Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Romanen In Vitro modell for Blast traumatisk hjerneskade

Published: December 21, 2018 doi: 10.3791/58400

Summary

Dette dokumentet beskriver en ny modell av primære blast traumatisk hjerneskade. En komprimert luft drevet sjokk rør brukes til å utsette i vitro musen hippocampus skive kulturer til et enkelt sjokk bølge. Dette er en enkel og rask protokoll genererer en reproduserbar hjerneskade vev med en høy gjennomstrømning.

Abstract

Traumatisk hjerneskade er en ledende årsak til død og uførhet i militære og sivile befolkninger. Blast traumatisk brain skader resultater fra detonasjon av sprenglegemer, men mekanismer som ligger til grunn hjernen skader som følge av eksplosjonen overtrykk eksponering er ikke helt forstått og antas å være unike for denne typen hjerneskade. Prekliniske modeller er avgjørende verktøy som bidrar til å bedre forstå blast-indusert hjerneskade. En roman i vitro blast TBI-modellen ble utviklet ved hjelp av en åpent sjokk tube for å simulere virkelige åpen-feltet blast bølger modellert av Friedlander bølgeform. C57BL/6N musen organotypic hippocampus skive kulturer ble utsatt for enkelt sjokkbølger og utviklingen av skaden var preget til 72 h bruker propidium iodide, en veletablert fluorescerende markør for celleskader som bare trenger celler med kompromittert mobilnettet membraner. Propidium iodide fluorescens var betydelig høyere i skiver utsatt til en eksplosjon sammenlignet med humbug skiver gjennom hele protokollen. Vev hjerneskade er veldig reproduserbare og proporsjonal med topp overtrykk av sjokkbølgen brukes.

Introduction

Blast traumatisk hjerneskade (TBI) er en kompleks type hjerneskade som detonasjon av sprenglegemer1,2. Blast TBI har framstått som et stort helseproblem i de siste 15 årene med nyere militære konfliktene i Irak og Afghanistan2,3. Samlet sett er det anslått at mellom 4,4% og 22,8% av soldater tilbake fra Irak og Afghanistan har lidd mild TBI, en stor andel av disse var blast-relatert, med en høyere rapporterte rate av blast TBI i de amerikanske styrkene sammenlignet med de britiske styrkene4 ,5.

Bruk av improviserte eksplosive enheter har vært ansvarlig for blast-assosiert trauma, inkludert blast TBI, holdt ut av den militære styrker6. Detonasjon av en eksplosiv belastning resulterer i en svært rask, men forbigående-økt press, forekommer i millisekunder. Den resulterende overtrykk bølgen fra en virkelige gratis-feltet eksplosjon er modellert av funksjonen Friedlander, med en plutselig oppstigning til toppen overtrykk etterfulgt av en eksponensiell decay7,8. Ekstreme styrker og deres rask tid kurs i en blast hendelsen er vanligvis ikke oppleves i ikke-blast traumer1,9. Topp overtrykk, som er maksimalt trykk av bølgeform, og varigheten av den positive bølgen antas å være viktige bidragsytere til blast hjerneskade og dette er avhengig av eksplosiv ladning og avstand fra detonasjon10, 11.

Traumer at resultater fra en eksplosiv eksplosjon er klassifisert som fire atskilte komponenter, angitt som primær, sekundær, tertiær og kvartær blast, skade,10,,12,,13,,14. Hver av disse komponentene er forbundet med spesifikke mekanismene for skade. Primære blast skade resultater fra direkte aksjon av overtrykk bølgen på organer og vev2,13. Sekundær blast skade resultater fra virkningen av prosjektil, forårsaker gjennomtrengende og ikke-gjennomtrengende sår2,15. Tertiær eksplosjon skader oppstår når offerets kropp er fordrevet mot bakken eller rundt objekter og er forbundet med akselerasjon/retardasjon styrker1,10,13. Kvartær eksplosjon skader beskriver en heterogen gruppe skader direkte relatert til eksplosjonen ikke dekkes av de første tre skade mekanismer beskrevet12,13. Det inkluderer (men er ikke begrenset til) termisk skade, røyk innånding, stråling, elektromagnetiske bølger og psykiske bivirkninger13,15. De fleste blast-assosiert TBI resultater direkte fra de første tre mekanismene for skade, mens kvartær mekanismer for eksplosjon skader er vanligvis forbundet med systemisk skade13. Effekten av akselerasjon/retardasjon (f.eks, whiplash) sløv og gjennomtrengende traumatisk hjerneskade har vært grundig studert i forhold til andre typer TBI (f.eks, motorkjøretøyer krasjer, faller, ballistisk skade). Men den primære blast overtrykk bølgen er unik for eksplosjon skader og dens virkning på hjernevev er mye mindre godt forstått16. Primære eksplosjon skader mekanismer knyttet en overtrykk bølge, er først av de mekaniske kreftene samhandle med hjernen.

Mange prekliniske TBI modeller har blitt utviklet over de siste tiårene som har vært uvurderlig for å forstå blast TBI mekanismer for skade og patofysiologi og undersøke potensielle nye behandlinger, som ellers ville være umulig å gjøre utelukkende Angi17,18,19i klinisk. Selv om ingen enkelt prekliniske modell kan reprodusere kompleksiteten i klinisk blast hjernen traumer, vanligvis replikere ulike prekliniske TBI modeller forskjellige aspekter av menneskelig TBI. Ødeleggende virkningen av krefter knyttet en blast eksplosjon kan studeres isolert eller i kombinasjon i både i vitro og vivo blast TBI modeller. In vitro modeller har fordelen at en stram kontroll over eksperimentell miljøet (vev fysiologiske forhold og skade biomekanikk), som reduserer biologisk variasjon og forbedrer reproduserbarhet, tillater studiet av spesifikke molekylær kaskader uten forstyrrende faktorer i dyr modeller20. Målet var å utvikle en i vitro modell for å undersøke effekten av primære blast på hjernevev. Vi som mål å utvikle en modell med en overlyds shockwave med en Friedlander bølgeform representant for en gratis-feltet eksplosjon som produsert av en improvisert eksplosiv innretning (IED).

Protocol

Eksperimenter beskrevet i dette manuskriptet ble gjort i samsvar med Storbritannia dyr (vitenskapelig prosedyrer) Act av 1986 og er godkjent av Animal Welfare & etiske gjennomgang kroppen av Imperial College London. Dyr omsorg ble fulgt institusjonelle retningslinjene av Imperial College London.

1. hippocampus Organotypic skive forberedelse og kultur

Merk: Denne protokollen tillater produksjon av organotypic hippocampus skiver i henhold til grensesnittmetoden beskrevet av Stoppini og kolleger med små endringer21,22,23. Ideelt sett bør mer enn tre dyr være euthanized og dissekert i en sesjon å sikre hvert trinn er gjort raskt og unngå at kvaliteten på sektorene. Bruk steril teknikk hele.

  1. Kontroller følgende tas før disseksjon protokollen.
    1. Forberede og filteret sterilisere alle løsninger på forhånd ved hjelp av et 0.22 µm filter.
    2. Hold løsninger på 4 ° C under lagring og hele hjernen disseksjon og hippocampus skive forberedelse ved å holde lagercontainere og Petri retter på en metall kjøleribbe sitter på våt is til alle tider.
    3. Autoclave alle metall instrumenter, ringer og våtservietter.
    4. Sikre alle instrumenter og materiale som skal brukes for hvert trinn av protokollen er klar til bruk, lagt ut på forhånd og sprayet med 70% etanol. Kontroller at de tillates å kjøle ned og tørr.
  2. Euthanize en 5-7-dag-gamle C57BL/6N mus pup av cervical forvridning og kort tørke hele huden overflate med sterilt papir vev dynket i 70% etanol. Klappe huden tørr og halshugge pup med Mayo saks.
  3. Skjær hodebunnen huden med iris saks langs midtlinjen av hodet starter i occipital regionen og slutter i nærheten av snuten og trekke det sidelengs.
  4. Stikk Vannas saks i foramen magnum og gjøre to små lateral kutt på benet langs tverrgående bihulene, deretter kuttet skallen langs midtlinjen til olfactory pære og foreta to små kutt vinkelrett midtlinjen i denne regionen.
  5. Bruke fine peker buet tang, trekke flaps av bein laterally fra midtlinjen, nøye fjerne hjernen med en liten spatel og overføre den til en 90 mm silikon elastomer-belagt Petriskål som inneholder "disseksjon medium".
    Merk: Disseksjon medium er Geys balansert salt løsning (5 mg/mL D-glukose, 1% antibiotika-antimycotic løsning, med 10.000 enheter/mL penicillin, 10 mg/mL streptomycin og 25 µg/mL amfotericin B).
  6. Fjern lillehjernen og skille cerebrale hemisfærer langs midtlinjen med et barberblad. Bruk en slikkepott til å overføre cerebrale hemisfærer til en ny 90 mm silikon elastomer-belagt Petriskål fylt med friske iskald disseksjon medium. Hvis flere dyr er i én økt, gjenta 1.2-1.6.
  7. Under en stereomicroscope, kuttet olfactory pære og spissen av frontal cortex med et barberblad og skille hjernebarken fra resten av cerebral tissue benytter fin spiss tang. Dette trinnet forlater hippocampus utsatt på medial overflaten av kortikale vev. Dette trinnet videre, kan du bruke laminær strømning vev kultur hette (ultrafiolett sterilisert og rengjøres med 70% etanol løsning).
  8. Bruke iskald disseksjon medium til en flat plast hakking disk og, med en slikkepott, plassere hjernevev på disken slik at mediale overflaten av cortex vender opp og aksen av hippocampus er vinkelrett på aksen av hakking bladet.
  9. Fjerne så mye som mulig av disseksjon mediet hakking disken med en fin spiss Pasteur pipette.
  10. Skivet hjernen 400 µm ved hjelp av en vev helikopter i 50% hakking fart og kraft.
    Merk: Det er svært viktig at dette trinnet er gjort så raskt som mulig som hjernevev ikke er neddykket i disseksjon medium.
  11. Erstatte disseksjon mediet i silikon elastomer-belagt Petriskål med fersk iskald medium.
  12. Når vev chopper er ferdig, nøye dukke hjernevev i frisk disseksjon medium, og overføre kuttet vevet tilbake til 90 mm silikon elastomer-belagt Petriskål bruker rett blad skalpell.
  13. Under en stereomicroscope, forsiktig skille kortikale skiver med fin spiss tang. For hver skive, inspisere hippocampus for morfologi og potensial vevsskade som følge av dissection eller kutting.
  14. Skill hippocampi fra entorhinal cortex og fimbria fin spiss tang og liten Vannas saks. Vanligvis genereres rundt 6 til 8 hippocampus skiver per halvkule.
  15. Overføre opptil 6 hippocampus skiver til en vev kultur setter med et kutt Pasteur pipette og sted den inne en 35 mm Petri rett. Kontroller at sektorene er spredt noen millimeter fra hverandre (Dette sikrer hver skive kan avbildes individuelt).
  16. Straks legge iskald "vekst medium" nederst på hver Petriskål, under vev kultur innsatsen, like nedenfor toppen av vev kultur sett rim.
    Merk: Vekstmediet inneholder 50% Minimum viktig middels Eagle, 25% Hanks' balansert salt løsning, 25% hest serum, 5 mg/mL D-glukose, 2 mmol/L L-glutamin, 1% antibiotika-antimycotic løsning og 10 mmol/L HEPES, titreres til pH 7.2 med natriumhydroksid.
  17. Endre vekstmediet dagen etter dissection og deretter hver 2 til 3 dager etterpå (bruk vekst medium på 37 ° C). Kontroller at vekstmediet er lagt i tilstrekkelig, men ikke så mye at den flyter over vev kultur sett inn membranen, noe som kan kompromittere levedyktigheten til vev skiver.
  18. Hold vev skiver i en fuktet inkubator på 37 ° C med 5% karbondioksid i luften i 12 til 14 dager før brukes i eksperimenter.

2. forberedelse hippocampus Organotypic sektorene for eksperimentell Blast TBI protokollen

Merk: Alle trinnene i denne delen, unntatt bildebehandling, finner sted i laminær strømning vev kultur hette.

  1. Sett inn skreddersydd rustfritt stål ringene i en 6 godt plate (én per godt).
    Merknader: Ringene har rim med et hakk (som skal sitte i 12 o'clock posisjon), og passer perfekt inn i brønner, mens vev kultur setter passer lett i denne rim. Kontroller at ringene er vasket med bakteriedrepende desinfeksjonsmiddel, grundig skylt med renset vann, autoklaveres og avkjøles på forhånd.
  2. Fyll av 6-vel platen med forvarmes (37 ° C) serum-free "eksperimentelle medium" med propidium iodide.
    Merk: Eksperimentell medium med propidium iodide er: 75% Minimum viktig middels Eagle, 25% Hanks' balansert salt løsning, 5 mg/mL D-glukose, 2 mmol/L L-glutamin, 1% antibiotika-antimycotic løsning, 10 mmol/L HEPES og 4,5 µmol/L propidium iodide, titrerte pH til 7.2 med natriumhydroksid.
  3. Kontroller at nivået av mediet ikke nå over i hakket til ringen. Overføre 6-vel platen med ringene tilbake til inkubator 1t å sikre at mediet er på 37 ° C umiddelbart før vev kultur skivene overføres.
  4. Overføre vev kultur skivene med organotypic skiver fra 35 mm Petri retter i 6-vel platen med ringene og eksperimentelle medium med tang.
  5. Gjøre en prikk på Sett inn felgen i 3 o'clock posisjon med en permanent markør penn.
    Merk: Skivene skal fjernes fra 6-vel platen under eksperimentet og dette trinnet forenkler tilbake innsatsen til utgangsstillingen etter sjokkbølgen eksponering og lett holde oversikt over hver skive i protokollen.
  6. Merk hver 6-vel plate med et unikt navn og dato og lage kart av av hver plate, navngi hver brønn (f.eks., A, B, C, osv.) og hver skive i hver brønn (f.eks., 1, 2, 3, osv.), slik at hver skive har en unik identifikator ( f.eks., A1, A2, A3, etc.).
  7. Overføre 6-vel platen til inkubator 1t å sikre skiver på 37 ° C umiddelbart før bildebehandling.
    Merk: Unngå overløp av medium eller luftbobler under vev kultur sett membran, som kunne kompromittere levedyktigheten til skiver.
  8. 1 h etter overføring til eksperimentelle middels, bilde hver skive individuelt bruker fluorescens mikroskop (2 X mål, NA 0,06) med et passende eksitasjon (BP 535/50 nm) og utslipp (LP 610 nm) filter for å vurdere skive helse før skaden protokollen utføres.
    Merknader: Skiver som viser områder av tett røde flekker på dette stadiet bør vurderes å presentere kompromittert levedyktighet og skal ekskluderes fra videre analyse (Dette representerer vanligvis mindre enn 10% av det totale antallet skiver generert). Sikre at imaging er utført en sekvensiell måte og så raskt som mulig for å minimere tiden det sektorene er utenfor inkubator (vanligvis 6 brønner skal ta like under 30 min bildet).
  9. Holde lokket på 6-vel platen hele tiden. Noen kondens kan bygge opp på innsiden av lokket. Hvis dette skjer, kort bruk hårføner på lav innstilling.
  10. Kontroller at alle tenkelig forhold er identiske på ulike dager og mellom eksperimenter.
    Merk: Målet med imaging er å tallfeste vev fluorescens, derav denne steg er betydelig å sikre reproduserbarhet av resultater og tillate sammenligning av dataene innhentet.

3. neddykking og Transport av vev kultur setter inn med hippocampus Organotypic skiver

  1. Umiddelbart etter bildebehandling, i laminær strømning hette, ta en vev kultur setter inn av 6-vel platen ved hjelp av pinsett.
  2. Nøye frikirkelige overføring setter et sterilt polyetylen vesken (3 x 5 tommer) før fylt med 20 mL av varm (37 ° C) eksperimentelle medium fersk 95% oksygen og 5% karbondioksid.
    Merk: Kontroller at oksygen og karbondioksid beriket eksperimentelle mediet var boblet i minst 40 min med 95% oksygen og 5% karbondioksid bruker en scintered-glass bubbler inne en Dreschel flaske og overført til sterilt polyetylen poser i en laminær strømning vev kultur hette med en 20 mL sprøyte med en bakteriefilteret og et sterilt fylling rør (127 mm) festet. Tette sekkene umiddelbart og overføre dem til en 37 ° C inkubator for minst 1 time før vev kultur setter overføring.
  3. Kontroller at hver sterilt pose er korrekt merket (med plate og godt identifikasjon). Gjenta dette trinnet for hver vev kultur innsatsen. Ekskludere luftbobler nøye på tetting sterile poser (gjort skikkelig ved å vri toppen av poser og ved å bruke en plast klemme).
  4. Tilbake sterile poser med vev kultur skivene og 6-vel platene med eksperimentelle medium i 37 ° C inkubator.
  5. Etter 1 h, nøye pakke sterile poser med vev kultur skivene i plast bokser i en thermo-regulert boks fylt med de-ionisert vann på 37 ° C for å holde organotypic skiver på fysiologiske temperatur i hele sjokkbølgen eksponering protokollen.

4. forberedelse av sjokk Tube og hippocampus Organotypic skive sjokkbølgen eksponering

  1. Slitasje stål-toe beskyttende støvler, en laboratoriet frakk og hansker under utarbeidelsen av sjokk røret og sjokkbølgen eksponering.
  2. Bolt sterilt bag holderen rammen til sjokk tube distale flensen, sikre at de sentrale hullet er på linje med sjokk tube stikkontakt (med blanking stang).
  3. Montere to press transdusere radielt: sensor 1, i den midtre delen av drevet delen og sensor 2 i distale flensen av sjokk tube (figur 1A). Koble press måleomformerne til et oscilloskop gjennom en gjeldende kilde-strømforsyning.
  4. Kontroller at alle sjokk tube utgivelsen ventiler og flyt kontroller er lukket.
  5. Åpne ekstern trykkluft linjen og lade magnetventil 2,5 bar.
  6. Åpne trykkluft sylinder sikkerhetsventil og åpne sakte trykkregulatoren for å øke presset til ca 5 bar.
    Merk: Trykket satt for dette regulator skal ligge litt over den høyeste membranen sprengning press.
  7. Forberede stråling av skjæring 23 µm tykke polyester ark i 10 x 10 cm2 ruter. Forberede håndtakene med autoklav tape og lime dem på toppen og bunnen av hver membran.
  8. Plasser en membran (enkelt spor av den doble breech - enkelt membran konfigurasjon) eller to membraner (begge sporene av den doble breech - trykk konfigurasjon) i breech (figur 1B).
  9. Midtstille stråling, og klemme dem bruker fire M24 bolter og muttere, festet dem sekvensielt i en diagonalt symmetrisk måte, og at stråling rynkefri.
  10. Klemme hver sterilt pose enkeltvis i vertikal posisjon på holderen rammen, sikre at overflaten av vev kultur skivene med organotypic hippocampus sektorene står overfor sjokk tube stikkontakten og vev kultur innsatsen midtstilles inni den sterile veske (figur 1 c). Kontroller at sterilt posen er sikkert festet rundt for å sikre fast og selv immobilisering.
  11. Bruk øret forsvarere og sikkerhet briller når presse sjokk røret. Slå på den gjeldende kilde-strømforsyning og oscilloskop å erverve sjokkbølgen dataene (oppkjøpet hastighet på 50 mega-prøver/s og registrere lengde 20 ms, 1 million poeng) og lukke magnetventil.
  12. Bruker kontrollknappen flyt på kontrollpanelet sjokk rør, sakte pressurize delen driveren volum av sjokk rør for enkelt membran konfigurasjon eller både delen driveren volum og dobbel breech delen av sjokk rør for Trykk konfigurasjon.
    Merk: For enkelt membran konfigurasjon burst trykket avhenger bare membran materialet og tykkelse og membran vil brudd spontant når materialet sprengning press er nådd. For Trykk konfigurasjon, sprengning trykket vil også avhenge av gasstrykket differensial både driveren og dobbel breech chambers og for stråling å briste på en kontrollert måte, dobbel breech sikkerhetsventil åpnes manuelt når målet presset er nådd.
  13. Så snart membranen raskt brudd (produsere en høy lyd), Lukk trykkluft flyten bruker flyt knott og åpne magnetventil.
    Merk: Det totale volumet av delen driveren kan endres ved innsetting av blanking segmenter, slik at en rekke sjokkbølge peak overtrykk og varigheter innhentes. Den ideelle kombinasjonen av sjokk bølge bør være nok til å skade vev, men ikke så høyt at det forårsaker vev kultur insert eller sterilt bag forvrengning eller brudd.
  14. Utsette hver sterilt pose med en vev kultur inn til en enkelt sjokk rør og returnere umiddelbart til boksen thermo-regulert før en ny sterilt bag er tatt fra boksen og festet på holderen rammen. Kontroller at trinn 4.10-4.14 utføres jevnt og raskt som mulig (innen få minutter) for å hindre den eksperimentelle middels kjøling ned, som temperaturer under 37 ° C kan forstyrre skade utvikling.
  15. Når alle vev kultur innsatser har blitt utsatt en sjokkbølge (eller humbug protokollen), returnerer vev kultur skivene til opprinnelige 6-vel plate og de godt (innenfor laminær strømning vev kultur hette) og tilbake til inkubator.
  16. Hold 6-vel platen i inkubator med 5% karbondioksid i luften på 37 ° C før videre imaging.
  17. Ta med humbug kontroller for hvert eksperiment, sammen med SKIVE sjokkbølgen eksponering.
    Merk: Humbug skiver blir behandlet identisk i sektorene utsatt for et sjokk bølge (forseglet i sterile poser med eksperimentelle medium, transportert til sjokk tube laboratoriet i samme thermo-regulert boks og suspendert på metallramme en tilsvarende periode tid) men sjokket tube aktiveres ikke.

5. hippocampus Organotypic skive skade kvantifisering

  1. Bilde skiver på 24 timer, 48 timer og 72 h, som beskrevet i fremgangsmåten 2.8 og 2.9.
  2. Etter bildebehandling på 72 h innlegget sjokkbølgen eksponering, forkaste vev følgende lokale biologisk avfall protokoller og desinfisere og autoklav metall ringer.

Representative Results

Sjokk røret brukes i denne metoden tillater generering av overtrykk transienter som simulerer virkelige åpne feltet eksplosjoner modellert av Friedlander funksjon7,8. Overlyds sjokkbølger med en hastighet på 440 m/s (Mach 1.3) ble innhentet (figur 2A). Bølgeform data rapportert er fra sensor 2, plassert radielt på slutten av avsnittet drevet av sjokk røret.

Ved hjelp av protokollen som er beskrevet ovenfor, utvikle organotypic hippocampus skive kulturer utsettes for et enkelt sjokk bølge (figur 2A) betydelig skade kvantifisert bruker propidium iodide, en svært polar fluorescerende farge som bare trenger cellene med kompromittert mobilnettet membraner24,25 (figur 2B, C).

Selv under optimale forhold og konsekvent til andre OHSC publisert modeller21,22, det er et lavt nivå av bakgrunnen propidium iodide fluorescens skyldes, delvis, å mindre skade som følge av den iboende vev manipulasjoner ( som media endringer under kultur periode eller fjerning fra inkubator for bildebehandling). Dette blast TBI protokollen innebærer betydelig manipulasjon som inkluderer neddykking sektorene i medium i sterile poser og en betydelig grad av behandling under sjokkbølgen eksponering protokollen (f.eks., clamping sterile poser til den holderen rammen). Men hvis alle trinnene utføres nøye, dette ytterligere manipulasjon har ikke innvirkning på underliggende helsen til OHSC som ikke er signifikante forskjeller ble sett mellom en kontrollgruppe skiver holdt i 6-vel platene til alle tider (dvs., skivene ikke senkes eller behandlet) og gruppen humbug, som inkluderte skiver som ble neddykket i sterile poser festet til sjokk røret (figur 2B).

De to sjokkbølger valgt, 50 kPa og 55 kPa peak overtrykk, produsert betydelig (p < 0,05 og p < 0,0001, henholdsvis) og reproduserbar skade sammenlignet med uskadet humbug skiver på alle tidspunkt etter eksplosjon eksponering protokoll (figur 2B) uten å forårsake skade på vev kultur skivene eller sterile poser. For å fastslå følsomheten av modellen som små forskjeller i peak-overtrykk, besluttet vi å velge verdier som var annerledes med ~ 10%. Disse resultatene viser også at, som forventet, skaden skyldes 55 kPa er høyere enn etter et 50 kPa sjokk bølge.

Dataene uttrykkes som gjennomsnittlig ± standard feil av gjsnitt. Betydning ble vurdert ved hjelp av en 2-veis gjentatte measures analyse av varians bruker Holm-Sidak legge hoc test. Faktor 1 ble gruppen (kontroll, humbug, blast) faktor 2 ble etter skaden (-1 h, 24 timer, 48 timer og 72 h), hvor faktor 1 ble gjentatt faktoren. Justering av p verdien for flere sammenligninger ble brukt. P -verdier av mindre enn 0.05 ble tatt for å indikere en betydelig forskjell mellom grupper. Statistiske tester ble gjennomført med en grafer og statistikk programvarepakke.

Figure 1
Figur 1: skjematisk av sjokk tube enheten med sterilt bag holderen rammen. (A). sjokk røret er en 3.8 m lang rustfritt stål rør, laget av tre 1,22 m lange deler, pakninger og flenser, med et indre diameter på 59 mm. (B) innfelt viser dobbelt breech forsamlingen. En eller to Mylar membraner kan være festet i forsamlingen med segl av gummi o-ringer. (C) Sterile bag holderen rammen. Selve rammen består av to metallplater med et sentrert runde hull (59 mm diameter) som justerer med sjokk tube stikkontakt. To tynne (4 mm) ark med silikon er montert mellom de to metallplater. Formålet med disse er å gi en selv og ikke-glatt overflate til sterile poser. Avstanden mellom posen og utløpet av sjokk røret er 7 cm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: typisk shockwave og skade i organotypic hippocampus skjær kulturer. (A) representativt eksempel på sjokkbølgen får 23 µm tykke polyester film, 2,16 burst press, 55 kPa peak overtrykk, 0.4 ms positive bølgen varighet, 10.1 kPa·ms impuls. Bølgeform data Hentet fra sensoren 2 radielt montert på distale flensen av sjokk røret drevet delen. Sjokkbølge hastigheten var 440 m/s (Mach 1.3). (B) utvikling av skaden er proporsjonal med intensiteten av sjokk bølge. Både 50 kPa og 55 kPa peak overtrykk sjokkbølger forårsaket betydelige skader som ble utviklet av 72 h protokollen sammenlignet med gruppen humbug. Skaden skyldes en 55 kPa peak overtrykk bølge eksponering var betydelig høyere enn etter 50 kPa på 48 h var og 72 h. humbug stykker ble behandlet identisk til blast skiver sjokk røret men ikke. Kontroll stykker ble opprettholdt i 6 bra plater i en inkubator uten manipulasjon. Barer representerer mener verdier og feilfelt er standardfeil (n = 7, kontroller, n = 48, humbug, n = 30, blast 50 kPa; n = 51, blast 55 kPa; n = antall sektorer, fra 6 separate forsøk). * p < 0,05, *p < 0,0001 sammenlignet med humbug. # p < 0,05, #p < 0,01 sammenlignet med blast 55 kPa. (C) representant propidium iodide fluorescens bilder av organotypic skivene (jeg) humbug, (ii) blast 50 kPa og (iii) blast 55 kPa grupper på 72 h etter skader. Humbug stykket viser lave nivåer av fluorescens, dvs., skade, og vindkast eksponert skiver viser høye nivåer av diffus skade, mer uttalt på 55 kPa peak overtrykk utsatt sektoren (skala bar = 500 µm). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Discussion

Blant alle mekanismer for skader forbundet med blast TBI (Primær, sekundær og tertiær eksplosjon skader mekanismer), primære eksplosjon skader er unik for blast traumer og det er den minst forståtte av blast-assosiert mekanismer1,2 . Romanen protokollen beskrevet her ble utviklet for å studere primære blast TBI bruker en åpent sjokk tube for å avsløre i vitro musen hippocampus skive kulturer til et enkelt sjokk bølge med en enkel og rask protokoll som tillater etablering av en reproduserbar primære blast TBI med en høy gjennomstrømning.

Første i vitro primære blast TBI modeller brukt hydrostatisk trykkbølger celler26,27. Men modell press utdataene ikke funksjonen Friedlander som varigheten av en hydrostatisk trykk puls var mye lengre enn luftbårne blast overtrykk bølger13. Karakteristiske Friedlander funksjonen kan lett modellert i laboratoriet ved hjelp sjokk tube1,8. Sjokk røret kan produsere sjokkbølger som simulerer virkelige åpne feltet eksplosjoner i en konvensjonell laboratoriemiljø, stund tillater presis kontroll av bølge parametere, for eksempel peak overtrykk, positive bølgen varighet og impuls, ved å variere de membran materiale og tykkelse, og driver volume8,28,29.

Enkel i vitro modeller som cellekulturer vanligvis ikke heterogenitet celletyper og synaptic tilkobling30. Effekten av blast på i vitro hjernecelle 'spheroids' omfatter ulike celletyper har nylig vært undersøkt31. Videre undersøkelser av disse interessante forberedelser er fortjent; men er det ikke klart hvordan mobilnettet organisasjonen og tilkobling gjenspeiler intakt hjernen. OHSC er en godt etablert i vitro eksperimentell modell23,32, er enkle å kultur og deres tredimensjonale vev cytoarchitecture, celledifferensiering og synaptic tilkobling er godt bevart og veldig ligner på den i vivo33,34,35,36. OHSCs representerer et middels nivå av kompleksitet mellom cellekultur og en i vivo model23,32. OHSCs har vist seg å reprodusere i vitro patologisk nevrodegenerative cascades sett i vivo modeller og har vært veldig nyttig i screening av potensielle neuroprotective narkotika og forstå deres mekanismer av handlingen17,21,22,37,38. Til slutt anatomiske området studert, hippocampus, er svært relevant i translational studier for TBI, denne regionen er ofte skadet i TBI pasienter39,40,41. OHSC har blitt brukt til modell eksplosjon TBI28,42,43,44, men vår modell er relativt enkel og kan være tilpasset eksisterende sjokk-rør i enten vannrett eller loddrett konfigurasjoner uten kompliserte tilpasninger.

OHSC kan holdes i kulturen i mange dager, som muliggjør etterforskningen av biologiske prosesser over tid34. I denne modellen, vev skade som skyldes sjokkbølgen eksponering ble målt daglig over tre dager, etter eksplosjon eksponering bruker propidium iodide, en veletablert markør for celleskader. Propidium iodide er en talt ikke toksisk svært polar fargestoff som trenger cellene med kompromittert mobilnettet membraner, hvor det binder seg til nucleic syrer og utstillinger en karakteristisk lyse røde fluorescens24,25,45. Fluorescens målt med propidium iodide har vist å ha en god sammenheng med skadet celletall bruker Nissl flekker46,47.

Gitt at skaden produsert i denne modellen var diffus (figur 2C), ble fluorescens av hele stykket målt når du utfører analysen, ligner på tidligere publisert arbeid i andre hjernen skade paradigmer21,22 , i stedet for å bruke bestemte regioner, som har vært gjort i andre i vitro blast TBI modeller28,43,44,48. Global tilnærming brukes i modellen beskrevet i denne artikkelen eliminerer potensielle variasjon som er innført når skisserte definerte områder av interesse og gir en mer helhetlig bilde av blast-relaterte skader. Både sjokkbølge peak overpressures, 50 kPa og 55 kPa, produsert signifikant (p < 0,05 og p < 0,0001, henholdsvis) skade sammenlignet med humbug skiver (figur 2B). Som forventet, sjokkbølgen med høyeste topp overtrykk, produsert 55 kPa, mer skade enn 50 kPa bølgen. I en i vitro modell med isolert hjernen utsatt vev direkte for en shockwave, hvor nøyaktig skalere hele organismen eller et menneske er ikke enkel. Likevel er trykkbølger vi innenfor området for topp overpressures observert i felt, vanligvis 50-1000 kPa8,49.

For å opprettholde OHSC utsatt for fysiologiske temperatur og nivåer av oksygen og karbondioksid, samtidig var fri fra forurensning gjennom sjokkbølgen eksponering protokollen, ble vev kultur skivene forseglet i sterilt polyetylen poser etter en steril teknikk, neddykket i eksperimentell medium varmet til 37 ° C og ferske frikirkelige 95% oksygen og 5% karbondioksid, på samme måte som tidligere utgitte verk28,43,44 ,48. I motsetning til disse modellene der komplekse enheter ble brukt til å holde de sterile posene under sjokkbølgen eksponering, i denne protokollen, ble en enkel og rask metode brukt til å suspendere OHSC vev kultur skivene foran sjokk tube uttaket (figur 1A, C ). Modellen beskrevet i denne hvitboken tillater rask behandling og høy gjennomstrømning, samtidig som risikoen for nedkjøling. Disse aspektene er spesielt relevant for neuroprotection studier at noen terapeutisk intervensjon kan ha en svært begrenset tidsvindu av potensielle programmet etter TBI. Denne romanen sjokkbølgen eksponering protokollen lar 6 til 9 vev kultur setter inn (vanligvis 36 til 54 hippocampus organotypic vev skiver) for å bli utsatt for et sjokk bølge i et kort tidsrom (ca 1 h).

OHSCs krever god steril teknikk hele. Det er viktig å bruke en steril laminær strømning hette dyrking og ved overføring til sterile poser for blast. For å gjennomføre skive avbilding under aseptiske forhold med lokkene av 6-vel platene på plass, bruker vi skreddersydde metall ringer for å heve celle kultur skivene til fokalplanet av mikroskopet. En viktig del av vår protokollen er at vi inkluderer uskadet humbug skiver i hvert eksperiment. Humbug skiver blir behandlet identisk til blast skiver med unntak at ikke aktiveres sjokk-røret; et annet viktig skritt er at alle sektorer er fotografert 1t før skade eller humbug behandling, slik at helsen til befolkningen i skiver brukes er identisk (figur 2B).

I tillegg til kvantifisere celle skade i skiver over tid, kan vevet være fast ved slutten av forsøket for konvensjonelle immunohistochemistry50. Vi og evaluering metoden bruker musen hippocampus skiver. Imidlertid kan våre teknikk være enkelt tilpasses til å bruke andre vev som kan dyrkes i kultur, som ryggmargen, netthinnen, lunge eller epitel vev. I dette papiret og våre tidligere arbeid med modellen undersøkte vi bare effekten av eksponering for et eneste skudd. Men ville modellen være godt egnet til å undersøke effekten av gjentatt lavnivå støt på hjernen eller andre vev. OHSCs kan holdes i kultur for mange uker eller måneder, slik at kroniske virkninger undersøkes.

In vitro modeller, blir enklere enn i vivo modeller, har en høyere frekvens, er billigere og eksperimenter kan vanligvis gjennomføres i en kortere tid skala17. Men resultatene bruker i vitro modeller må valideres i dyremodeller i vitro kultivert vev er holdt i kunstig miljø og svarer til skade annerledes fra hva de ville i vivo17. Likevel, i vitro modeller har vært svært verdifulle i økt vår forståelse av hjernen skade cascades og i screening neuroprotective stoffer før bruk av mer komplekse i vivo modeller17,22 , 51 , 52. til tross for de mange fordelene som tilbys av denne modellen, er det viktig å merke seg at i vitro modeller mangler nøkkelen vise egenskaper av TBI stede i dyr og i vivo modeller, for eksempel effekter på karsystemet, økt intrakranielt Trykk, systemisk immunrespons og funksjonelle atferdsmessige svekkelse, som fremhever behovet for å validere resultatene i i vitro modeller i hele dyret. I vitro modeller som modellen beskrevet i denne hvitboken er imidlertid svært nyttig translationally relevante vitenskapelige verktøy.

Avslutningsvis beskriver dette verket en enkel og grei romanen metode der mus organotypic hippocampus vev kulturer er utsatt for tett kontrollert og reproduserbar virkelige relevante sjokkbølger bruker et laboratorium sjokk rør. Den globale skaden, som ble kvantifisert bruker propidium iodide, merketråd veletablerte celle skade, er svært reproduserbar og er proporsjonal med topp overtrykk av sjokkbølger brukes.

Disclosures

Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser.

Acknowledgments

Støttet av: Royal senter for forsvar medisin, Birmingham, Storbritannia, Royal britiske Legion senter for Blast skade studier, Imperial College London, Storbritannia. Medisinsk Forskningsråd, London, Storbritannia (MC_PC_13064; MR/N027736/1). Gass sikkerheten stoler, London, Storbritannia. Rita Campos-Pires var en doktorgrad trening-pris fra Fundação para en Ciência e en Tecnologia, Lisboa, Portugal. Katie Harris var mottakeren av en PhD studentship fra den Westminster medisinsk skolen Research Trust, London, Storbritannia.

Denne modellen ble utviklet med støtte fra den kongelige britiske Legion sentrum for Blast skade studier (RBLCBIS) ved Imperial College. Vi ønsker å erkjenne økonomisk støtte av den kongelige britiske Legion. Forskere interessert i samarbeid eller nærmere kan kontakte forfatterne eller RBLCBIS.

Vi takker Dr. Amarjit Samra, direktør for forskning, treningssenter for forsvar medisin, Birmingham, Storbritannia, for å støtte dette arbeidet, Scott Armstrong, avdeling av kirurgi og kreft, Imperial College London, for å få hjelp med foreløpig eksperimenter , Theofano Eftaxiopolou, Hari Arora & Luz Ngoc Nguyen, Institutt for bioteknologi Imperial College London, og William Proud, avdeling for fysikk Imperial College London for råd om sjokk-røret, Raquel Yustos, forskning tekniker, avdeling Biovitenskap, Imperial College London for teknisk støtte, Paul Brown MBE, utdanningsansvarlig og Steve Nelson, workshop tekniker, ringer Institutt for fysikk, Imperial College London, for å gjøre metall, Neal Powell av Institutt for fysikk, Imperial College London for kunstverk.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Geys balanced salt solution Sigma UK G9779
D-glucose Sigma UK G8270
Antibiotic/antimycotic Sigma UK A5955
Minimum essential medium Eagle Sigma UK M4655
Hanks balanced salt solution Sigma UK H9269
Horse serum Sigma UK H1138
L-glutamine Sigma UK G7513
HEPES VWR Prolabo, Belgium 441476L
Sodium hydroxide Sigma UK S-0945
Tissue culture inserts Millicell CM 30 mm low height Millipore PICM ORG 50
6-well plates NUNC, Denmark 140675
Propidium iodide Sigma UK P4864
Sterile polyethylene bags - Twirl'em sterile sample bags Fisherbrand 01-002-30
Portex Avon Kwill Filling Tube 5" (127 mm) Smiths Medical Supplies E910
Epifluorescence microscope NIKON Eclipse 80i, UK
Microscope objective Nikon Plan UW magn. 2x, NA 0.06, WC 7.5 mm
Microscope filter Nikon G-2B (longpass emission)
Mylar electrical insulating film, 304 mm x 200 mm x 0.023 mm RS Components UK 785-0782
Pressure transducer Dytran Instruments Inc. 2300V1
Tissue chopper Mickle Laboratory Engineering Co., Guildford, Surrey, United Kingdom. Mcllwain tissue chopper
Silicone elastomer Dow Corning, USA Sylgard 184
Graphing & statistics software GraphPad Software, USA Prism 7.0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Risling, M., Davidsson, J. Experimental animal models for studies on the mechanisms of blast-induced neurotrauma. Frontiers in Neurology. 3, 30 (2012).
  2. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: insights from shock-wave research. Journal of Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  3. Goldstein, L. E., McKee, A. C., Stanton, P. K. Considerations for animal models of blast-related traumatic brain injury and chronic traumatic encephalopathy. Alzheimer's Research & Therapy. 6 (5), 64 (2014).
  4. Rona, R. J., et al. Mild traumatic brain injury in UK military personnel returning from Afghanistan and Iraq: cohort and cross-sectional analyses. Journal of Head Trauma and Rehabilitation. 27 (1), 33-44 (2012).
  5. Terrio, H., et al. Traumatic brain injury screening: preliminary findings in a US Army Brigade Combat Team. Journal of Head Trauma and Rehabilitation. 24 (1), 14-23 (2009).
  6. Elder, G. A., Stone, J. R., Ahlers, S. T. Effects of low-level blast exposure on the nervous system: is there really a controversy. Frontiers in Neurology. 5, 269 (2014).
  7. Ling, G., Bandak, F., Armonda, R., Grant, G., Ecklund, J. Explosive blast neurotrauma. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 815-825 (2009).
  8. Bass, C. R., et al. Brain injuries from blast. Annals of Biomedical Engineering. 40 (1), 185-202 (2012).
  9. Young, L. A., Rule, G. T., Bocchieri, R. T., Burns, J. M. Biophysical mechanisms of traumatic brain injuries. Seminars in Neurology. 35 (1), 5-11 (2015).
  10. Wolf, S. J., Bebarta, V. S., Bonnett, C. J., Pons, P. T., Cantrill, S. V. Blast injuries. Lancet. 374 (9687), 405-415 (2009).
  11. Kluger, Y., Nimrod, A., Biderman, P., Mayo, A., Sorkin, P. The quinary pattern of blast injury. American Journal of Disaster Medicine. 2 (1), 21-25 (2007).
  12. Champion, H. R., Holcomb, J. B., Young, L. A. Injuries from explosions: physics, biophysics, pathology, and required research focus. Journal of Trauma: Injury, Infection, and Critical. 66 (5), 1468-1477 (2009).
  13. Chen, Y. C., Smith, D. H., Meaney, D. F. In-vitro approaches for studying blast-induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 861-876 (2009).
  14. Edwards, D. S., Clasper, J. Blast Injury Science and Engineering: A Guide for Clinicians and Researchers. Bull, A. M. J., Clasper, J., Mahoney, P. F. , Springer International Publishing. 87-104 (2016).
  15. Kirkman, E., Watts, S., Cooper, G. Blast injury research models. Philosophical Translations of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1562), 144-159 (2011).
  16. Hicks, R. R., Fertig, S. J., Desrocher, R. E., Koroshetz, W. J., Pancrazio, J. J. Neurological effects of blast injury. J Trauma. 68 (5), 1257-1263 (2010).
  17. Morrison, B., Elkin, B. S. 3rd, Dolle, J. P., Yarmush, M. L. In vitro models of traumatic brain injury. Annual Reviews of Biomedical Engineering. 13, 91-126 (2011).
  18. Johnson, V. E., Meaney, D. F., Cullen, D. K., Smith, D. H. Animal models of traumatic brain injury. Handbook of Clinical Neurology. , 115-128 (2015).
  19. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  20. Morganti-Kossmann, M. C., Yan, E., Bye, N. Animal models of traumatic brain injury: is there an optimal model to reproduce human brain injury in the laboratory? Injury. 41, Suppl 1. S10-S13 (2010).
  21. Banks, P., Franks, N. P., Dickinson, R. Competitive inhibition at the glycine site of the N-methyl-D-aspartate receptor mediates xenon neuroprotection against hypoxia-ischemia. Anesthesiology. 112 (3), 614-622 (2010).
  22. Harris, K., et al. Neuroprotection against traumatic brain injury by xenon, but not argon, is mediated by inhibition at the N-methyl-D-aspartate receptor glycine site. Anesthesiology. 119 (5), 1137-1148 (2013).
  23. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neuroscience Methods. 37 (2), 173-182 (1991).
  24. Noraberg, J., Kristensen, B. W., Zimmer, J. Markers for neuronal degeneration in organotypic slice cultures. Brain Research Protocols. 3 (3), 278-290 (1999).
  25. Macklis, J. D., Madison, R. D. Progressive incorporation of propidium iodide in cultured mouse neurons correlates with declining electrophysiological status: a fluorescence scale of membrane integrity. Journal of Neuroscience Methods. 31 (1), 43-46 (1990).
  26. Salvador-Silva, M., et al. Responses and signaling pathways in human optic nerve head astrocytes exposed to hydrostatic pressure in vitro. Glia. 45 (4), 364-377 (2004).
  27. Howard, D., Sturtevant, B. In vitro study of the mechanical effects of shock-wave lithotripsy. Ultrasound Medical Biology. 23 (7), 1107-1122 (1997).
  28. Effgen, G. B., et al. A Multiscale Approach to Blast Neurotrauma Modeling: Part II: Methodology for Inducing Blast Injury to in vitro Models. Front Neurol. 3, 23 (2012).
  29. Nguyen, T. T. The characterisation of a shock tube system for blast injury studies. , Imperial College London. PhD Thesis (2016).
  30. Noraberg, J., et al. Organotypic hippocampal slice cultures for studies of brain damage, neuroprotection and neurorepair. Current Drug Targets CNS and Neurological Disorders. 4 (4), 435-452 (2005).
  31. Sawyer, T. W., et al. Investigations of primary blast-induced traumatic brain injury. Shock Waves. 28 (1), 85-99 (2017).
  32. Gahwiler, B. H. Organotypic monolayer cultures of nervous tissue. Journal of Neuroscience Methods. 4 (4), 329-342 (1981).
  33. Gahwiler, B. H., Capogna, M., Debanne, D., McKinney, R. A., Thompson, S. M. Organotypic slice cultures: a technique has come of age. Trends in Neuroscience. 20 (10), 471-477 (1997).
  34. De Simoni, A., Yu, L. M. Preparation of organotypic hippocampal slice cultures: interface method. Nature Protocols. 1 (3), 1439-1445 (2006).
  35. Gogolla, N., Galimberti, I., DePaola, V., Caroni, P. Long-term live imaging of neuronal circuits in organotypic hippocampal slice cultures. Nature Protocols. 1 (3), 1223-1226 (2006).
  36. De Simoni, A., Griesinger, C. B., Edwards, F. A. Development of rat CA1 neurones in acute versus organotypic slices: role of experience in synaptic morphology and activity. Journal of Physiology. 550 (Pt 1), 135-147 (2003).
  37. Sundstrom, L., Morrison, B., Bradley, M. 3rd, Pringle, A. Organotypic cultures as tools for functional screening in the CNS). Drug Discovery Today. 10 (14), 993-1000 (2005).
  38. Cater, H. L., et al. Stretch-induced injury in organotypic hippocampal slice cultures reproduces in vivo post-traumatic neurodegeneration: role of glutamate receptors and voltage-dependent calcium channels. Journal of Neurochemistry. 101 (2), 434-447 (2007).
  39. Atkins, C. M. Decoding hippocampal signaling deficits after traumatic brain injury. Translational Stroke Research. 2 (4), 546-555 (2011).
  40. Bigler, E. D., et al. Hippocampal volume in normal aging and traumatic brain injury. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 11-23 (1997).
  41. Umile, E. M., Sandel, M. E., Alavi, A., Terry, C. M., Plotkin, R. C. Dynamic imaging in mild traumatic brain injury: support for the theory of medial temporal vulnerability. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 83 (11), 1506-1513 (2002).
  42. Effgen, G. B., et al. Primary Blast Exposure Increases Hippocampal Vulnerability to Subsequent Exposure: Reducing Long-Term Potentiation. Journal of Neurotrauma. 33 (20), 1901-1912 (2016).
  43. Effgen, G. B., et al. Isolated primary blast alters neuronal function with minimal cell death in organotypic hippocampal slice cultures. Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1202-1210 (2014).
  44. Vogel Iii, E. W., et al. Isolated Primary Blast Inhibits Long-Term Potentiation in Organotypic Hippocampal Slice Cultures. Journal of Neurotrauma. , (2015).
  45. Vornov, J. J., Tasker, R. C., Coyle, J. T. Direct observation of the agonist-specific regional vulnerability to glutamate, NMDA, and kainate neurotoxicity in organotypic hippocampal cultures. Experimental Neurology. 114 (1), 11-22 (1991).
  46. Cho, S., et al. Spatiotemporal evidence of apoptosis-mediated ischemic injury in organotypic hippocampal slice cultures. Neurochemistry International. 45 (1), 117-127 (2004).
  47. Newell, D. W., Barth, A., Papermaster, V., Malouf, A. T. Glutamate and non-glutamate receptor mediated toxicity caused by oxygen and glucose deprivation in organotypic hippocampal cultures. The Journal of Neuroscience. 15 (11), 7702-7711 (1995).
  48. Miller, A. P., et al. Effects of blast overpressure on neurons and glial cells in rat organotypic hippocampal slice cultures. Frontiers in Neurology. 6, 20 (2015).
  49. Panzer, M. B., Wood, G. W., Bass, C. R. Scaling in neurotrauma: how do we apply animal experiments to people. Experimental Neurology. , 120-126 (2014).
  50. Campos-Pires, R., et al. Xenon Protects against Blast-Induced Traumatic Brain Injury in an In Vitro Model. Journal of Neurotrauma. 35 (8), 1037-1044 (2018).
  51. Coburn, M., Maze, M., Franks, N. P. The neuroprotective effects of xenon and helium in an in vitro model of traumatic brain injury. Critical Care Medicine. 36 (2), 588-595 (2008).
  52. Campos-Pires, R., et al. Xenon improves neurologic outcome and reduces secondary injury following trauma in an in vivo model of traumatic brain injury. Critical Care Medicine. 43 (1), 149-158 (2015).

Tags

Nevrovitenskap problemet 142 Blast traumatisk hjerneskade primære eksplosjon skader blast-indusert Biografiske filmer sjokk rør i vitro modell TBI organotypic hippocampus skive kulturer
Romanen <em>In Vitro</em> modell for Blast traumatisk hjerneskade
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Campos-Pires, R., Yonis, A.,More

Campos-Pires, R., Yonis, A., Macdonald, W., Harris, K., Edge, C. J., Mahoney, P. F., Dickinson, R. A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury. J. Vis. Exp. (142), e58400, doi:10.3791/58400 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter