Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Оптогенетическое манипулирование нейронными цепями во время мониторинга сна / бодрствования государств у мышей

doi: 10.3791/58613 Published: June 19, 2019
* These authors contributed equally

Summary

Здесь мы описываем методы оптогенетической манипуляции определенными типами нейронов во время мониторинга состояния сна/бодрствования у мышей, представляя нашу недавнюю работу над ядром кровати stria terminalis в качестве примера.

Abstract

В последние годы оптогенетика широко используется во многих областях нейронаучных исследований. Во многих случаях опсин, например канал родопсин 2 (ChR2), выражается вирусным вектором в определенном типе нейрональных клеток у различных мышей-кре-драйверов. Активация этих опсинов вызвана применением световых импульсов, которые поставляются лазером или светодиодом через оптические кабели, и эффект активации наблюдается с очень высоким разрешением времени. Экспериментаторы способны остро стимулировать нейроны при мониторинге поведения или другого физиологического исхода у мышей. Оптогенетика может позволить полезные стратегии для оценки функции нейрональных цепей в регуляции сна / бодрствования состояний у мышей. Здесь мы описываем методику изучения влияния оптогенетических манипуляций нейронов с определенной химической идентичностью во время электроэнцефалограммы (ЭЭГ) и мониторинга электромиограммы (ЭМГ) для оценки стадии сна мышей. В качестве примера мы описываем манипуляции ГАМК нейронов в ядре кровати stria terminalis (BNST). Острое оптогенетическое возбуждение этих нейронов вызывает быстрый переход к бодрствованию при применении во время сна NREM. Оптогенетические манипуляции наряду с записью ЭЭГ/ЭМГ могут быть применены для расшифровки нейрональных цепей, которые регулируют состояния сна/бодрствования.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Сон необходим для оптимальной когнитивной функции. Последние результаты также свидетельствуют о том, чтонарушения во сне связаны с широким спектром заболеваний 1,2,3. Хотя функции сна до сих пор в значительной степени нерешенными, значительный прогресс был достигнут в последнее время в понимании нейронных цепей и механизмов, которые контролируют сон / бодрствования государства4. У млекопитающих существует три состояния бдительности: бодрствование, небыстрое движение глаз (NREM) сна, и быстрое движение глаз (REM) сна. Пробуждение характеризуется быстрыми колебаниями ЭЭГ (5-12 Гц) низкой амплитуды с целенаправленной и устойчивой двигательной активностью. Сон NREM определяется медленными колебаниями (1-4 Гц) высокой амплитуды (дельтовые волны), с отсутствием сознания и целенаправленной двигательной активностью. REM сон характеризуется относительно быстрыми колебаниями (6-12 Гц) низкой амплитудыи почти полной двусторонней атонии мышц 5.

Борбели предложил теорию регулирования сна бодрствования, известной как две модели процесса6,7. Гомеостатический процесс, также называемый процессом S, представляет давление сна, которое накапливается во время бодрствования и рассеивается во время сна. Другой процесс, называемый процессом C, является циркадным процессом, который объясняет, почему уровни бдительности колеблются в 24 h цикле. В дополнение к этим двум процессам, аллостатические факторы также важны для регулирования сна / бодрствования8,9. Аллостатические факторы включают состояние питания и эмоции. Страх и тревога, как правило, сопровождается увеличением возбуждения наряду с вегетативными и нейроэндокринными ответами10,11,12. Лимбическая система, как полагают, играют определенную роль в регуляции страха и тревоги, и механизмы, лежащие в основе вегетативных и нейроэндокринных реакций были изучены широко, но путь, по которому лимбическая система влияет на сон / бодрствование государства не но были выявлены. Большое количество недавних исследований с использованием опто- и фармакогенетики показали, что нейроны и нейронные цепи, которые регулируют сон / бодрствования государства распространяются по всему мозгу, в том числе кортики, базальный предмозг, таламус, гипоталамус, и ствол мозга. В частности, последние достижения в области оптогенетики позволили нам стимулировать или ингибировать специфические нейронные цепи in vivo с высокимпространственным и временным разрешением. Этот метод позволит прогрессировать в нашем понимании нервных субстратов сна и бодрствования, и как сон / бодрствование государства регулируются циркадных процессов, давление сна, и аллостатические факторы, в том числе эмоции. Эта статья направлена на введение, как использовать оптогенетические манипуляции в сочетании с записью сна / бодрствования, которые могли бы иметь потенциал для обновления нашего понимания коннектомы и механизмы в головном мозге, которые играют роль в регулировании сна NREM, REM сна, и бодрствования. Понимание этого механизма, с помощью которого лимбическая система регулирует состояние сна/бодрствования имеет первостепенное значение для здоровья, потому что бессонница обычно ассоциируется с тревогой или страхом быть не в состоянии спать (сомнифобия).

Считается, что BNST играет важную роль в тревоге и страхе. GAD67-выражение ГАМК нейронов являются основной популяции BNST12,13. Мы изучили влияние оптогенетических манипуляций этих нейронов (GABABNST) на сон / бодрствования государств. Одним из величайших достижений в области неврологии в последние годы были методы, которые позволяют манипулировать нейронами с определенными химическими идентичностями in vivo, с высоким пространственным и временным разрешением. Оптогенетика очень полезна для демонстрации причинно-следственной связи между нервной активностью и специфическими поведенческими реакциями14. Мы описываем оптогенетику как метод изучения функциональной связи определенных нейронных цепей в регуляции состояний сна/бодрствования. Используя эту технику, большой прогресс был достигнут в понимании нейрональных цепей, которые регулируют сон / бодрствования государства15,16,17,18,19 . Во многих случаях, opsins специфически введены в невенарах с определенными химическими тождественноплетениями в селективных зонах мозга комбинацией мышей Cre-водителя и Cre-индуцируемого AAV-опосредованного перехода гена. Кроме того, фокусное выражение фоточувствительных опсинов, таких как каналродопсин 2 (ChR2)20 или архаэродопсин (ArchT)21 в сочетании с Cre-loxP или Flp-FRT система позволяет манипулировать селективной нейронной популяции и конкретных нейронный путь22.

Мы описываем здесь эксперименты на ГАМК нейронов в BNST в качестве примера. Для выражения опсинов в назначенной нейрональной популяции наиболее часто используются соответствующие мыши-водители Cre и cre-dependent virus vectors. Трансгенные или стук-в линии, в которых опсины выражаются, в частности, нейронных популяций также полезны. В следующих экспериментах, мы использовали GAD67-Cre стук-в мышах23, в котором только ГАМК-нейроны выразить Cre рекомбиназы с C57BL/6J генетического фона, и вектор AAV, который содержит ChR2 (hChR2 H134R) сливается с EYFP или EYFP в качестве контроля с переключателем "FLEx (Flip-excision)24. Процедура конкретно описывает оптогенетическое возбуждение ГАМК нейронов в BNST во время мониторинга сна / бодрствования государства25.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Все эксперименты здесь были одобрены Комитетом по эксперименту и использованию животных Университета Цукуба, в соответствии с руководящими принципами NIH.

1. Хирургия животных, инъекция вируса, электрод для ЭЭГ/ЭМГ и имплантация оптического волокна

ПРЕДЕКТО: Соответствующие методы защиты и обработки должны быть выбраны на основе уровня биобезопасности вируса, который будет использоваться. AAV следует использовать в изолированной P1A градуированной комнате для инъекций, и трубка проведения AAV должны быть стерилизованы с автоклавом после того, как весь объем иссяк. Хирургическое место и весь имплантированный материал должны быть чистыми и стерильными во время использования.
ПРИМЕЧАНИЕ: Посмотреть рисунок 1.

  1. Дезинфицировать хирургическое оборудование с автоклавом.
  2. Обезлививание мышей с изофлюран с помощью анестезируетического испарителя. Наблюдайте до тех пор, пока мышь не достигнет желаемой глубины анестезии, определяемой потерей реакции на щипать хвост щипками. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить их высыхание.
  3. Дезинфицировать хирургическое поле с раствором йода или 70% EtOH (3x) и высохнуть достаточно. Разрешить вирус таять на льду, как операция выполняется. Обложка хирургической области с абсорбирующим лабораторной скамейке бумаги.
  4. Закрепите голову мыши в стереотаксическом аппарате с ушными прутьями и щепоткой носа. После подтверждения головы удерживается застойно, сделайте разрез среднего уровня в коже головы, чтобы обеспечить, чтобы положения брегмы и лямбды располагались на одном уровне на горизонтальной линии.
  5. Чтобы избежать зазора позиционирования, соответствующим образом отрегулируйте уровни щепотки носа и ушных прутьев вверх и вниз. Брегма и лямбда относятся к пересечению между сутурой saggitalis и sutura coronalis или sutura lambdoidal, соответственно(рисунок 2).
  6. Используйте зажимы Серафин держать кожу для поддержания доступа к черепу. После воздействия черепа, дезинфицировать поверхность черепа с йодом или 5% H2O2, чтобы черепные швы, включая брегму и лямбду, чтобы быть визуализированы более четко.
  7. Подготовка инъекции вектора AAV:
    1. Вымойте внутри шприца 10 мл (см. Таблицаматериалов) последовательно с 70% EtOH, 100% EtOH, и стерилизованной воды, 5 раз каждый. Закрепите шприц в зажиме руки насоса микроинъекции и убедитесь, что все растворы в шприце разряжаются.
    2. Тщательно аспирируйте 2 л минерального масла без пузырьков воздуха, затем аспирируйте назначенный объем раствора вируса. После аспирации, манипулировать поршень кнопку и подтвердить, что вирусное решение возникает на кончике иглы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Объем инъекций раствора вируса был определен в пилотных экспериментах с использованием того же штамма мыши и того же вирусного продукта. Взаимосвязь между объемом раствора вируса и масштабами инфекционного участка должна быть оценена заранее.
  8. Впрыск вектора AAV:
    1. Отрегулируйте кончик иглы микроинъекций на брегме и обратите внимание на координаты в качестве исходной точки. Переместите наконечник в назначенное место впрыска (для BNST: anteroposterior 0,2 мм, посредственейтеральный 1,0 мм, дорсовентр - 4,2 мм) и поместите кончик иглы на позицию. Наденьте отметку на черепе и просверлите отверстия диаметром около 2 мм с помощью зубного сверла с карбидным резаком диаметром 0,7 мм. Будьте осторожны, чтобы не повредить дюру или ткани мозга.
    2. После удаления крови из вокруг отверстий с ватным тампоном, медленно перемещать иглу в положение BNST. Медленно впрысните назначенное количество раствора вируса (0,07 л/мин) с помощью механического микроинжектора. После завершения инъекции, оставьте иглу на 5 мин, чтобы позволить раствору достаточно проникнуть в ткань BNST. Аккуратно выняйте иглу.
    3. Для двустороннего впрыска повторите шаги 1.8.1-1.8.2 с другой стороны. На протяжении всей процедуры держите череп влажным с применением стерильного солья.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мы использовали пользовательские имплантаты ЭЭГ/ЭМГ (W: 5 мм, D: 7 мм, H: 1 мм) с четырьмя эЭГ-электродами (4 мм), двумя электродами ЭМГ (2 мм; разрезать 4 мм электрода до 2 мм с щипцы) и 6 электродов (4,5 мм)(рисунок 2A).
  9. Solder два провода из нержавеющей стали (см. Таблицаматериалов), из которых 1 мм изоляции удаляется с обоих концов электродов ЭМГ. Отрегулируйте центр электродов к брегме и отметьте положение каждого эЭГ-электрода (антеропостериор 1,5 мм, посредстверальное - 1,0 мм) и определите положение имплантата(рисунок 2В).
  10. Имплантат оптических волокон:
    1. Прикрепите оптоволоконное волокно к манипулятору и поверните руку манипулятора так, чтобы она имеет угол 30 евро против горизонтальной линии (этот процесс необходим только для того, чтобы избежать помех между электродами и оптическими волокнами, например, в случае стимуляции BNST). Положите кончик волокна на bregma и запишите координаты.
    2. Переместите наконечник к целевой линии вставки и отметьте положение на черепе. Также поставьте дополнительные отметки возле места вставки для якорных винтов. Просверлите череп на каждом участке с помощью зубного сверла, чтобы вставить оптическое волокно и зафиксировать винт. Заправьте винт на черепе. Будьте осторожны, чтобы не сломать дюру или повредить ткани винтом.
    3. Вставьте оптическое волокно осторожно, пока не достигнет выше BNST с манипулятором. Ферруле должен опираться на оставшийся череп(рисунок 1B).
    4. Нанесите фотоизлечимый зубной цемент (см. ТаблицуМатериалов), чтобы покрыть волокно и винт. Время реакции для затвердевания клея должно быть определено руководством производителя (Наш материал нуждается в воздействии света, по крайней мере 10 с конкретной длины волны фото-генератора. Нет необходимости сушить клей после этого).
    5. На этом этапе убедитесь, что никакие материалы (винт или клей) не занимают монтажное пространство для электродов. Кроме того, избегайте каких-либо перерывов в цементе для ferrule подключения к оптическому волокну и кабелю. Повторите шаги 1.10.1-1.10.4 на противоположной стороне для двусторонней стимуляции.
  11. Просверлить отверстия для электродов ЭЭГ/ЭМГ. Вставьте кончики электродов в отверстия. Держите имплантат и нанесите цианоакрилат ный клей в пространство между черепом и электродами. Вставьте еще раз с вниманием, чтобы не мешать любым материалам.
  12. Обложка окружности электродов и оптических волокон с цианоакрилат клей с последующим применениециоакрилат ускорителя на клей. Этот шаг позволяет избежать каких-либо прерываний на ферруле-оптический кабель и электрод-к-ведущий провода подключения зоны(рисунок 1C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Цианоакрилат клей и его ускоритель вредны для глаз мыши. Обратите внимание, чтобы не вызвать утечки этих химических веществ. Кроме того, будьте осторожны, чтобы не сильно коснуться электродов и волокон, чтобы избежать неожиданных отклонений сразу после клейки затвердевания.
  13. Разоблачить мышцы шеи мыши и вставить провода для электрода ЭМГ под мышцу. Отрегулируйте длину электрода ЭМГ так, чтобы он находится прямо под нуклеальными мышцами. Световая связь между кончиком электрода и мышечной фасцией достаточна для поимки сигнала ЭМГ.
  14. Нанесите цианоакрилатный клей, чтобы заполнить имплантаты и затвердеть клей с ускорением жидкости. Затем положите мышь на тепловую площадку для восстановления до тех пор, пока не появится постуральный рефлекс. Отрегулируйте температуру тепловой площадки к температуре тела животного отдыха (36.0 C в 0-12 в случае мышей C57BL6; не превышают 38.0 C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Антибиотик не требуется для стерильной хирургии.
  15. Следуйте вашим местным институциональным рекомендациям по послеоперационной анальгезии. Держите мышей в домашней клетке в течение периода восстановления, по крайней мере 7 дней.

2. ЭЭГ/ЭМГ Мониторинг с фото-возбуждением целевых нейронов в конкретных состояниях сна

ПРЕДЕКТО: Этот протокол включает в себя использование лазерного оборудования класса 3B или светодиодных устройств. Экспериментаторы должны быть осведомлены о безопасности информации. Требуются защитные очки для глаз.

  1. Перед подключением лазерного кабеля к оптическому волокну отрегулируйте интенсивность лазера с помощью масштабирования. Привязывайте кончик лазерного кабеля к неиспользованному оптическому волокну с феррулем и подтвердите, что на стыке между волокном и кабелем нет места.
  2. Включите основной переключатель лазера и подождите 20 минут, пока он прогреется.
  3. Излучайте лазер к checker интенсивности и отрегулируйтеинтенсивность лазера до 10 mW/mm 2. Измените лазерный режим для транзисторной логики и подтвердите, что световые импульсы излучаются из волокна, контролируемого регулятором шаблона, который устанавливается на уровне 10 мс для продолжительности, 40 мс для отдыха, 20 раз для цикла и 20 раз повторяют (то есть 20 Гц 10 мс световых импульсов для 20 s).
  4. После периода восстановления перемещаем мышей в экспериментальную камеру для записи ЭЭГ/ЭМГ. Дом мышей на постоянной 23 КК с 12 ч свет / темный цикл с пищей и водой доступны ad libitum.
  5. Подключите имплантированный электрод и кабельный адаптер, который привязан к кольцу скольжения, чтобы избежать путаницы. Рекомендуется покрыть соединение светонепроницаемым материалом, таким как алюминиевая фольга, чтобы предотвратить утечку лазера. Если требуется двусторонний эксперимент, используйте скользячее кольцо с бифуркатным креплением для кабелей.
  6. В этом протоколе мы оцениваем задержку до бодрствования от сна NREM или REM сна, поэтому время записи должно быть ограничено в оптимизированном времени zeitgeber (ЗТ0 определяется как время, когда свет горит). Этот протокол был проведен между No 4 - No T10. Пусть мыши свободно остаются в экспериментальной камере, по крайней мере 1 ч в качестве акклиматизации.
  7. В течение экспериментального периода, контролировать ЭЭГ и ЭМГ сигналов в том же мониторе и оценить состояние мыши, как бодрствование, NREM сна или REM сна. Используйте контроль усиления для каждой волны, чтобы было легче различать каждое состояние.
  8. Для измерения NREM сна до задержки бодрствования, наблюдать стабильный сон NREM в течение 40 с или стабильный REM сон в течение 30 с, затем включите переключатель генератора шаблонов для фотостимуляции (этот протокол генерирует 20 Гц 10 мс световых импульсов для 20 s). Подтвердить лазерное излучение имплантированных оптических волокон.
  9. Запись ЭЭГ/ЭМГ сигнализирует до тех пор, пока спящее состояние не изменится к бодрствования. Если необходимы два или более экспериментальных испытаний, ограничьте оптогенетические манипуляции раз в день, потому что фотостимуляция является искусственным вмешательством, которое может повлиять на архитектуру сна/бодрствования.
  10. После эксперимента, глубоко обезболилить и наполнить стерильным сольным и параформальдегидом (PFA) для отбора проб всего мозга для иммуногистохимического анализа26.

3. Анализ времени задержки от сна NREM до бодрствования

  1. После записи сигналов ЭЭГ/ЭМГ перенесите данные сигнала на компьютер для оценки состояния сна/бодрствования. Этот протокол описывает метод анализа ЭЭГ с помощью программного обеспечения для записи (см. ТаблицуМатериалов).
  2. Запустите приложение знака сна и нажмите на вкладку Файл и выберите Open, чтобы выбрать записанные данные (.kcd файл). Нажмите на вкладку Sleep, чтобы выбрать время Эпохи для настройки временного окна для каждой эпохи (мы используем 1 эпоху/4 сек).
  3. Ручно оценка состояния сна/бодрствования на основе сигналов ЭЭГ/ЭМГ, в соответствии со следующими критериями: бодрствование, высокое EMG и низкое напряжение ЭЭГ с высокой частотой; NREM, низкий тон ЭмГ и высокое напряжение ЭЭГ с высокой частотой (0,5-4 Гц); и REM, ЕМГ указывает на атония мышц и низкое напряжение ЭЭГ с высокой частотой (6-9 Гц). Состояние, которое последовательно не продолжается в течение 16 с (т.е. 4 эпохи), не определяется как изменение состояния, потому что оно не является стабильным состоянием.
  4. Нажмите и удерживайте левую кнопку мыши в первую эпоху и перетащите курсор до тех пор, пока не будет завершена конкретная тенденция более 16 с (4 эпохи). Затем отпустите левую кнопку мыши и выберите соответствующее состояние (бодрствование или NREM сон или REM сон) во всплывающем окне. Повторите эту процедуру, чтобы набрать все сигналы ЭЭГ/ЭМГ, записанные в файле.
  5. Найти точное время стимуляции в эпоху, где ЭЭГ показывает NREM или REM сна, и эпоха, показывающая переход состояния после точки стимуляции. Подсчитайте количество эпох между периодами сразу после стимуляции и непосредственно перед переходом к состоянию.
  6. Затем умножьте подсчитанное количество эпох на 4 с (А). В эпоху стимуляции, сделать снимок экрана и измерить ширину между точкой стимуляции и конца эпохи. Затем разделите измеренную длину на всю длину эпохи и умножьте на 4 с (B). Аналогичным образом, вычислить продолжительность сна NREM в эпоху изменения состояния, что означает время между началом эпохи и точкой изменения состояния (C).
  7. Sum A, B и C, чтобы получить задержку от сна NREM до бодрствования. Та же процедура используется для анализа перехода состояния от сна REM к бодрствунию.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Настоящее исследование показало влияние оптогенетического возбуждения нейронов ГАМКBNST на переходное состояние сна. ChR2-EYFP был focally выражается в ГАМК нейронов в BNST. На месте гибридизации гистохимических исследование показало, что ChR2-EYFP был colocalized в нейронах, выражающих GAD 67 мРНК сигналов, указывая, что это ГАМК нейронов. Иммуногистохимические срезаные образцы подтвердили положение оптического волокна, кончик которого был чуть выше BNST25.

На рисунке 3A показаны репрезентативные следы ЭЭГ/ЭМГ до и после фотостимуляции во время сна NREM. Высокое напряжение и медленная частота ЭЭГ без эмг-сигналов представляют NREM сон. Фотостимуляция (10 мс импульсов при 20 Гц в течение 20 сек) была применена после стабильного сна NREM. Стимулирование вызывает острый переход к бодрствованию (низкое напряжение и высокочастотный ЭЭГ с активными сигналами ЭМГ) около 2 с после стимуляции у chR2-выражающих мышей. Контрольные мыши (EYFP) не показали переход после стимуляции (задержка бодрствования от NREM: EYFP, 295.39 и 106.61 сек, n No 6; ChR2: 2,71 и 0,59 сек, n No 6; т10 ю 2,35, стр. Рисунок 3B,верхний). Эти данные свидетельствуют о том, что возбуждение нейронов ГАМКBNST во время сна NREM вызывает быструю индукцию бодрствования. С другой стороны, фотостимуляция во время REM сна не имела никакого эффекта (EYFP: 36,45 и 13,08 сек. ChR2: 37.29 и 15.19 сек., n no 6; т10 - 0,04, р 0,484; Рисунок 3B, внизу), так что эффект перехода появился только в NREM сна.

Figure 1
Рисунок 1 : Процедура введения AAV, имплантата оптических волокон и имплантатов ЭЭГ/ЭМГ. (A) Экспериментальная процедура инъекции вируса. EYFP-слитый chR2 или EYFP (для контроля) ген, включенный в вектор AAV, транскрипция которого активируется рекомбиназой Cre, была двусторонней инъекцией в BNST. (B) Оптические волокна были вставлены к BNST под углом 30 "к горизонтальной, чтобы предотвратить столкновение с электродом. Вокруг него были вставлены два винта. (C) EEG /EMG записывающее устройство было имплантировано после обеспеченного размещения оптических волокон. (D) В конце операции, вся хирургическая область должна быть покрыта цианоакрилатным клеем и сильно закреплены. Убедитесь в том, чтобы не применять какой-либо агент в регионе подключения электрода и ferrules. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 2
Рисунок 2 : Пользовательские ЭЭГ / ЭМГ электрод и электродные контакты вставки сайтов. (A) Топ: Из 6 электродных булавок внешние две булавки вырубаются до 2 мм. Нижняя часть: электроды ЭЭГ/ЭМГ. (B) Эти электроды и провода EMG провода затем припаян. Соединительная зона должна быть изолирована с любой изоляцией, как цианоакрилат клей. Участки вставки электродов относительно брегмы (антеронестериор - 1,5 мм, посредствератеральные - 1,0 мм). Провода ЭМГ вставляются под мышцу шеи с удалением изоляции, защищающей провод в месте вставки (1 мм). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 3
Рисунок 3 : Эффект ГАМКBNST стимуляция на переходе состояния в NREM сна и REM сна. (A) Представитель ЭЭГ и EMG волны и ЭЭГ спектр мощности. Фотостимуляция (10 мс импульсов на 20 Гц в течение 20 сек) была применена к ChR2-выражения ГАМКBNST нейронов после 40 ссна NREM. Пробуждение было быстро индуцированных после 2 s. ЭЭГ показал низкое напряжение и высокую частоту с разрывом ЭМГ. Спектрограмма мощности ЭЭГ также показала переход от низкой к высокой частоте. (B) Оптогенетическое возбуждение нейронов ГАМКBNST показали быстрый переход от сна NREM к бодрствованию (верхний), но этот эффект не был замечен в случае применения той же манипуляции в REM сна (внизу). - р-л; 0,05, уэлч т-тест.  Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Здесь мы представили метод для оценки влияния оптогенетической стимуляции нейронов с особыми химическими идентичностями на состояние переходов сна / бодрствования и дал пример манипуляции ГАМКBNST нейронов. Наши данные показали, что оптогенетическое возбуждение нейронов ГАМКBNST приводит к немедленному переходу от сна NREM к бодрствунию.

Различные экспериментальные проекты доступны из-за разработки многочисленных типов оптогенетических инструментов. Можно активировать или подавлять нейронную активность определенных нейронов с помощью различных видов опсинов, таких как ChR2, SSFO, галодопсин, ArchT и iChloC27. ChR2 может активировать нейроны через несколько миллисекунд после фото-стимуляции, и это может быть использовано, чтобы вызвать потенциал действия в фазовой блокировки образом генератором импульса для изучения острого воздействия в конкретных стадиях сна. Стабильно активации опсин, такие как стабильный шаг функции opsin (SSFO), который вызывает деполяризации нейронов в течение 15 до 30 минут после стимуляции, также может быть полезным для некоторых видов экспериментов, предназначенных для наблюдения полу-хронический эффект28. Деполяризованные клетки с SSFO могут стать более чувствительными к различным физиологическим нейронным входным данным и быть деактивированы путем применения длинного света волны. Кроме того, мы можем активировать аксоны путем имплантации оптических волокон в месте аксональной проекции. Волокно стимуляции может обеспечить информацию о функции конкретного аксонального проекционного пути.

Запись ЭЭГ/ЭМГ во время оптогенетических манипуляций является менее инвазивным методом определения прямых последствий селективного возбуждения/ингибирования нейронных цепей при состоянии сна/бодрствования у мышей. С помощью этого метода, многие нейронные популяции и нейронных цепей было показано, что участвует в регуляции сна / бодрствования государств. Для дальнейшего развития этой техники, можно имплантировать несколько волокон, чтобы манипулировать несколькими путями одновременно, или это может быть также использовано в сочетании с клетчаткой фотометрии или минископы для мониторинга нейронной деятельности.

В заключение, предполагается, что оптогенетика ускорит прогресс в раскрытии тайны регулирования сна мозгом и развитие инновационных методов лечения огнеупорной бессонницы и других расстройств сна.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Этот проект был частично поддержан финансово Мерк и Ко

Acknowledgments

Это исследование было поддержано Мерк Следователь исследований программы (#54843), KAKENHI Грант-в-помощь для научных исследований по инновационным областям, "WillDynamics" (16H06401) (T.S.), и KAKENHI Грант-в-помощь для исследовательских исследований по инновационным областям (T.S.) (18H02595).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1x1 Fiber-optic Rotary Joints Doric FRJ 1x1 FC-FC for optogenetics
6-pin header KEL corporation DSP02-006-431G
6-pin socket Hirose 21602X3GSE
A/D converter Nippon koden N/A Analog to digital converter
AAV10-EF1a-DIO-ChR2-EYFP 3.70×1013(genomic copies/ml)
AAV10-EF1a-DIO-EYFP 5.82×1013(genomic copies/ml)
Ampicillin Fuji film 014-23302
Amplifier Nippon koden N/A for EEG/EMG recording
Anesthetic vaporizer Muromachi MK-AT-210D
Automatic injecter KD scientific 780311
Carbide cutter Minitor B1055 φ0.7 mm. Reffered as dental drill, used with high speed rotary micromotor 
Cyanoacrylate adhesion  (Aron alpha A) and acceleration Konishi #30533
Dental curing light 3M Elipar S10
Epoxy adhesive Konishi #04888 insulation around the solder of 6-pin and shielded cable
Fiber optic patch cord (branching) Doric BFP(#)_50/125/900-0.22
Gad67-Cre mice provided by Dr. Kenji Sakimura Cre recombinase gene is knocked-in in the Gad67 allele
Hamilton syringe Hamilton 65461-01
High speed rotary micromotor kit FOREDOM K.1070 Used with carbide cutter
Interconnecting sleeve Thorlab ADAF1 φ2.5 mm Ceramic 
Isoflurane Pfizer 871119
Laser   Rapp OptoElectronic N/A 473 nm wave length
Laser intesity checker COHERENT 1098293
Laser stimulator Bio research center STO2 reffered as pulse generator in text
Optic fiber with ferrule  Thorlab FP200URT-CANNULA-SP-JP
pAAV2-rh10 provided by PennVector Core
pAAV-EF1a-DIO-EYFP-WPRE-HGHpA Addgene plasimid # 20296
pAAV-EF1a-DIO-hChR2(H134R)-EYFP-WPRE-HGHpA provided by Dr. Karl Deisseroth
Patch cord Doric D202-9089-0.4 0.4m length, laser conductor between laser and rotary joint
pHelper Stratagene
Photocurable dental cement 3M 56846
Serafin clamp Stoelting 52120-43P
Shielded cable mogami W2780 Soldering to 6-pin socket for EEG/EMG recording
Sleep recording chamber N/A N/A Custum-made (21 cm× 29 cm × 19 cm) with water tank holder
Sleep sign software KISSEI COMTEC N/A for EEG/EMG analysis
Slip ring neuroscience,inc N/A for EEG/EMG analysis
Stainless screw Yamazaki N/A φ1.0 x 2.0
Stainless wire Cooner wire AS633  0.0130 inch diameter
Stereotaxic frame with digital console Koph N/A Model 940
Syringe needle Hamilton 7803-05
Vital recorder software KISSEI COMTEC N/A for EEG/EMG recording

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Spoormaker, V. I., Montgomery, P. Disturbed sleep in post-traumatic stress disorder: Secondary symptom or core feature? Sleep Medicine Reviews. 12, (3), 169-184 (2008).
  2. Dworak, M., Wiater, A., Alfer, D., Stephan, E., Hollmann, W., Struder, H. K. Increased slow wave sleep and reduced stage 2 sleep in children depending on exercise intensity. Sleep Medicine. 9, (3), 266-272 (2008).
  3. Mellman, T. A. Sleep and anxiety disorders. Psychiatric Clinics of North America. 29, (4), 1047-1058 (2006).
  4. Scammell, T. E., Arrigoni, E., Lipton, J. O. Neural circuitry of wakefulness and sleep. Neuron. 93, (4), 747-765 (2017).
  5. Chemelli, R. M., et al. Narcolepsy in orexin knockout mice: Molecular genetics of sleep regulation. Cell. 98, (4), 437-451 (1999).
  6. Borbély, A. A., Daan, S., Wirz-Justice, A., Deboer, T. The two-process model of sleep regulation: A reappraisal. Journal of Sleep Research. 25, (2), 131-143 (2016).
  7. Daan, S., Beersma, D. G., Borbely, A. A. Timing of human sleep: recovery process gated by a circadian pacemaker. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 246, (2), R161-R183 (1984).
  8. Saper, C. B., Cano, G., Scammell, T. E. Homeostatic, circadian, and emotional regulation of sleep. Journal of Comparative Neurology. 493, (1), 92-98 (2005).
  9. Saper, C. B., Fuller, P. M., Pedersen, N. P., Lu, J., Scammell, T. E. Sleep state switching. Neuron. 68, (6), 1023-1042 (2010).
  10. LeDoux, J. E. Emotion circuits in the brain. Annual Review of Neuroscience. 23, 155-184 (2000).
  11. Tovote, P., Fadok, J. P., Lüthi, A. Neuronal circuits for fear and anxiety. Nature Reviews Neuroscience. 16, (6), 317-331 (2015).
  12. Lebow, M. A., Chen, A. Overshadowed by the amygdala: the bed nucleus of the stria terminalis emerges as key to psychiatric disorders. Molecular Psychiatry. 21, (4), 450-463 (2016).
  13. Wu, S., et al. Tangential migration and proliferation of intermediate progenitors of GABAergic neurons in the mouse telencephalon. Development. 138, (12), 2499-2509 (2011).
  14. Tye, K. M., Deisseroth, K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nature Reviews Neuroscience. 13, (4), 251-266 (2012).
  15. de Lecea, L., Carter, M. E., Adamantidis, A. Shining light on wakefulness and arousal. Biological Psychiatry. 71, (12), 1046-1052 (2012).
  16. Carter, M. E., Brill, J., Bonnavion, P., Huguenard, J. R., Huerta, R., de Lecea, L. Mechanism for hypocretin-mediated sleep-to-wake transitions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, (39), E2635-E2644 (2012).
  17. Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature Publishing Group. 538, 51-59 (2016).
  18. Weber, F., Chung, S., Beier, K. T., Xu, M., Luo, L., Dan, Y. Control of REM sleep by ventral medulla GABAergic neurons. Nature. 526, 435-438 (2015).
  19. Oishi, Y., et al. Slow-wave sleep is controlled by a subset of nucleus accumbens core neurons in mice. Nature Communications. 8, (1), 1-12 (2017).
  20. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, (9), 1263-1268 (2005).
  21. Han, X., et al. A high-light sensitivity optical neural silencer: development and application to optogenetic control of non-human primate cortex. Frontiers in Systems Neuroscience. 5, 1-8 (2011).
  22. Kim, C. K., Adhikari, A., Deisseroth, K. Integration of optogenetics with complementary methodologies in systems neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 18, (4), 222-235 (2017).
  23. Saito, Y. C., et al. GABAergic neurons in the preoptic area send direct inhibitory projections to orexin neurons. Frontiers in Neural Circuits. 7, (December), 1-3 (2013).
  24. Atasoy, D., Aponte, Y., Su, H. H., Sternson, S. M. A FLEX switch targets Channelrhodopsin-2 to multiple cell types for imaging and long-range circuit mapping. Journal of Neuroscience. 28, (28), 7025-7030 (2008).
  25. Kodani, S., Soya, S., Sakurai, T. Excitation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis triggers immediate transition from non-rapid eye movement sleep to wakefulness in mice. Journal of Neuroscience. 37, 7174-7176 (2017).
  26. Lin, F., Pichard, J. Handbook of practical immunohistochemistry: frequently asked questions. Springer. (2011).
  27. Wiegert, J. S., Mahn, M., Prigge, M., Printz, Y., Yizhar, O. Silencing neurons: tools, applications, and experimental constraints. Neuron. 95, (3), 504-529 (2017).
  28. Yizhar, O., Fenno, L. E., Prigge, M., Schneider, F., Davidson, T. J., O’Shea, D. J., Sohal, V. S., Goshen, I., Finkelstein, J., Paz, J. T., Stehfest, K., Fudim, R., Ramakrishnan, C., Huguenard, J. R., Hegemann, P., Deisseroth, K. Neocortical excitation/inhibition balance in information processing and social dysfunction. Nature. 40, (6), 1301-1315 (2012).
Оптогенетическое манипулирование нейронными цепями во время мониторинга сна / бодрствования государств у мышей
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kodani, S., Soya, S., Sakurai, T. Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice. J. Vis. Exp. (148), e58613, doi:10.3791/58613 (2019).More

Kodani, S., Soya, S., Sakurai, T. Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice. J. Vis. Exp. (148), e58613, doi:10.3791/58613 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter