Summary
Aquí, un protocolo para el aislamiento y la caracterización de CD4+ T-cell se describe subconjuntos de sangre periférica humana. Purificada de CD4+ las células T son analizadas por citometría de flujo para determinar proporciones de subconjuntos de células helper T-folicular.
Abstract
Actividad folicular T aberrante de las células helper (Tfh) es detectable en condiciones autoinmunes y su presencia se asocia con resultados clínicos cuando se analiza el microambiente del nodo de linfa en el linfoma no Hodgkin de células B. Subconjuntos de linfocitos T-folicular (cTfh), el compartimiento de memoria circulantes de Tfh células en la sangre en circulación son también perturbados en la enfermedad y por lo tanto representan potenciales nuevos biomarcadores predictivos. Pruebas basadas en sangre periférica es ventajoso porque es relativamente no invasivo y permite el control serial simple. Este artículo describe un método para aislar CD4+ las células T de sangre humana y posterior análisis mediante citometría de flujo para enumerar las células cTfh y las proporciones de sus diferentes subconjuntos (cTfhPD-1-/ + / hi, cTfh1, 2, 17 y cTfh1/17). El nivel de estos subconjuntos se comparó entonces entre sujetos normales y pacientes con linfoma. Encontramos que el método era suficientemente robusto como para obtener resultados confiables de material paciente habitualmente recogido. La técnica que describimos para el análisis es adaptable fácilmente a célula clasificación y aplicaciones posteriores como RT-PCR.
Introduction
Linfocitos T folicular (Tfh) son un CD4+ subconjunto de células T que fue inicialmente caracterizada en tejidos linfoides1. Estas células expresan PD-1 y receptores de superficie de CXCR5, secretan IL-21 e IL-4 y expresión nuclear del factor de transcripción, BCL-62,3. Como su nombre lo indica, se encuentran en centros germinales y son esenciales para la producción de anticuerpos de alta afinidad1.
Respuestas de Dysregulated Tfh se han implicado en la patogénesis de la enfermedad, especialmente enfermedades autoinmunes, donde promueven la expansión de las células autorreactivas B4. También desempeñan un papel en el microambiente del tumor sólido5,6 y7de cánceres linfoides. Por el contrario, defectos genéticos de proteínas de la superficie esenciales para ESF funcionan como resultado de costimulator (ICOS) de células T inducible en síndromes de inmunodeficiencia humana8. CD4+ CXCR5+ células en sangre periférica se denominan circulantes linfocitos T folicular (cTfh) y se cree que el compartimiento de memoria de Tfh células en los tejidos9. El propósito del método descrito aquí es el análisis de subconjuntos de cTfh siguiendo CD4+ aislamiento de muestras de sangre periférica de la célula.
Se han definido varios subconjuntos de cTfh y la eficiencia con la que proporcionan ayuda de la célula de B difiere de un subconjunto a otro9,10,11,12. Las proporciones relativas de estos subconjuntos se alteran en un número de enfermedades, la mayoría prominente trastorno autoinmunitario en el que hay es casi siempre un aumento relativo en el PD-1 más funcional+ Hola o cTfh2 o cTfh17 los subconjuntos en comparación con los menos PD-1 funcional– o cTfh1 subconjuntos12. La magnitud de estos cambios con frecuencia asociado con parámetros clínicos incluyendo títulos de actividad y autoanticuerpo enfermedad, indicando un papel potencial de la distribución de cTfh subconjunto como un biomarcador pronóstico en la enfermedad, que puede reflejar la actividad de ESF en tejidos linfoides9,12,13,14. Además, tomando muestras de sangre de los participantes es rápida, segura y aceptable y así permite serie de monitoreo para el análisis de progresión de la enfermedad o respuesta a la terapia.
El uso de aislado CD4+ las células T sobre suspensiones de células mononucleares (MPC) de sangre periférica tradicional permite experimentos de citometría de flujo de rendimiento más altos, reduciendo el tiempo necesario para adquirir un número considerable de cTfh células para análisis. Esto es particularmente útil cuando clasificación células de cTfh rara subconjuntos utilizando flujo activada (FACS) de clasificación de la célula. Para ayudar a la eficacia, estas suspensiones pueden ser criopreservadas para habilitar la "dosificación" de muestras a utilizar en el experimento de citometría de flujo. En la prueba, el CD4+ pureza no se redujo por criopreservación.
Mientras que diferentes laboratorios utilizados diferentes marcadores para categorizar cTfh células en las primeras etapas de su descubrimiento, el método presentaron aquí hace uso de un esquema Unificado de dos grupos de marcadores de superficie celular propuesto por Schmidt et al.12, 15 para permitir la identificación simultánea de cTfh y sus subconjuntos reconocidos nueve en una citometría de flujo único experimento.
Como son sólo marcadores de superficie celular, las células no requieren fijación o permeabilización y así pueden permanecer vivas para posteriores estudios funcionales. Esto podría facilitarse mediante clasificación utilizando FACS con el mismo panel de anticuerpos de la célula. Este panel podría ampliarse para incluir otros marcadores, teniendo en cuenta las restricciones del citómetro de flujo se utiliza.
El análisis de experimentos de citometría de flujo de varios colores puede ser difícil debido a la naturaleza inherentemente subjetiva de gating en punto 2 dimensiones de parcelas, sobre todo cuando poblaciones celulares no tienen una distribución bimodal clara en fluorescencia del marcador, como es el caso de las células de la cTfh y sus subconjuntos. Por esta razón, es imprescindible establecer controles efectivos para reducir los artefactos para permitir una mejor resolución de las poblaciones y establecer estrategias que bloquean con confianza. Como tal, diseño del panel de anticuerpos y la puesta en marcha de controles básicos para un flujo cytometry experimentan, es decir, mediante indemnización y FMO controles se detallan en el paso 3.4.2 y 3.4.3,respectively.
Todas las células de la cTfh se definen como CD4+ CXCR5+ CD45RA–. El nivel de expresión del marcador característico de activación de Tfh PD-1 se puede determinar entonces identificar los subconjuntos de PD-1-,+ de PD-1 o PD-1Hola cTfh células. Luego, usando una combinación de los receptores del chemokine CXCR3 y CCR6, que se expresan diferencialmente por Th1 tradicionales 2 o 17 células, cTfh se puede caracterizar como cTfh1, 2 o 17-como por un perfil de CXCR3+ CCR6-, CXCR3– CCR6- y CXCR3– CCR6+, respectivamente.
El panel de anticuerpos utilizado en nuestro laboratorio se muestra en la tabla 1. El usuario tenga que adaptar su selección fluoróforo para tener en cuenta el láser y la configuración de filtros de luz disponible en su citómetro de flujo local.
Las siguientes consideraciones influyen en la elección de fluoróforos. Uso de fluoróforos brillante posible. En particular, utilice los fluoróforos más brillantes disponibles en los marcadores más tenue (menos altamente expresados). Marcadores de dimmer incluyen PD-1, CXCR3 y CCR6 y en menor medida, CXCR5. Específicamente hizo uso de la nueva BB, BV y BUV fluoróforos que brindan excelente luminosidad y permitan así una más fácil resolución de poblaciones distintas de las células.
Extender la selección fluoróforo a través de los espectros de emisión tanto como sea posibles reducir al mínimo solapamiento espectral y así el nivel de compensación requerido. Una herramienta gratis, en línea que puede utilizar para ayudar a diseñar un panel de citometría de flujo se puede encontrar aquí: http://www.bdbioscienes.com/us/s/spectrumviewer. Para ahorrar espacio en el espectro de emisión, se empleó un "canal de descarga" usando un tinte de viabilidad con una longitud de onda de emisión que se superpone con la de APC-H7 (CD45RA conjugado) para permitir la detección y exclusión de ambos muertos o CD45RA+ con un solo detector.
Aquí, se presenta un protocolo para el aislamiento de la sangre periférica CD4+ las células T y su posterior análisis mediante citometría de flujo para determinar las proporciones de la diferentes y recientemente descrito circulación subconjuntos.
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Protocol
Se obtuvieron muestras de sangre de sujetos normales (NS) (n = 12) así como pacientes con linfoma de zona marginal (MZL) (n = 7) y otros tipos de linfoma no Hodgkin de células B (BNHL) (FL 6 pacientes, 2 pacientes de linfoma lymphoplasmacytic y 1 bajo grado de células B no especificado linfoma del no Hodgkin paciente). Se reclutaron pacientes de las clínicas de Hematología en el Royal Infirmary de Leicester después de haber informado, consentimiento por escrito, con la aprobación ética en lugar de todos los estudios. Se obtuvo la aprobación ética de Leicestershire, Northamptonshire y 1 Comité de ética de investigación Rutland, referencia 06/Q2501/122 muestras de pacientes y la autoridad de investigación de salud (HRA) NRES Comité East Midlands-Derby, referencia 14/EM/1176 para sujetos normales.
1. aislamiento de CD4+ T-células de la sangre entera periférica
- Tener sangre periférica fresca (2-15 mL) en tubos con EDTA2K por venopunción estándar y el proceso tan pronto como sea posible para mantener la máxima viabilidad.
Nota: Utilizar estándar de laboratorio equipo de protección personal (abrigo, guantes, gafas) y llevar a cabo el trabajo en una clase de gabinete de bioseguridad II. - Llevar la sangre y los reactivos necesarios (CD4+ enriquecimiento cóctel, 2% fetal bovino suero/tamponada fosfato salino (PBS/FBS), medios de gradiente de densidad y congelación medio si la criopreservación de las células) a temperatura ambiente.
- Mezclar la sangre con un cóctel comercialmente disponible de anticuerpos para el enriquecimiento de humanos CD4+ las células de T. Utilizar 50 μl del reactivo por cada 1 mL de sangre. Utilice un tubo de polipropileno cónico de 50 mL por 5 a 15 mL de sangre.
Nota: Si con 2 a 4 mL de sangre, realizar este paso en un tubo de polipropileno cónica de 14 mL. - Incubar la mezcla a temperatura ambiente durante 20 minutos.
- Diluir la mezcla con un volumen igual de 2% FBS/PBS
-
Capa de esta mezcla diluida en la parte superior los medios de gradiente de densidad poco a poco para evitar molestar a la interfaz y proceder a centrifugación inmediatamente para evitar la difusión de la sangre en el medio de gradiente de densidad.
- Para 2 a 3 mL de sangre, use 3 mL de medio de gradiente de densidad en un tubo de polipropileno cónica de 14 mL, pero para 4 mL de sangre, 4 mL de medio de gradiente de densidad en un tubo de polipropileno cónico 14 mL y de 5 a 15 mL de sangre , usar 15 mL de medio de gradiente de densidad en un tubo de polipropileno cónico de 50 mL.
- Centrifugar la mezcla de capas por 20 min a 1.200 x g con el freno de a 20 ° C.
Nota: Una temperatura debajo de ambiente puede resultar en la contaminación con eritrocitos y granulocitos. Una velocidad más baja hará que el CD4+ proceso de aislamiento al fracaso. Dejando la rotura a disminuirá el rendimiento celular. Utilizar una centrífuga de banco con rotores que pueden cerrarse para evitar aerosoles. - Quitar el enriquecido CD4+ capa de la célula de la interfaz usando una pipeta Pasteur.
Nota: La capa de células enriquecido parecerá un estándar "buffy coat" de las células blanco de nublado, pero como sólo CD4+ células están presentes, esto naturalmente será más pequeño y más difícil de ver. - Agregar 2% FBS/PBS para el CD4+ de las células hasta un volumen total de 10 mL y luego lavar dos veces con el 2% FBS/PBS por centrifugación 10 min a 400 x g durante cada ciclo de lavado.
- Resuspender el precipitado en 2% FBS/PBS y conteo de las células teñidas con un colorante vital (azul de tripán) para determinar el número de células y la viabilidad.
- Paso opcional: suspender 5 x 105 1 x 106 células de congelación medio (10% dimetil sulfóxido en FBS) en alícuotas de 1 mL.
Nota: Pueden alterar los niveles de algunos marcadores de la superficie por criopreservación y descongelación. Por lo tanto, es muy importante que todas las muestras se procesan constantemente. Con el fin de minimizar las diferencias en las variables de análisis, las muestras fueron crio-preservado y por lotes para el análisis en este estudio.
2. citometría de flujo
- Descongelar los criopreservados CD4+ las células rápidamente en un baño de agua a 37 ° C y lavado una vez en precalentado medio (RPMI 1640 + L-glutamina suplementada con 10% FBS y 1 x penicilina-estreptomicina).
- Añadir las células a 9 mL de medio, centrifugar durante 5 min a 400 x g y eliminar el sobrenadante.
- Resuspender las células en 1% albúmina sérica bovina (BSA) en PBS (50 μL) para que cada condición a probar utiliza entre 5 x 105 y 1 x 106 células.
- Las células se mezclan con tampón de tinción (50 μL).
Nota: Brillante mancha búfer evita que varios artefactos de tinción que pueden interferir con el análisis de los datos cuando dos o más manchas BV o BUV se utilizan simultáneamente debido a inherentes propiedades químicas de estos tintes. En condiciones simples o sin mancha, 50 μl de tampón de tinción brillante puede sustituirse por 50 μl de 1% BSA/PBS. - Añadir los anticuerpos a las células (según el "volumen utilizado" columna en tabla 1) e incubar en hielo en la oscuridad durante 30 minutos.
- Lavan las células dos veces en el 1% BSA/PBS por centrifugación durante 3 min a 600 x g , durante cada ciclo de lavado.
- Resuspender en 1% BSA/PBS (400 μL) y transfiéralo a un tubo de adquisición de citometría de flujo.
- Vórtice de las células antes de su adquisición de datos en un citómetro de flujo:
3. instalación y controles de citometría de flujo
- Utilizando una muestra sin manchas, conjunto fotodiodo voltajes para que los linfocitos pueden ser separados de la obvia suciedad y células muertas (eventos con área de scatter (SSC) lado de alta y baja forward scatter (FSC))16. Utilizando solo teñido de muestras, establece fotomultiplicador voltajes (PMT) para que fluorescencia positiva se puede discernir de la fluorescencia del fondo asegurándose de que todos los eventos de caída dentro de la escala perceptible.
Nota: Una mejora sería la trama CV contra voltaje PMT por cada PMT usando granos débilmente fluorescentes para encontrar la tensión mínima para una resolución óptima ("El pico 2" método19). - Cuenta de superposición espectral mediante la generación de una matriz de compensación con manchas solo captura de cuentas. Añadir granos de compensación disponible comercialmente (60 μL) y los granos de control negativo (60 μL) a 1% BSA/PBS (100 μL) y de vórtice.
Nota: Los granos de captura utilizados deben coincidir con la especie hospedadora y el isotipo IgG del anticuerpo se utiliza. La matriz de compensación debe ser re calculada si el número de lote de cualquier tándem tintes cambios, pueden mostrar una variabilidad considerable en sus espectros de emisión entre lotes. - Agregar un solo anticuerpo (20 μl) y vortex.
- Incubar a temperatura ambiente en oscuridad durante 30 minutos.
- Centrifugue a 200 x g durante 10 min y descarte el sobrenadante.
- Resuspender en 1%BSA/PBS (500 μl) y vortex.
- Tomar la muestra con un citómetro de flujo utilizando el generador de la matriz de compensación señalado en el software de adquisición de acuerdo a las instrucciones del fabricante.
- FMO controles para guiar la colocación de puertas de fluorescencia del marcador positivo para tener en cuenta para el derrame del colorante, que es la fuente principal de la fluorescencia de fondo en los experimentos con ≥4 colores16. Siga la tinción de superficie de la célula general del protocolo que se describe en el paso 3, pero para cada condición, omite uno de los fluoróforos en el paso de tinción (donde se omite el CD45RA, también omite la mancha en vivo/muerto). Adquirir 100.000 linfocitos para cada condición.
- Establecer la positividad de la puerta en el ≤0. 5% de las células. Vea la figura 2 para un ejemplo ilustrado de FMO controles.
4. Análisis de datos
- Emplear el software de adquisición de citómetro de flujo para definir un umbral de 5.000 unidades en el parámetro FSC para excluir residuos muy pequeños.
- Utilizar una puerta parar adquirir 10.000 células cTfh (CD4+ CD45RA– CXCR5+).
Nota: El usuario puede recoger más de 10.000 células. Este número fue un compromiso entre la recolección de suficientes células para proporcionar resultados significativos y el tiempo tomado para la colección. - Un área de FSC / SSC-zona punto, dibujar una elipse o polígono puerta para seleccionar la población de linfocitos, mientras que excluyendo desechos y células abiertamente muerto (eventos con SSC-zona alta y zona de FSC bajo).
- Un área de FSC cierre parcela de FSC-anchura punto, dibuje un polígono para seleccionar las células mientras que excluyendo dobletes (dobletes tienen un área mayor pero de anchura similar a las células).
- Un área de FSC / marcador CD45RA y viabilidad punto trama, dibujar una puerta rectangular para seleccionar vivo, CD45RA– (células con una leve fluorescencia para este marcador).
- Un área de FSC / CD4 punto trama, dibujar una puerta rectangular para seleccionar CD4+ (células con una alta fluorescencia de este marcador).
- Con un CD4 / CXCR5 punto trama, dibujar una puerta rectangular para seleccionar CXCR5+ (es decir, cTfh) (células con una alta fluorescencia de este marcador).
- Usando un CXCR3 CCR6 trama de punto, coloque una cuádruple puerta subdividir cTfh células en cTfh1, 2 y 17 (células que son alta y baja para cada marcador).
Nota: Las células con el fenotipo CD4+ CXCR5+ CXCR3+ CCR6+ estan mal caracterizado. Nos referimos a estas células como cTfh1/1718 porque convencional linfocitos T colaboradores (CD4+ CXCR5–) que están haciendo una transición entre Th17 y Th1 Mostrar expresión de CXCR3 y CCR6 y han sido descritos como cTfh1/1719. - Usando un histograma de PD-1, utilice la herramienta de la gama para subdividir las células cTfh (o si se prefiere, el cTfh1 individual, subconjuntos 2, 17 o 1/17) en PD-1-/ + u Hola poblaciones.
Nota: La distinción entre PD-1+ y PD-1Hola no está bien definida en la literatura. El umbral se establece como la misma intensidad de PD-1 necesaria para detectar Tfh bona-fide en suspensiones de linfocito humano amígdala mediante citometría de flujo con el mismo panel de anticuerpos. Alternativamente, un marcador para el OCI puede añadirse al panel de anticuerpos, como sólo PD1Hola células son ICOS+.
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Representative Results
Alta CD4+ pureza fue alcanzada usando el CD4+ protocolo de aislamiento, que era confiable a través de todas las muestras de sangre probados por nosotros (significa: 96,6%, SD: 2.38, n = 31) (figura 3).
Identificación de cTfh (CD4+ CXCR5+ células) en un sujeto normal representativo se presenta (figura 4A). La proporción de células cTfh total dentro de CD4+ las células tenían un valor medio de 29.4% (rango intercuartil (IQR) = 10,8) a través de 12 sujetos normales. Múltiples estudios a través de varias diversas enfermedades como la artritis reumatoide11,14, hepatocelular carcinoma17,20y lupus sistémico erythematous11,21 han sido encontradas en la capacidad para detectar una diferencia en total cTfh heathy controles y pacientes. No hubo diferencias significativas se encontraron en total cTfh entre sujetos normales y de pacientes (figura 4B) MZL o BNHL21.
Identificación de la expresión de PD-1 dentro de las células de la cTfh de un sujeto normal representativo y paciente BNHL para la comparación se muestra en la figura 5A. Expresión de PD-1 fue significativamente mayor en pacientes MZL y BNHL de sujetos normales (figura 5B)21. Aumentos similares en la expresión de PD-1 se ha demostrado en múltiples trastornos autoinmunes11,12,13,14.
Identificación de cTfh1, 2, 17 y 1/17 dentro de la población de células de cTfh con CXCR3 y CCR6 la expresión de un sujeto normal representativo se muestra en la figura 6A. La proporción de células de cTfh1 fue significativamente mayor en pacientes MZL y BNHL de sujetos normales (figura 6B)21.
Figura 1 : Ilustración de estrategia bloquea utilizado para identificar células de cTfh y sus subconjuntos. De arriba a la izquierda, una población de linfocitos se diferencian, y excluyen a los dobletes. Vivir CD45RA células– se seleccionan usando un "canal de descarga". CD4+ células están bloqueadas y CXCR5+ las células son identificadas como cTfh. cTfh se dividen en cTfh1, 2 o 17-como con la expresión de CXCR3 y CCR6. Luego se distingue la expresión de PD-1 dentro de estos subconjuntos. Figuras tomadas de una muestra de sangre del sujeto normal representativo. FSC-A, zona FSC; Área SSC SSC-A; FSC-W, anchura FSC. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Ilustración de FMO controla. Cada parcela de citometría de flujo biaxial muestra CD4+ células teñidas con fluoróforos todos excepción uno de interés para demostrar el mínimo a que puertas para positividad de fluorescencia se puede establecer. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Parcela de citometría de flujo biaxial mostrando la identificación de CD4 + las células después de que bloquean los linfocitos en vivo. Toma de una muestra de sangre del sujeto normal representativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Identificación de células de cTfh. Parcela de citometría de flujo Biaxial (A) mostrando CXCR5+ expresión en las células cerrada para CD4+ CD45RA–. Tomado de un sujeto normal representativo. (B) porcentajes relativos de cTfh dentro total CD4+ células en sujetos normales (n = 12), MZL (n = 7), BNHL (n = 9). Las líneas horizontales representan la mediana, y barras de error representan el rango intercuartílico. No hubo diferencias significativas se encontraron entre los grupos usando la prueba U de Mann-Whitney. Esta figura ha sido modificada desde Byford et al21. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Expresión de PD-1 y relación con las células de la cTfh. (A) flujo cytometry histograma permite determinar la expresión de PD-1 dentro de las células de la cTfh total. Tomado de un sujeto normal representativo y BNHL paciente. (B) PD-1+ las células como una proporción de células cTfh total. Las líneas horizontales representan la mediana, y barras de error representan el rango intercuartílico. Medianas son significativamente (Mann-Whitney U-test) diferentes entre los sujetos normales (21,5%, IQR = 10.8, n = 12) y los pacientes de linfoma (MZL 54,1%, IQR = 21.2, n = 7, p = 0.0008 y BNHL 45.2%, IQR = 11.4, n = 9, p = 0.0003). Esta figura ha sido modificada desde Byford et al21. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6 : Expresión de CXCR3 y CCR6 y su relación con los números cTfh1. Parcela de citometría de flujo Biaxial (A) que muestra la expresión de CXCR3 y CCR6 en CD4+ CD45RA– CXCR5+ las células. Tomado de un sujeto normal representativo y BNHL paciente. (B) cTfh1 las células como un porcentaje de células cTfh total. Las líneas horizontales representan la mediana, y barras de error representan el rango intercuartílico. Medianas son significativamente (Mann-Whitney U-test) diferentes entre los sujetos normales (20,8%, IQR = 6.7, n = 12) y los pacientes de linfoma (MZL 32.1%, IQR = 6.8, n = 7, p = 0.013 y BNHL 35,4%, IQR = 7,6%, n = 9, p = 0.0056). Esta figura ha sido modificada desde Byford et al21. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Tabla 1: panel de anticuerpos de citometría de flujo.
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Discussion
Este protocolo representa una manera simple y eficaz para analizar las células de cTfh de sangre periférica, lo que permite la detección de todos los subconjuntos relevantes identificados en la literatura hasta el momento. Muestras de sangre pueden fácilmente y eficientemente obtenerse como parte de estándar pacientes clínicas y muestras seriales se puede recoger en paralelo con los datos clínicos. A su vez, esto permite estudios prospectivos evaluando la cTfh subconjuntos como biomarcadores de progresión de la enfermedad o respuesta al tratamiento. Estos estudios se justificaría particularmente en enfermedad donde ESF dysregulation está implicado en la patogenia autoinmunidad como ciertos tipos de cáncer sólido y hematológico. Además, los cambios en la función de cTfh en enfermedad podrían ser investigados por clasificación cTfh células mediante citometría de flujo como marcadores de superficie celular sólo se utilizan en el presente Protocolo. Clasificación cTfh células en MZL pacientes nos permitió encontrar diferencias en el gene de perfiles de expresión en comparación con sujetos normales21.
Encontramos que eficiente CD4+ aislamiento de células T mejora el análisis de datos. Describimos los pasos detalladamente porque asuntos menores como el frenado de la centrífuga y la velocidad eran críticos para el procedimiento de aislamiento. Otro paso importante, en cuanto a los análisis de citometría de flujo, es la compensación y controles FMO.
Expresión de PD-1 varía de cTfh células y esas células con el más alto PD-1 podrían ser el más funcional y por lo tanto relevante, especialmente para el estudio de la enfermedad autoinmune11,12. Una cuestión importante es decidir la puerta para la identificación de PD-1Hola las células, el subconjunto activado cTfh, como no hay estándar límite definido en la literatura. Este subconjunto importante pero menor probablemente refleja activos Tfh diferenciación en tejido linfoide11. Para superar este reto, el umbral se estableció que era igual a la necesaria para detectar células de Tfh bona-fide de la amígdala humana con el mismo panel de anticuerpos. Reconocemos que la obtención de amígdalas podría ser problemático para algunos usuarios. Una alternativa sería ampliar el panel de anticuerpos utilizado en el presente Protocolo mediante la adición de anti-ICOS, como sólo PD-1Hola células son ICOS+ 12.
Aquí, presentamos un panel de anticuerpos para la detección de marcadores de superficie característicos de circular CD4+ T-cells. Las células reguladoras T folicular circulantes (cTfr) son el compartimiento de memoria de la sangre de las células reguladoras T foliculares (Tfr) que residen en el tejido linfoide y tienen un papel importante en la regulación del centro germinal reacción22,23 . cTfr son sangre CD4+ CXCR5+ células que marcadores de la célula T reguladora express Co, incluyendo el factor de transcripción FoxP3. CTfr junto a cTfh de medición puede proporcionar una imagen más completa de la actividad en el centro germinal y podría presentar un biomarcador en la enfermedad en su propio derecho24. Aunque cTfr números son inherentemente bajos (significa: 1.82%, SD: 1.40, n = 24 de total CD4+ de las células en nuestros propios experimentos), separa cTfr cTfh aumentaría también la especificidad del análisis de cTfh. Adición de una combinación de marcadores específicos de superficie de la célula T reguladora a nuestro panel como de CD25 y CD12725 permitiría la detección de cTfr además de todos los subconjuntos de cTfh en el mismo experimento utilizando un protocolo muy similar. Por otra parte, el marcador regulador intracelular más clásico FoxP3 podría utilizarse, aunque esto requiere fijación y permeabilización prevención de posteriores ensayos funcionales. En concentrarse en el análisis de la cTfh, sin embargo, hay también ventajas a la definición de un panel mínimo que se puede emplear en conjunción con un citómetro de flujo estándar de laboratorio para obtener clínicamente o resultados experimentalmente útiles.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
El trabajo fue apoyado por una subvención de leucemia UK a ETB y a MJA.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| RosetteSep Human CD4+ T Cell Enrichment Cocktail | STEMCELL TECHNOLOGIES | 15062 | |
| Ficoll-Paque PLUS | GE Healthcare Life Sciences | 17144003 | |
| BUV395 Mouse Anti-Human CD183 Clone 1C6/CXCR3 | BD Horizon | 565223 | |
| BV711 Mouse Anti-Human CD196 (CCR6) Clone 11A9 | BD Horizon | 563923 | |
| BV421 Rat Anti-Human CXCR5 (CD185) Clone RF8B2 | BD Horizon | 562747 | |
| BB515 Mouse Anti-Human CD4 Clone RPA-T4 | BD Horizon | 564419 | |
| PE Mouse Anti-Human CD279 Clone MIH4 | BD Pharmingen | 557946 | |
| APC-H7 Mouse Anti-Human CD45RA Clone HI100 | BD Pharmingen | 560674 | |
| LIVE/DEAD Fixable Far Red Dead Cell Stain Kit, for 633 or 635 nm excitation | ThermoFisher Scientific | L34973 | |
| Brilliant Stain Buffer | BD Horizon | 563794 | |
| Anti-Mouse Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set | BD CompBead | 552843 | |
| FACS Aria II Flow Cytometer | BD Biosciences | 644832 | |
| FACSDiva 6.1.3 | BD Biosciences | 643629 | Flow Cytometer Acquisition Software |
| FlowJo 10.2 | Treestar Inc. | Flow Cytometry Data Analysis Software | |
| Anti-CXCR3 antibody | BD Horizon | 565223 | |
| Anti-CCR6 antibody | BD Horizon | 563923 | |
| Anti-CXCR5 antibody | BD Horizon | 562747 | |
| Anti-CD4 antibody | BD Horizon | 564419 | |
| Anti-PD-1 antibody | BD Pharmingen | 557946 | |
| Anti-CD45RA antibody | BD Pharmingen | 560674 | |
| Viability Marker | ThermoFisher Scientific | L34973 |
References
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