cleaner Harrick Plasma PDC-32G Used with Oxygen gas
Black Hole Laboratories Digivac Black Hole Laboratories Model 215
Intelli-Ray Ultraviolet Oven Uvitron UVO338
Compact Spin Coater MTI Corporation VTC-100A
Fisher Brand Isotemp Oven Fisher Scientific 15-103-0510 Forced Air Convection
Gilson Positive Displacement Pipette P1000 Fisher Scientific FD10006G
HeraCell VIOS 160i Fisher Scientific 13 998 212PM

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Fabrication de dispositifs de réfraction-index-assortie de microfluidique biomédicale
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Polanco, E. R., Western, N., Zangle, T. A. Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics. J. Vis. Exp. (139), e58296, doi:10.3791/58296 (2018).More

Polanco, E. R., Western, N., Zangle, T. A. Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics. J. Vis. Exp. (139), e58296, doi:10.3791/58296 (2018).

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