Summary
Este protocolo descreve a fabricação de dispositivos microfluídicos de MY133-V2000 eliminar artefatos que surgem frequentemente em microcanais devido os índices de refracção incompatível entre estruturas microchannel e uma solução aquosa. Este protocolo utiliza um suporte de acrílico para comprimir o dispositivo encapsulado, melhorando a adesão tanto quimicamente e mecanicamente.
Abstract
O uso de dispositivos microfluídicos tem emergido como um instrumento decisivo para aplicações biomédicas. Quando combinado com técnicas de microscopia modernas, estes dispositivos podem ser implementados como parte de uma plataforma robusta e capaz de fazer medições complementares simultâneas. O principal desafio criado pela combinação destas duas técnicas é a incompatibilidade no índice de refração entre os materiais tradicionalmente usados para fazer dispositivos microfluídicos e as soluções aquosas, normalmente usadas em biomedicina. Essa incompatibilidade pode criar artefatos ópticos perto das bordas do canal ou dispositivo. Uma solução é reduzir o índice de refração do material usado para fabricar o dispositivo usando um polímero fluorado, tais como MY133-V2000 cujo índice de refração é semelhante da água (n = 1,33). Aqui, a construção de um dispositivo microfluidic feito de MY133-V2000 usando técnicas de litografia macia é demonstrada, usando plasma de O2 em conjunto com um suporte de acrílico para aumentar a adesão entre o dispositivo MY133-V2000 fabricado e o substrato de polidimetilsiloxano (PDMS). O dispositivo é então testado incubando-lo preenchido com meio de cultura celular para 24 h demonstrar a capacidade do dispositivo para manter as condições de cultura celular no decurso de uma típica experiência de imagem. Finalmente, microscopia de fase quantitativa (QPM) é usada para medir a distribuição de massa no interior das células aderentes ao vivo no microchannel. Desta forma, a maior precisão, habilitado por fabricar o dispositivo a partir de um polímero de baixo índice de refração como MY133-V2000 substituem materiais tradicionais litografia macia como PDMS, é demonstrado. Globalmente, esta abordagem para fabricar dispositivos microfluídicos pode ser facilmente integrada os fluxos de trabalho existentes litografia macia para reduzir artefatos ópticos e aumentar a precisão de medição.
Introduction
O desenvolvimento da tecnologia microfluidic permitiu uma ampla gama de novas técnicas biomédicas que aproveitam a única física da escala microscópica fluxos1,2. Isso inclui as técnicas de diagnósticos construídas em plataformas microfluidic que quantificam biomarcadores clinicamente relevantes, incluindo a célula rigidez3, marcadores de superfície4e crescimento5. Manipulando células únicas, dispositivos microfluídicos também podem ser usados para medir a heterogeneidade de biomarcador, por exemplo como indicador de malignidade6. A habilidade de combinar microfluidic aplicações com microscopia aumentou ainda mais a utilidade destas plataformas, permitindo que dispositivos que medem vários biomarcadores simultaneamente7.
QPM é uma técnica de microscopia que mede a mudança de fase, como a luz atravessa e interage com a matéria dentro de amostras transparentes. A massa de células individuais pode ser calculada a partir de medições de QPM, usando a conhecida relação entre o índice de refração e a densidade de biomassa8,9. Trabalhos anteriores tem mostrado que QPM é capaz de medir parâmetros clinicamente relevantes, tais como célula crescimento10,11 e célula propriedades mecânicas através de força12de desordem. Quando combinado com microfluídica, QPM potencialmente pode ser usado para medir o comportamento da célula em um ambiente altamente controlado em vitro. Um dos principais desafios combinando QPM com microfluídica é o alto índice de refração da maioria dos polímeros utilizados para construir microfluidic canais através de litografia macia13.
Um importante desafio que se coloca a combinação de microfluídica com várias técnicas de microscopia é a incompatibilidade entre o índice de refração do material dispositivo em relação ao índice de refração da água14,15. Um método de resolver isso é através da utilização de um polímero de baixo índice de refração como CYTOP16 ou MY133-V200013. O último é um fluorados ultravioleta (UV)-polímero de acrilato curável que tem um índice de refração semelhante da água (n = 1,33) e é compatível com as técnicas de litografia macia, permitindo uma integração suave em muitos microfluidic estabelecida fluxos de trabalho fabricação de dispositivo. Isso torna o MY133-V2000 não somente apropriado para fabricação de dispositivos microfluídicos, mas também lhe permite ser facilmente combinado com QPM e outras abordagens de microscopia, para medir o comportamento da célula na colônia e em uma escala de célula única. MY133-V2000 elimina artefatos devido à fase de desembrulhar, produzindo pouco, se houver, mudança de fase como a luz passa através da interface água-MY133.
Apesar de eliminar a incompatibilidade no índice de refração, um grande desafio associado com os dispositivos fabricados a partir de polímeros fluorados, tais como MY133-V2000, é a baixa aderência a outros materiais como o vidro ou PDMS. O presente trabalho demonstra a fabricação de um dispositivo de MY133-V2000 microfluidic usando litografia macia. Usando o plasma de2 O para tratar a superfície de ambos o canal e o PDMS substrato combinado com um suporte de acrílico personalizado-fabricadas garante que o dispositivo adota o substrato, criando um canal fechado. Este dispositivo é adequado para cultura de células e QPM, para medir a massa de células no canal, que tem aplicações importantes para medir o crescimento de células vivas e o transporte intracelular de biomassa celular, ambos os quais têm relevância clínica no diagnóstico descoberta de medicamentos e drogas.
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Protocol
1. a fabricação do Polydimethylsiloxane negativo
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Preparação de polidimetilsiloxano
- Medida 18 g de elastômero de silicone PDMS e 1,8 g de reagente de cura. Despeje o reagente de curando em um barco de medição contendo o elastômero.
- Misture o elastômero e o reagente curando vigorosamente durante 1 minuto e coloque a mistura em uma câmara de vácuo por 30 min.
- Remover o PDMS do vácuo, deitar 15 g para o negativo, usando um cortador de biscoitos (raio = 3,8 cm) para impedir que o PDMS correndo do lado e cubra a restante mistura PDMS.
- Coloca o molde contendo o PDMS na câmara de vácuo por 10 min.
- Remover o molde contendo o PDMS da câmara de vácuo, coloque-o sobre uma chapa quente, situada a 150 ° C por 60 min curar e cubra com papel alumínio.
- Despeje o restante PDMS para um vidro invertido de Petri (10 cm de diâmetro), usando um cortador de biscoitos como um molde, para criar um bloco de PDMS. Ponha isto na câmara de vácuo, até o negativo PDMS é completamente curado.
- Transferi a placa de Petri com o PDMS do vácuo para o prato quente pré-aquecido para curar a 150 ° C por 60 min.
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Tratamento de superfície de plasma de polidimetilsiloxano
- Inserir uma afiada lâmina de barbear debaixo do PDMS e o cortador de biscoitos para retirar cuidadosamente o PDMS do negativo.
- Use uma faca afiada passatempo para cortar o negativo da maior parte de PDMS; Ele deve ser cortado com bastante área de buffer para anexar outro pedaço de PDMS em cima dela, sem obstruir o negativo.
- Inserir uma afiada lâmina de barbear debaixo do PDMS curado com o negativo para remover cuidadosamente o PDMS da caixa de Petri.
- Uso uma faca de passatempo para cortar um pedaço de PDMS do pad que é do mesmo tamanho que o pedaço cortada para o negativo. Em seguida, corte um retângulo do novo pedaço de PDMS com espaço suficiente para caber em torno do microchannel quando é colocado em cima do negativo.
- Coloque os dois pedaços de PDMS (o negativo e o retângulo) sobre um substrato plano (como um slide feito de vidro, quartzo, poliestireno ou outro material) e inseri-los em um plasma de radiofrequência (RF), líquido de limpeza. Feche a porta e veda a câmara por evacuar o ar usando uma bomba de vácuo. Injete o ar até uma pressão de 400 mTorr usando um controlador de pressão de vácuo digital.
Nota: Se o substrato utilizado para a limpeza de plasma não tiver sido utilizado no plasma líquido de limpeza, colocá-lo em plasma líquido de limpeza por si só para 60 antes de s para tratar o negativo, para evitar que a camada de base acrílica aderindo ao substrato. - Gire o ajuste de RF de alta, e um plasma rosa ar deve aparecer na janela de visualização. Plasma-tratar os dois pedaços de PDMS por 30 s, em seguida, desligue o ajuste de RF. Permitir que o ar lentamente, reentrar na câmara para evitar que um fluxo de ar turbulento perturbar o conteúdo da câmara.
- Remover o PDMS do plasma líquido de limpeza e coloque-o sobre uma bancada. Então, cuidadosamente, inverta o retângulo PDMS sobre o negativo e pressioná-lo com um par de pinças. Deixe descansar por 10 minutos permitir que os dois pedaços de PDMS para aderir uns aos outros.
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Fluorosilane tratamento de superfície do negativo de polidimetilsiloxano
- Usar um conta-gotas para colocar 2 gotas de silano tricloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluoro-octil) (PFOTS) em um pequeno barco de pesar e inseri-lo em uma câmara de vácuo de vidro.
- Inverter o PDMS em um pedaço de papel alumínio (de modo que o negativo microchannel voltado para cima) e colocá-lo na câmara de vácuo de vidro. Em seguida, evacue a câmara continuamente por 24 h.
2. fabricação do MY133 Microchannel
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Formando a estrutura de microchannel V2000-MY133
- Encha o PDMS negativo com 400 µ l de MY133-V2000.
Nota: O negativo deve ser ligeiramente demasiado cheio. - Coloque o PDMS MY133 V2000-cheio de negativo para a câmara de vácuo para 2h remover quaisquer bolhas.
- Remover MY133-V2000 do vácuo e pressione lentamente um slide de vidro contra o topo do negativo ligeiramente sobrecarregado para criar uma superfície plana de MY133-V2000 e impedir a inibir a polimerização de oxigênio.
Nota: PDMS, na superfície do canal, parcialmente inibem a polimerização, permitindo a ligação em etapas posteriores. A lâmina de vidro tem uma transparência UV ligeiramente reduzida (35%) em comparação com o quartzo, o que ajuda a evitar qualquer amarelamento do dispositivo curado. - Inserir um forno UV W 400 MY133-V2000 e defina a radiação UV para 50% da intensidade máxima de 300 s para curar o MY133-V2000 microchannel.
Nota: O comprimento de onda do pico usado para curar o dispositivo é de aproximadamente 375 nm, com uma largura de banda de cerca de 25 nm. Aproximadamente 4.500 mJ/cm2 do poder foi usado para curar a microchannel, que é um pouco mais do que dobro o mínimo recomendado pelo fabricante de poder de cura.
- Encha o PDMS negativo com 400 µ l de MY133-V2000.
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Construindo o suporte acrílico
- Desenhe a camada de base acrílica, usando um software de desenho vetorial. Certifique-se que a camada de base é um retângulo que é de 1,5 mm de espessura, 75 mm, comprimento e 25 mm de largura, com um retângulo centralizado que mede 25 x 11 mm.
- Desenhe a camada média acrílica usando um software de desenho vetorial. Certifique-se que a camada média é um retângulo (1,5 mm de espessura, 75 mm de comprimento e 25 mm de largura) com um quadrado centrado (5 mm x 5 mm) e dois círculos (ambos com um diâmetro de 3 mm) separados por 15 mm.
- Desenhe camada acrílica superior usando um software de desenho vetorial. Certifique-se que a camada superior é um retângulo (espessura de 3 mm, 30 mm de comprimento e 25 mm de largura) com um quadrado centrado (5 mm x 5 mm) e dois círculos (ambos com um diâmetro de 3 mm) separados por 15 mm.
- Pare com os projetos de dispositivo criados no software de desenho vetorial com um cortador do laser. Use as configurações de amostra de 100% de potência e 30% de velocidade. Execute o programa duas vezes para garantir que o acrílico é cortado.
- Toque os buracos na camada superior acrílica usando uma ferramenta de rosqueamento de 0,80 mm tamanho M5.
- Limpe as peças de acrílico com acetona para remover qualquer residuais marcas ou queimaduras.
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Colagem de MY133-V2000 no suporte acrílico
- Anexe a camada base do acrílico ao substrato de vidro usando um adesivo, tal como a super cola de cianoacrilato. Coloque duas pequenas gotas nas bordas do acrílico e em seguida, use uma ferramenta descartável para espalhar uniformemente a cola. Coloque o substrato de vidro sobre o acrílico e permitir que a cola secar usando o peso do vidro para prendê-lo no lugar.
- Revestir o vidro exposto com 100 µ l de PDMS utilizando uma pipeta de deslocamento positivo; em seguida, inserir um aplicador de vácuo girar a camada de base e configurá-lo para 1.500 rpm por 2 min revestir uniformente o vidro com uma película PDMS aproximadamente 10 µm-grossa.
- Retire o aplicador girar a camada de base e limpe cuidadosamente qualquer excesso PDMS que revestiu o acrílico com acetona e toalha de papel. Tenha cuidado para não perturbar o PDMS não polimerizado.
- Asse a camada de base com o PDMS em estufa a 65 ° C por 2 h para curar o PDMS.
- Pipetar 1 mL de PDMS numa lâmina de vidro e, em seguida, use outra lâmina de vidro para espalhar uniformemente o PDMS até começa a escorrer para fora dos lados. Cure esta num prato aquecido a 150 ° C por 10 min.
- Corte o PDMS curado em um retângulo com as mesmas dimensões que o dispositivo MY133-V2000 e, em seguida, usando a camada média do acrílico como um molde, fazer buracos para o reservatório e corte um quadrado de visualização de janela no PDMS tornar a gaxeta PDMS.
- Coloque o MY133-V2000, lado do canal, no mesmo ou um substrato plano semelhante utilizado para plasma-tratando o PDMS na etapa 1.2.5. Coloque a camada de base acrílica, contendo o substrato PDMS curado juntamente com o canal de MY133-V2000 no plasma2 O limpador. Regule a pressão do vácuo mTorr 200 e o RF nível alto e superfície-tratamento do substrato de canal e vidro por 30 s.
- Usando fórceps, coloca imediatamente o canal MY133-V2000 lado-para baixo no recorte retangular de acrílico a camada base tal que a MY133-V2000 contata o PDMS.
- Coloque a junta PDMS em cima do dispositivo MY133-V2000, alinhando os orifícios na junta com os reservatórios no dispositivo.
- Coloque o dispositivo inacabado em uma plataforma elevada acima do banco para fornecer uma superfície de aperto para montagem do dispositivo.
- Extrato de 3 mL de cimento acrílico, usando uma seringa. Distribua o suficiente cimento acrílico em cima de uma camada de base para fornecer um revestimento fino. Fazer o casaco como mesmo quanto possível e não deixe que o material escoe para o canal.
- Coloca a peça de acrílico médio da camada em cima do acrílico de camada de base. Certifique-se de que os furos se alinham com os reservatórios do canal MY133-V2000.
- Use 3 grampos pequenos para manter a camada de base e meados camada juntos como firmemente quanto possível por 2 min, enquanto o cimento acrílico endurece, para unir as peças de acrílico junto. Certifique-se de que os reservatórios não estão obstruídos durante esta etapa para evitar ar sendo preso por baixo do dispositivo MY133-V2000.
- Retire a pressão do dispositivo e colocar o cimento acrílico na camada média nos lugares de contato antecipado com a camada superior do acrílico.
- Coloque a camada superior do acrílico sobre a peça da camada média do acrílico, garantindo que os furos estejam alinhados com os reservatórios e deixe resto no banco por 2 min enquanto seca o cimento acrílico.
3. teste e utilização do dispositivo MY133-V2000
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Vazamento de testes
- Teste o dispositivo MY133-V2000 adicionando 10 µ l de corante de comida ou água deionizada em um dos furos para testar a aderência e o fluxo do reservatório.
- Inserir um tubo (com um diâmetro de 1/8-no exterior) no reservatório e conecte a outra extremidade a uma armadilha de vácuo. Gire a vácuo para tirar a tintura ou a água através do canal para garantir que é criado um dispositivo bem sucedido.
- Verificar sob um microscópio para verificar que não existem fugas no canal ou no reservatório, encha o reservatório com etanol e permitir que o etanol sentar-se à temperatura ambiente por 10 min. Em seguida, puxe o etanol através da utilização do vácuo, para limpar o corante ou a água do canal.
- Pulverize o canal com etanol e colocá-lo em um prato de poliestireno estéril. Envolvê-la firmemente com parafilm e armazená-lo em um ambiente estéril até que seja necessário.
Nota: neste ponto, o dispositivo deve ser manuseado assepticamente para evitar a contaminação. Quando estiver pronto para usar o dispositivo, o exterior do recipiente deve ser esterilizado usando etanol e trazido para a biossegurança do armário antes de abrir o recipiente.
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Células MCF7 de chapeamento no dispositivo MY133-V2000
- Desenvolvem-se células MCF7 em pratos de Petri de 10 cm em uma mídia completo consiste mínimo essencial suplementado de Dulbecco (DMEM), com 10% de soro fetal bovino, penicilina-estreptomicina, glutamina e aminoácidos não essenciais, uma incubadora de cultura de células que mantém uma atmosfera úmida contendo 5% de CO2 e 20% O2 , a uma temperatura de 37 ° C. Crescem as células para aproximadamente 80% de confluência antes da semeadura-los na microchannel.
- Primeiro, pulverize o prato de poliestireno contendo o microchannel com etanol a 70%. Em seguida, trazê-lo para a biossegurança do armário antes de remover o parafilm protegendo o canal do ambiente de laboratório ambiental.
- Imobilize humanos-plasma-derivado de fibronectina na superfície microchannel, diluindo-a em fosfato salino de Dulbecco (DPBS) a 10 µ g/mL. Em seguida, injetar o canal 20 µ l desta solução e incube-a 20 ° C, durante 45 min.
- Lave a solução de fibronectina do canal por injetar 20 µ l de meios de cultura de células dentro do canal e permitir que incube a 20 ° C por 10 min.
- Lavar as células com 10 mL de DPBS e trypsinize as células, adicionando 1 mL de tripsina 1 x. Incube as células a 37 ° C por 7 min. neutralizar a tripsina com 9 mL de mídia completa.
- Injetar 20 µ l de células dentro do canal e os incubar a 37 ° C por 45-120 min permitir a fixação ao substrato antes da imagem latente.
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Representative Results
Este protocolo descreve a fabricação de MY133-V2000, um polímero fluorado com um baixo índice de refração igual da água. Uma característica fundamental do presente protocolo é como superar a falta de adesão que é característico de polímeros fluorados usando plasma de oxigênio e por fabricar o dispositivo dentro de um suporte de acrílico para fornecer a força extra mecânica necessária para selar o canal contra o substrato PDMS (Figura 1). O baixo índice de refração do dispositivo final é claramente demonstrado em escala macroscópica (Figura 2). As bordas de um canal feito deste material são claramente vistas no ar(Figura 2), mas torna-se difícil distinguir quando imerso em água (Figura 2B) devido a estreita correspondência no índice de refração. Isso fornece uma verificação rápida das propriedades ópticas do material após a fabricação. Um dispositivo completo é mostrado na Figura 2C, onde o MY133-V2000 microchannel pode ser visto encapsulado pelo acrílico que fornece a força extra mecânica necessária para selar o microchannel. Um dispositivo bem sucedido deve mostrar boa adesão (livre de bolhas de ar) entre o dispositivo e o substrato. A presença de uma bolha de ar no centro do canal dispositivo indica que o ar não foi permitido escapar durante a ligação, provavelmente devido a uma obstrução dos reservatórios quando o acrílico do cimento de moda. Este dispositivo também mostra bem aderidas acrílico/vidro camadas com mínimo curvando-se o substrato de vidro. Problemas nesta área podem ser abordados repartindo o adesivo entre as camadas de acrílico e vidro mais uniformemente ou reduzindo a espessura do dispositivo microfluidic para evitar estresse sobre o titular. Finalmente, os reservatórios em todos os três painéis mostram bordas claras, sem lacunas de ar nas bordas. Esta é uma outra área de problema potencial para a aderência do dispositivo-substrato que é eliminada pelo uso de um molde de dispositivo com perfusão portas construídas em.
Na escala microscópica, poucos, se houver, artefatos são introduzidos devido a fase desembrulhar combinando os índices de refracção de microchannel e os meios de cultura de células. Isto demonstra que a massa de células pode ser quantificada precisamente mesmo nas proximidades das paredes do canal (Figura 3). Coletivamente, esses resultados mostram, em ambas as escala macroscópica e em uma escala microscópica, as vantagens da utilização de um polímero fluorado para coincidir com os índices de refração entre o material de fabricação da microchannel para meios de cultura celular aquoso.
Figura 1 : O fluxo de trabalho do MY133-V2000 litografia macia. (A) depois de encher o molde com MY133-V2000, o menisco é compactado usando uma lâmina de vidro para criar um plano superficial e curada em forno UV. Observe que a altura do negativo dos reservatórios é comparável à altura do molde para criar reservatórios fundo 3 mm de diâmetro. (B) depois de cortar o acrílico, a camada de fundo acrílico é colada sobre uma lamela de vidro antes da rotação-revestimento com PDMS. O topo de duas camadas acrílicas são laminadas com cimento acrílico. (C), o MY133-V2000 curado dispositivo (canal para cima) e a lamela são superfície tratada usando O plasma de2 . (D) finalmente, o dispositivo é montado, aderindo os superfície tratada lados do dispositivo e lamela juntos. A junta PDMS é então colocada em cima do dispositivo MY133-V2000 e o acrílico é anexado usando cimento acrílico, com os buracos de tanto a junta PDMS e a camada média do acrílico se alinhando com os reservatórios. O dispositivo montado em seguida é fixado à mão por 2 min até seca o cimento acrílico. (E) uma vista explodida do dispositivo mostra como o dispositivo é montado. (F) uma desenho mostra a seção transversal através do microchannel do dispositivo acabado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Imagens de dispositivos de MY133-V2000 concluídas. (A) as bordas do dispositivo MY133-V2000 são distintamente visíveis no ar. (B) quando submerso na água, as bordas do mesmo dispositivo MY133-V2000 desaparecerem devido a estreita correspondência em índices de refracção. (C), esta fotografia mostra um dispositivo acabado com um suporte de acrílico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Massa celular pode ser precisamente quantificada perto microchannel estruturas. Medições da massa celular de células MCF7 recém semeadas o MY133-V2000 microchannel não mostram nenhum artefato devido ao envolvimento de fase perto (A e B) a parede ou (C), o centro do canal. Esses artefatos são evitados no canal MY133-V2000 devido os índices de refracção intimamente combinados do canal material e os meios de cultura de células. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
MY133-V2000 pode ser usado como uma alternativa aos materiais de fabricação tradicional litografia macia como PDMS. Trabalhos anteriores mostraram que materiais com um alto índice de refração, como PDMS, introduzir artefatos significativos perto das paredes do canal devido as descasamento índices de refração entre o material de fabricação e a solução aquosa dentro do canal 13. MY133-V2000 permite combinar o índice de refração do dispositivo microfluidic às soluções aquosas, comumente usado em aplicações biomédicas. Isto reduz artefatos de imagem quando combinando microfluídica com técnicas avançadas de microscopia, proporcionando uma vantagem distinta sobre microfluidic tradicional materiais de fabricação. A redução de artefato em canais microfluídicos possibilitados por este sistema permite fluorescência e microscopia de fase quantitativa (Figura 3) sinais para ser mais precisamente quantificado, mesmo na proximidade de estruturas microchannel13.
Como um polímero fluorado, MY133-V2000 exibe normalmente baixa adesão entre a estrutura do canal e outros materiais, introduzindo assim uma grande limitação quando comparados aos materiais de fabricação tradicional. Para superar este desafio, ambos tratamento químico de superfície (plasma de2 O) Além de compressão mecânica, criado por apertar o dispositivo e a junta PDMS entre o substrato e um pedaço de acrílico são utilizados. O módulo de elasticidade inferior de PDMS (em comparação com MY133-V2000) é fundamental para a transferência de força mecânica do acrílico para o dispositivo MY133-V2000, porque é deformável o suficiente para ser compactado, permitindo-lhe manter o microchannel no lugar enquanto ao mesmo tempo, mantê-lo selado contra o substrato.
Dois importantes pontos de falha podem ser encontrados quando microcanais usando esse método de fabricação e deve ser observado quando solução de problemas. Estas são vazamento do reservatório devido a escória em excesso e o escapamento do centro do canal onde a força de compressão mecânica é no mínimo. Mesmo uma pequena quantidade de escória de perfurando buracos para os reservatórios impediu que o reservatório aderindo ao substrato corretamente. Para evitar vazamentos do reservatório, o negativo microchannel contém pequenos pilares, 3 mm de diâmetro, que são semelhantes na altura como o molde, para que os reservatórios podem ser convertidos como parte da microchannel sem ter que usar uma ferramenta para fazer buracos para os reservatórios. Perfurando buracos para reservatórios após cura cria escórias que devem ser lavada sem danificar o canal (Figura 1A). Isto é difícil de conseguir na prática. Para evitar vazamentos no centro do canal, foi crítico para não cobrir os reservatórios durante a montagem, a fim de permitir que o ar escapar por baixo do dispositivo. Se os reservatórios estão obstruídos quando colando o dispositivo juntos, ar por baixo do dispositivo é incapaz de escapar, criando um espaço para o fluido que escoa fora do canal.
Este protocolo, portanto, apresenta um método para melhorar a adesão através do tratamento de superfície e montar o dispositivo em um suporte de acrílico, mitigar os efeitos negativos da fluoretação nas propriedades do polímero adesivos. Os dispositivos foram cheios de líquido e incubados por até 24 h, demonstrando que o dispositivo permanece funcional para a duração de uma típica experiência de imagem. MY133-V2000, como um material de fabricação para um dispositivo microfluidic, pode ser combinados com QPM, para medir a biomassa celular. Anteriormente, QPM foi mostrado para medir o crescimento de células vivas, com uma maior precisão do que abordagens convencionais17. Usando QPM, uma resposta de droga viver-pilha pode ser medida com célula única resolução11,18,19. Quando combinado com MY133-V2000, as células podem ser cultivadas no canal para pelo menos 1 d, permitindo que a taxa de crescimento das células para ser precisamente determinado. Combinando as vantagens de ambos microfluídica e QPM permite a medição de crescimento e vive respostas de drogas de células sob condições controladas.
Futuras aplicações desta técnica envolvem incorporá-lo em microfluidic mais avançada e experimentos de microscopia quantitativa. A elasticidade da MY133-V200013 é compatível com microfluídicos avançadas técnicas tais como válvulas pneumáticas, ainda mais, permitindo a fabricação de geometrias complexas e projetos experimentais. Os resultados aqui apresentados demonstram o uso deste material para fazer medições quantitativas usando QPM. MY133-V2000 também deve ser compatível com outras técnicas de microscopia quantitativa, como Frster ressonância energia transferência ou fluorescência vida microscopia. Essa abordagem também permite o dispositivo a ser montado e selado contra um substrato PDMS, permitindo projetos experimentais avançados tais como encapsular fluorophores no substrato. Em geral, MY133-V2000 reduz artefatos ao fazer medições quantitativas em soluções aquosas em microcanais, tornando-se um material ideal para a fabricação de canais microfluídicos para fazer medições de alta precisão biomédicas.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela Universidade de Utah, escritório do Vice-Presidente de pesquisa, bem como pelos fundos em conjunto com conceder P30 CA042014 atribuído ao Instituto de câncer Huntsman e o programa de CRR no Instituto de câncer Huntsman.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MY133-V2000 | MY Polymers | MY133-V2000 | |
| Sylgard 184 | Ellsworth Adhesives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | |
| Fisher Premium microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-4 | |
| .118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44290 | |
| .060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44200 | |
| SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement | United States Plastic Corp | 45735 | |
| Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) | VWR | 89107-726 | |
| Kim Wipes | Fisher Scientific | 06-666 | |
| Insta-Cure+ Super Glue | Bob Smith Industries | BSI-109 | |
| 1/8" PVC tubing | McMaster Carr | 5231K55 | |
| McCormick Food Coloring | Target | 13353207 | |
| X-Acto #1 Precision Knife | X-Acto | X3201 | |
| X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade | X-Acto | X218 | |
| VWR Razor Blades | VWR | 55411-055 | |
| Surface Treated Cell Culture Dishes | Fisher Scientific | FBO12922 | |
| Fibronectin Human Plasma | Sigma-Aldritch | F0895-1MG | |
| Trypsin-EDTA 10x | Fisher Scientific | 15-400-054 | |
| Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | MT21030CM | |
| Gibco Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-148 | |
| HyClone Nonessential Amino Acids 100x | Fisher Scientific | SH3023801 | |
| Fetal Bovine Serum | Omega Scientific | FB-12 | |
| Corning DMEM with L-glutamine and glucose | Fisher Scientific | MT10013CV | |
| Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma-Aldritch | 448931 | Reacts violently with water |
| Ethanol, 200 proof Decon Labs | Fisher Scientific | 04-355-223 | |
| Acetone | Fisher Scientific | A18P-4 | |
| Bel-Art 42025 Plastic Dessicator | Cole-Parmer | EW-06514-30 | |
| Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W | Epilog Laser | Epilog Fusion M2 32 Laser | |
| Isotemp Stirring Hotplate | Fisher Scientific | SP88850200 | |
| Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter | Ateco | 14111 | |
| Pyrex Glass Cell Culture Dish | Fisher Scientific | 08-747B | |
| Radio Frequency Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-32G | Used with Oxygen gas |
| Black Hole Laboratories Digivac | Black Hole Laboratories | Model 215 | |
| Intelli-Ray Ultraviolet Oven | Uvitron | UVO338 | |
| Compact Spin Coater | MTI Corporation | VTC-100A | |
| Fisher Brand Isotemp Oven | Fisher Scientific | 15-103-0510 | Forced Air Convection |
| Gilson Positive Displacement Pipette P1000 | Fisher Scientific | FD10006G | |
| HeraCell VIOS 160i | Fisher Scientific | 13 998 212PM |
References
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