Summary
Этот протокол описывает изготовление microfluidic приборы от MY133-V2000 для устранения артефактов, которые часто возникают в микроканалов из-за преломления между микроканальные структуры и водный раствор. Этот протокол использует Акриловый держатель для сжатия инкапсулированные устройство, улучшение адгезии, химически и механически.
Abstract
Использование устройств microfluidic стала определяющим инструментом для биомедицинских приложений. В сочетании с методами современной микроскопии, эти устройства могут осуществляться как часть надежной платформы способны сделать одновременных дополнительных измерений. Основная задача, созданная комбинации этих двух методов является несоответствие в преломления между материалов, традиционно используемых сделать microfluidic приборы и водные растворы, обычно используется в биомедицине. Это несоответствие может создавать оптических артефакты по краям канала или устройства. Одно из решений заключается в том, чтобы сократить показатель преломления материала, используемого для изготовления устройства с помощью фторсодержащих полимерных таких MY133-V2000 индексом преломления похож на воды (n = 1,33). Здесь, свидетельствует строительство microfluidic устройства, сделанные из MY133-V2000 методами мягкой литографии, используя O2 плазмы в сочетании с Акриловый держатель для повышения адгезии между устройством MY133-V2000 сфабрикованы и Полидиметилсилоксан (PDMS) субстрат. Устройство затем проверяется инкубации он наполнен СМИ культуры клеток для 24 h продемонстрировать способность устройства для поддержания условий культуры клеток в течение типичного изображений эксперимента. Наконец количественную фазу микроскопии (QPM) используется для измерения распределения массы внутри живой адэрентных клеток в микроканальные. Таким образом, повышение точности, активизируемые изготовления устройства с низким показателем преломления полимера как MY133-V2000 вместо традиционной литографии мягкие материалы, такие как PDMS, продемонстрировал. В целом этот подход для изготовления microfluidic приборы могут быть легко интегрированы в существующие мягкой литографии рабочие процессы для того, чтобы уменьшить оптических артефакты и повысить точность измерения.
Introduction
Развитие технологии microfluidic позволило широкий спектр новых биомедицинских методов, которые используют уникальный физики микроскопическом масштабе потоков1,2. Это включает в себя методы диагностики, построенный на microfluidic платформ, которые количественно оценить клинически значимые биомаркеров, включая ячейки жесткость3, поверхностных маркеров4и рост5. Манипулируя единичных клеток, microfluidic приборы также может использоваться для измерения биомаркер неоднородность, например как индикатор злокачественности6. Возможность комбинировать microfluidic приложений с помощью микроскопии увеличить полезность этих платформ, позволяя для устройств, которые измеряют Биомаркеры одновременно7.
QPM является методом микроскопии что меры фазовый сдвиг, как свет проходит через и взаимодействует с вопросом внутри прозрачной образцов. Масса отдельных ячеек можно рассчитать QPM измерений, используя известные отношения между преломления и плотность биомассы,8,,9. Предыдущая работа показала, что QPM способна измерения клинически значимых параметров, таких как клетки роста10,11 и клеток механических свойств через расстройство прочность12. При сочетании с микрофлюидика, QPM потенциально может использоваться для измерения поведение ячейки в очень контролируемой среды в пробирке. Одна из основных задач, стоящих перед сочетаются микрофлюидика QPM является высокий показатель преломления большинства полимеров, используется для создания каналов microfluidic через мягкие литографии13.
Важной задачей, стоящей перед сочетанием микрофлюидика с различными технологиями микроскопии является несоответствие между преломления материала устройства по отношению к преломления воды14,15. Один из способов решения этой проблемы является использование низкий показатель преломления полимера CYTOP16 или MY133-V200013. Последний является фторированные ультрафиолетового (УФ)-полимер уретанакрилата излечима, имеющий преломления похож на воде (n = 1,33) и это совместимо с мягкой литографии методы, позволяя гладкой интеграции многих установленных microfluidic для рабочие процессы изготовления устройства. Это делает MY133-V2000 подходит не только для изготовления microfluidic устройства, но и позволяет его легко сочетаться с QPM и другие подходы, микроскопия, чтобы измерить поведение клеток как в колонии, так и в масштабах одной ячейки. MY133-V2000 устраняет артефакты из-за этап, разверток, производя мало, если таковые имеются, фазовый сдвиг, как свет проходит через интерфейс воды MY133.
Хотя устранение несоответствия в преломления, одна из основных задач, связанные с устройствами, изготовленный из фторопластов, например MY133-V2000, является низкой приверженности других материалов, таких как стекло или PDMS. Настоящая работа демонстрирует изготовление MY133-V2000 microfluidic устройства с помощью мягкой литографии. Использование O2 плазмы для лечения поверхности канала и PDMS субстрата, в сочетании с пользовательские сфабрикованы Акриловый держатель гарантирует, что устройство придерживается к подложке, создание закрытых канала. Это устройство идеально подходит для культуры клеток и QPM для измерения массы клеток в канале, который имеет важные приложения для измерения роста живых клеток и внутриклеточного транспорта биомассы клеток, оба из которых имеют клиническое значение в диагностике Обнаружение медицины и наркотиков.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Изготовление негативной полидиметилсилоксан
-
Подготовка полидиметилсилоксан
- Мера 18 g PDMS силиконового эластомера и 1.8 g отверждения реагентом. Залейте полимеризации реагент в лодку измерения, содержащие эластомера.
- Смешать эластомер и полимеризации реагент энергично за 1 мин и поместить смесь в вакуумной камере за 30 мин.
- Удаление PDMS из вакуума, залить 15 g на негатив, используя резец печенья (радиус = 3,8 см) для PDMS от бежать в сторону и закрыть остальные смесь PDMS.
- Положите формы, содержащие PDMS в вакуумную камеру за 10 мин.
- Удалить плесень, содержащие PDMS из вакуумной камеры, поместите ее на горячей плите, равным 150 ° C для 60 мин вылечить, и накрыть алюминиевой фольгой.
- Вылейте оставшийся PDMS на перевернутый стакан Петри (10 см в диаметре), используя другой резец печенья как плесень, создать площадку PDMS. Положите это в вакуумную камеру, до тех пор, пока отрицательный PDMS полностью вылечить.
- Передать Петри с PDMS из вакуума разогретой поджарки вылечить при 150 ° C для 60 мин.
-
Плазменная обработка поверхности полидиметилсилоксан
- Вставьте острым лезвием под PDMS и бордюров, тщательно удалить PDMS из отрицательной.
- Используйте острый перочинного ножа вырезать негатив от большей части PDMS; Он следует сократить с достаточно буферной области прикрепить еще один кусок PDMS поверх него без препятствий отрицательно.
- Вставьте острым лезвием под вылечить PDMS с отрицательной тщательно удалить PDMS из Петри.
- Использование перочинного ножа вырезать кусок PDMS от площадки, это тот же размер, что кусок сократить негативные. Затем вырежьте прямоугольник из новой частью PDMS с достаточно места, чтобы уместить его вокруг микроканальные помещенный поверх отрицательно.
- Поставьте обе части PDMS (негативные и прямоугольник) на плоской подложке (например, слайд, сделанные из стекла, кварца, полистирол или другого материала) и вставить их в радиочастотных (RF) плазмы чище. Закройте дверь и герметизации камеры путем эвакуации воздуха с помощью вакуумного насоса. Вдохнуть воздуха до давления 400 mTorr с использованием контроллера цифровой вакуумного давления.
Примечание: Если субстрат, используется для очистки плазмы не был использован в плазме чище, положите его в плазме чистых сама по себе за 60 s до лечение отрицательным, избежание акриловые базовый слой от прилипания к подложке. - Включите параметр РФ высокий, и розовый воздушно плазменной должен появиться в окне просмотра. Плазма лечить два куска PDMS для 30 сек, затем выключите параметр РФ. Позволяет воздуху медленно вводить камере во избежание турбулентного воздушный поток от тревожных содержимое камеры.
- Удаление PDMS из плазмы чище и поместите его на benchtop. Затем тщательно инвертировать PDMS прямоугольник над отрицательным и нажмите его вниз с парой щипцов. Дайте ему отдохнуть в течение 10 минут позволить двух кусков PDMS присоединиться к друг другу.
-
Fluorosilane обработка поверхности негативные полидиметилсилоксан
- Используйте пипетку поместить 2 капли трихлор (1 H, 1 Ч, 2 Ч, 2 H-перфтор октиловый) силана (PFOTS), в небольшой вес лодки и вставьте его в стеклянной вакуумной камеры.
- Инвертировать PDMS на кусок алюминиевой фольги (так что микроканальные отрицательной сталкивается вверх) и положил его в стеклянной вакуумной камеры. Затем эвакуировать зале непрерывно в течение 24 ч.
2. Изготовление микроканальные MY133
-
Формирование MY133-V2000 микроканальные структуры
- Заполните с 400 мкл MY133-V2000 PDMS отрицательные.
Примечание: Негативные должны быть слегка переполнен. - Место MY133-V2000-заполнены PDMS негативные в вакуумную камеру 2 h удалить любые пузыри.
- Удаление MY133-V2000 из вакуума и медленно нажмите на стеклянное скольжение против верхней части слегка переполнена негативных для создания плоской поверхности MY133-V2000 и предотвратить ингибирующих полимеризации кислород.
Примечание: PDMS, на поверхности канала, частично препятствуют полимеризации, позволяя склеивание в более поздних стадиях. Стеклянное скольжение имеет слегка снижение прозрачности УФ (35%), по сравнению с кварц, который помогает предотвратить любые пожелтение вылечить устройства. - Вставьте MY133-V2000 в 400 Вт УФ печь и установка УФ-излучения 50% максимальной силы света для 300 s для лечения MY133-V2000 микроканальные.
Примечание: Длина волны максимума, используется для лечения устройства составляет примерно 375 Нм с пропускной способностью около 25 Нм. Примерно 4500 МДж/см2 власти был использован для лечения microchannel, который немного больше, чем двойной минимальной отверждения питания, рекомендованного изготовителем.
- Заполните с 400 мкл MY133-V2000 PDMS отрицательные.
-
Строительство Акриловый держатель
- Нарисуйте акриловые базовый слой с помощью векторного рисования программного обеспечения. Убедитесь, что базовый слой представляет собой прямоугольник, 1,5 мм толщиной, 75 мм, длиной и 25 мм шириной, с по центру прямоугольника, что меры 25 мм х 11 мм.
- Нарисуйте акриловые среднего слоя с помощью векторной графики программного обеспечения. Убедитесь в том, что средний слой является прямоугольник (толщиной 1,5 мм, 75 мм длиной и 25 мм) с центром квадрат (5 x 5 мм) и два круга (оба с диаметром 3 мм) разделенных 15 мм.
- Нарисуйте акриловые верхнего слоя с помощью векторной графики программного обеспечения. Убедитесь, что верхний слой представляет собой прямоугольник (толщиной 3 мм, 30 мм длиной и 25 мм) с центром квадрат (5 x 5 мм) и два круга (оба с диаметром 3 мм) разделенных 15 мм.
- Вырежьте дизайн устройства, созданный в векторный рисунок программное обеспечение с лазерной резки. Используйте параметры выборки 100% мощности и 30% скорости. Запустите программу дважды, чтобы обеспечить, что акриловые вырезается.
- Нажмите отверстия в акриловые верхнего слоя с помощью инструмента размер 0,80 мм выстукивать M5.
- Протрите акриловые куски с помощью ацетона для удаления любых остаточных марок или ожоги.
-
Склеивание MY133-V2000 в Акриловый держатель
- Прикрепите базовый слой акрила на стеклянной подложке, с помощью клея, например Цианакрилатный клей супер. Место два маленьких капель на краях акриловые и затем использовать одноразовый инструмент для равномерно клей. Место стеклянной подложке на акриловые и позволяют клей для просушки, используя вес стекла чтобы удерживать его на месте.
- Шерсть подвергается стекло с 100 мкл PDMS с помощью пипетки нагнетательным; затем вставьте базовый слой в вакуумной спин coater и установить его на 1500 об/мин на 2 мин, чтобы равномерно покрыть стекло с пленкой PDMS около 10 мкм толщиной.
- Удаление базового слоя из спин coater и тщательно вытереть излишки PDMS, которые покрыты акриловые с ацетоном и бумажных полотенец. Будьте осторожны, чтобы не нарушить неотвержденных PDMS.
- Выпекать базовый слой с PDMS в духовке при температуре 65 ° C для 2 h вылечить PDMS.
- Пипетка 1 мл PDMS на слайд стекла и, затем, использовать другой слайд стекла для равномерно PDMS до тех пор, пока он начинает сочиться стороны. Лечить это на горячей плите при 150 ° C для 10 мин.
- Нарезать прямоугольник с теми же размерами, как устройство MY133-V2000 вылечить PDMS и, затем, используя среднего слоя акриловой как плесень, пробивки отверстий для водохранилища и Вырезать квадрат окна просмотра в PDMS сделать прокладку PDMS.
- Место MY133-V2000, канал стороны вверх, на том же или аналогичные плоской подложке используется для плазменной обработки PDMS шаге 1.2.5. Место акриловые базовый слой, содержащий вылечить PDMS субстрата вместе с MY133-V2000 канала в плазме2 O чище. Установка вакуумного давления 200 mTorr и РФ уровня высоких и поверхности лечить канала и стеклянной подложке для 30 s.
- С помощью щипцов, немедленно поместите канал MY133-V2000 сторону вниз в прямоугольный вырез базового слоя акриловой таким образом, что MY133-V2000 контакты PDMS.
- Место прокладки PDMS поверх MY133-V2000 устройство, выстраиваются отверстия в прокладку с водохранилищ в устройстве.
- Место незавершенной устройство на возвышении над скамейке предоставлять зажимная поверхность для монтажа устройства.
- Экстракт 3 мл акриловые цемента с помощью шприца. Распространите достаточно акриловые цемента поверх базового слоя предоставлять тонким слоем. Сделайте слой, даже как можно скорее и не позволяйте материала фильтрата в канал.
- Место акриловые кусок среднего слоя поверх базового слоя акриловой. Убедитесь, что отверстия выстраиваются с резервуарами MY133-V2000 канала.
- Использование 3 небольших зажимы для хранения базового слоя и середины слоя вместе, как плотно, как можно за 2 мин, а акриловые цемента твердеет, для склеивания частей акрил вместе. Убедитесь, что резервуары не препятствовали во время этого шага для предотвращения воздуха от застревания под MY133-V2000 устройство.
- Снять давление от устройства и место акриловые цемента на среднего слоя в местах предполагаемого контакта с верхним слоем акрила.
- Поместите верхний слой акрила на среднего слоя кусок акрила, обеспечивая соответствие отверстия водоемов и позволяют это отдых на скамейке за 2 мин, а акриловые цемента высыхает.
3. Тестирование и использование устройства MY133-V2000
-
Утечка тестирование
- Проверьте устройство MY133-V2000 путем добавления 10 мкл пищевой краситель или обессоленной воды в одно из отверстий водохранилища для тестирования для адгезии и потока.
- Вставьте трубу (с 1/8-в наружный диаметр) в водохранилище и подключите другой конец к вакуумной ловушку. Включите пылесос на тянуть красителя или воды через канал, убедитесь, что устройство успешно создан.
- Проверить под микроскопом, чтобы убедиться, что есть нет утечки в канал или водохранилище, заполните резервуар с этанолом и позволить этанола сидеть за 10 мин при комнатной температуре. Затем отведите этанола через использование вакуума, очистить красителя или воды из канала.
- Спрей канал с этанолом и положил его в стерильных полистирола блюдо. Оберните его плотно с парафина и хранить его в стерильных условиях до тех пор, пока требуется.
Примечание: на данный момент, устройство должно быть обработаны асептически для предотвращения загрязнения. Когда будете готовы использовать устройство, вне контейнера следует стерилизовать использование этанола и привел в биобезопасности кабинета до открытия контейнера.
-
Обшивка MCF7 клетки в устройстве MY133-V2000
- Расти MCF7 клеток на 10см Петри в полной СМИ, состоящий из минимальных основных средних Дульбекко в (DMEM), дополнена плода бычьим сывороточным 10%, пенициллин стрептомицином, глютамин и несущественные аминокислот, в инкубатор культуры клеток, поддерживает влажная атмосфера, содержащая 5% CO2 и 20% O2 при температуре 37 ° C. Перед посевом их в микроканальные расти приблизительно 80% слияния клетки.
- Во-первых спрей из полистирола блюдо, содержащие микроканальные с 70% этиловом спирте. Затем привести его в биобезопасности кабинета до удаления парафина, защита канала от окружающего лабораторной среде.
- Иммобилизации человека плазмы производные фибронектин на поверхности микроканальные путем разбавления в Дульбекко фосфат амортизированное saline (DPBS) до 10 мкг/мл. Затем привнести 20 мкл этого решения в канал и проинкубируйте его при 20 ° C по 45 мин.
- Промывочный раствор фибронектин из канала инъекций 20 мкл СМИ культуры клеток в канал и позволить ему для инкубации при 20 ° C на 10 мин.
- Вымыть клетки с 10 мл DPBS и trypsinize клетки, добавив 1 мл 1 x трипсина. Инкубируйте клетки при 37 ° C для 7 min. нейтрализовать трипсина с 9 мл полной СМИ.
- Привнести 20 мкл клеток в канал и инкубировать их при 37 ° C для 45-120 мин Разрешить вложение к подложке до изображений.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Этот протокол описывает изготовление MY133-V2000, фторированный полимер с низким показателем преломления соответствия воды. Ключевой особенностью этого протокола является как преодолеть отсутствие прилипания, что характерно фторсодержащих полимеров с помощью кислородной плазмы и изготовления устройства в Акриловый держатель для предоставления дополнительной механической силы, необходимые для герметизации каналов против PDMS субстрата (рис. 1). Низкий показатель преломления конечного устройства четко показано в макроскопических масштабах (рис. 2). В воздухе (рисA) отчетливо видны края канала из этого материала, но становятся трудно отличить при погружении в воду (рис. 2B) из-за близкого соответствия в преломления. Это обеспечивает быструю проверку оптические свойства материала после изготовления. Устройство успешно завершили показано в рисунке 2C, где можно увидеть MY133-V2000 микроканальные инкапсулируется акрил, который обеспечивает дополнительные механические силы, необходимой для герметизации микроканальные. Устройство успешно следует показать хорошую адгезию (без пузырьков воздуха) между устройством и субстрата. Наличие пузырек воздуха в центре канала устройства указывает, что воздух не было позволено бежать во время склеивания, скорее всего, из-за обструкции водохранилищ, когда акрил цемент наборы. Это устройство также показывает слои хорошо приклеенная акриловое стекло с минимальными кланяясь стеклянной подложке. Проблемы в этой области могут быть решены, распространяя клей между слоями стекла и акриловые более равномерно или уменьшая толщину microfluidic устройства для предотвращения стресса на держателе. Наконец водохранилищ в всех трех групп показывают четкие края, с не воздушные зазоры на краях. Это является еще одной потенциальной проблемной областью для устройства субстрат адгезии, которая устраняется с помощью устройства плесень с портами перфузии, построен в.
В микроскопическом масштабе немногие, если таковые имеются, артефакты внедряются благодаря фазы разверток, сопоставляя преломления микроканальные и средства массовой информации культуры клеток. Это показывает, что масса клеток могут быть точно количественно даже вблизи канала стены (рис. 3). Вместе эти результаты показывают, как в макроскопических масштабах и в микроскопическом масштабе, преимущества использования фторсодержащих полимеров для сопоставления показателей преломления между материал изготовления микроканальные водный клетки культуры средств массовой информации.
Рисунок 1 : Рабочий процесс мягкой литография MY133-V2000. (A) после заполнения формы с MY133-V2000, мениска сжат с помощью стеклянное скольжение для создания плоской поверхности и вылечить в УФ печи. Обратите внимание, что высота негативных водохранилищ сопоставимы с высоты формы для создания глубоких водоемах 3 мм в диаметре. (B) после резки акрила, нижний слой акрилового приклеивается к coverslip стекла до спин покрытие с PDMS. Два верхних слоя акриловой прокатаны вместе с использованием акриловых цемента. (C) вылечить MY133-V2000 устройства (канал стороной вверх) и coverslip поверхность обрабатываются с использованием O2 плазмы. (D) наконец, устройство монтируется путем присоединения стороны обработанной поверхностью устройства и coverslip вместе. PDMS прокладка помещается поверх MY133-V2000 устройства и акриловые прилагается с помощью акриловых цемента, с отверстиями PDMS прокладки и среднего слоя акриловой выстраиваются с водохранилищ. Собрал устройство затем зажат вручную за 2 мин до тех пор, пока акриловые цемента высыхает. (E) представление взрыв устройства показывает, как устройство монтируется. (F) A рисунок показывает сечение через микроканальные готовые устройства. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Изображения завершенных устройств MY133-V2000. (A) по краям устройства MY133-V2000 отчетливо видны в воздухе. (B) когда в воду, по краям же MY133-V2000 устройства исчезают из-за близкого соответствия в преломления. (C) Эта фотография показывает другое устройство с Акриловый держатель. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Клеточной массы могут быть точно количественно вблизи микроканальные структуры. Измерения клеточной массы свежезаваренным в сеяный MCF7 клеток в MY133-V2000 микроканальные показывают никаких артефактов благодаря фазы обмотки рядом (A и B), стены или (C) в центре канала. Эти артефакты избегаются в канале MY133-V2000 из-за близко соответствует преломления материала канала и средства массовой информации культуры клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MY133-V2000 может использоваться как альтернатива традиционной мягкой литографии изготовление материалов, таких как PDMS. Предыдущая работа показала, что материалы с высоким показателем преломления, например PDMS, ввести значительные артефакты возле стены канала связи не соответствующих показателей преломления между материал изготовления и водный раствор внутри канала 13. MY133-V2000 позволяет сопоставления преломления microfluidic устройства для водных растворов, широко используется в биомедицинских приложений. Это уменьшает изображений артефакты при объединении микрофлюидика с передовых микроскопии методы, обеспечивая явное преимущество перед традиционными microfluidic изготовление материалов. Артефакт сокращение microfluidic каналов стало возможным благодаря этой системы позволяет флуоресценции и количественную фазу микроскопии (рис. 3) сигналы, чтобы быть более точно определена, даже в непосредственной близости от микроканальные структуры13.
Как фторированный полимер MY133-V2000 обычно экспонаты низкой адгезии между структурой канала и других материалов, таким образом представляя основные ограничения по сравнению с традиционными изготовление материалов. Чтобы преодолеть этот вызов, используются оба химической обработки поверхности (O2 плазмы) в дополнение к механическим сжатие создан, сжимая устройство и PDMS прокладку между подложкой и кусок акрила. Нижняя упругости PDMS (по сравнению с MY133-V2000) имеет решающее значение для передачи механической силы из акрил MY133-V2000 устройство, потому что это достаточно деформируемый, чтобы быть сжаты, что позволяет провести микроканальные на месте во время одновременно сохраняя его уплотнение субстрата.
Два важных точек отказа могут быть обнаружены при изготовлении микроканалов, с помощью этого метода, и следует отметить когда устранение неполадок. Это утечка из водохранилища вследствие избыточного шлака и утечки из центра канала, где силы от механических сжатие находится как минимум. Даже небольшое количество шлака от пробивки отверстий для водохранилищ помешало должным образом придерживаясь субстрат водохранилища. Для предотвращения утечки из водохранилища, отрицательной микроканальные содержит небольшие столбы, 3 мм в диаметре, которые похожи в высоту, как плесень, так что водохранилищ может быть приведен как часть микроканальные без необходимости использовать инструмент для пробивки отверстий для водохранилищ. Пробивая отверстия для водохранилищ после отверждения создаёт шлака, которые должны быть смыты без повреждения канал (рис. 1А). Это трудно добиться на практике. Для предотвращения утечки из центра канала, важно не для покрытия резервуаров во время Ассамблеи для того, чтобы позволить воздуху выйти из под устройство. Если резервуары когда склеивания устройства, воздуха под устройство не может избежать, создавая пространство для жидкости просачиваться из канала.
Этот протокол, таким образом, представлен метод улучшения адгезии путем обработки поверхности и монтаж устройства в Акриловый держатель, смягчение негативных последствий фторирования на адгезивные свойства полимера. Устройства были заполнены жидкостью и инкубированы для до 24 ч, демонстрируя, что устройство остается функциональным в течение типичного изображений эксперимента. MY133-V2000, как изготовление материала для устройства microfluidic, может сочетаться с QPM для измерения биомассы клеток. Ранее было показано QPM для измерения роста живых клеток с большей точностью, чем традиционные подходы17. С помощью QPM, ответ клеток наркотиков может быть измерена с одной ячейкой резолюции11,18,19. В сочетании с MY133-V2000, клетки может быть культивировали в канал для по крайней мере 1 d, позволяя темпы роста клетки будут точно определены. Сочетая преимущества микрофлюидика и QPM позволяет для измерения роста и жить наркотиков реакции клеток в контролируемых условиях.
Будущего применения этой техники включают включения его в более продвинутых microfluidic и количественная микроскопия экспериментов. Эластичность MY133-V200013 совместим с microfluidic передовые методы, такие как пневматические клапаны, далее включение изготовления сложных геометрий и экспериментальные проекты. Представленные здесь результаты демонстрируют использование этого материала для изготовления количественных измерений с помощью QPM. MY133-V2000 также должны быть совместимы с другими методами количественная микроскопия, таких как Frster резонанс энергии передачи или флуоресцентной микроскопии жизни. Этот подход также позволяет для устройства установлен на и опечатали против PDMS субстрат, включение передовые экспериментальные проекты, такие как инкапсуляции флуорофоров в субстрате. В целом MY133-V2000 уменьшает артефакты при принятии количественных измерений в водных растворах в микроканалов, что делает его идеальным материалом для изготовления microfluidic каналов для изготовления высокоточных измерений и биомедицинских.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана в университете штата Юта, канцелярии вице-президента для проведения исследований, а также средств в сочетании с Грант Р30 CA042014 института рака охотник и программе Оро в институте рака егерь присуждена.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MY133-V2000 | MY Polymers | MY133-V2000 | |
| Sylgard 184 | Ellsworth Adhesives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | |
| Fisher Premium microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-4 | |
| .118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44290 | |
| .060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44200 | |
| SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement | United States Plastic Corp | 45735 | |
| Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) | VWR | 89107-726 | |
| Kim Wipes | Fisher Scientific | 06-666 | |
| Insta-Cure+ Super Glue | Bob Smith Industries | BSI-109 | |
| 1/8" PVC tubing | McMaster Carr | 5231K55 | |
| McCormick Food Coloring | Target | 13353207 | |
| X-Acto #1 Precision Knife | X-Acto | X3201 | |
| X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade | X-Acto | X218 | |
| VWR Razor Blades | VWR | 55411-055 | |
| Surface Treated Cell Culture Dishes | Fisher Scientific | FBO12922 | |
| Fibronectin Human Plasma | Sigma-Aldritch | F0895-1MG | |
| Trypsin-EDTA 10x | Fisher Scientific | 15-400-054 | |
| Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | MT21030CM | |
| Gibco Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-148 | |
| HyClone Nonessential Amino Acids 100x | Fisher Scientific | SH3023801 | |
| Fetal Bovine Serum | Omega Scientific | FB-12 | |
| Corning DMEM with L-glutamine and glucose | Fisher Scientific | MT10013CV | |
| Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma-Aldritch | 448931 | Reacts violently with water |
| Ethanol, 200 proof Decon Labs | Fisher Scientific | 04-355-223 | |
| Acetone | Fisher Scientific | A18P-4 | |
| Bel-Art 42025 Plastic Dessicator | Cole-Parmer | EW-06514-30 | |
| Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W | Epilog Laser | Epilog Fusion M2 32 Laser | |
| Isotemp Stirring Hotplate | Fisher Scientific | SP88850200 | |
| Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter | Ateco | 14111 | |
| Pyrex Glass Cell Culture Dish | Fisher Scientific | 08-747B | |
| Radio Frequency Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-32G | Used with Oxygen gas |
| Black Hole Laboratories Digivac | Black Hole Laboratories | Model 215 | |
| Intelli-Ray Ultraviolet Oven | Uvitron | UVO338 | |
| Compact Spin Coater | MTI Corporation | VTC-100A | |
| Fisher Brand Isotemp Oven | Fisher Scientific | 15-103-0510 | Forced Air Convection |
| Gilson Positive Displacement Pipette P1000 | Fisher Scientific | FD10006G | |
| HeraCell VIOS 160i | Fisher Scientific | 13 998 212PM |
References
- Zare, R. N., Kim, S. Microfluidic platforms for single-cell analysis. Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).
- Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).
- Xu, W., et al. Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells. PLoS ONE. 7 (10), 46609 (2012).
- Karakas, H. E., et al. A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche. Scientific Reports. 7 (1), 2050 (2017).
- DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation. Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).
- Yin, H., Marshall, D. Microfluidics for single cell analysis. Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).
- Kemper, B., et al. Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy. Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).
- Barer, R. Interference micorscopy and mass determination. Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).
- Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
- Chun, J., et al. Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling. Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).
- Reed, J., et al. Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation. Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).
- Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness. Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).
- Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11 (2018).
- Byron, M. L., Variano, E. A. Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions. Experiments in Fluids. 54 (2), 6 (2013).
- Ogawa, T., Hanada, Y. Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser. Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6 (2016).
- Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer. Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).
- Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity. PLoS One. 8 (7), 68916 (2013).
- Huang, D., et al. High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity. Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).
- Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS ONE. 9 (2), 89000 (2014).
