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Developmental Biology

Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire In Vivo

doi: 10.3791/58616 Published: November 8, 2018

Summary

Nous décrivons ici la technique des ultrasons de haute fréquence pour l’analyse in vivo du foetus chez les souris. Cette méthode permet le suivi des fœtus et l’analyse des paramètres placentaires ainsi que le débit sanguin maternel et fœtal pendant toute la grossesse.

Abstract

L’échographie est une méthode largement utilisée pour détecter des anomalies de l’orgue et des tumeurs dans les tissus humains et animaux. La méthode est non invasif, indolore et inoffensif, et l’application est facile, rapide et peut être faite n’importe où, même avec les appareils mobiles. Pendant la grossesse, l’échographie sert habituellement à suivre de près le développement du foetus. La technique est importante pour évaluer la restriction de croissance intra-utérine (RCIU), une complication de la grossesse à court et à long terme des conséquences santé pour la mère et le fœtus. Comprendre le processus de RCIU est indispensable pour élaborer des stratégies thérapeutiques efficaces.

Le système à ultrasons utilisé dans ce manuscrit est un appareil d’échographie produit pour l’analyse des petits animaux et peut être utilisé dans divers domaines de recherche, y compris la recherche de la grossesse. Nous décrivons ici l’utilisation du système pour l’analyse in vivo des fœtus de natural killer (NK) cellule/mastocytes (MC)-les mères déficientes qui donnent naissance à des petits restreint la croissance. Le protocole comprend la préparation du système, manipulation des souris avant et Pendant les mesures et l’utilisation du B-mode, couleur mode doppler et mode doppler-l’onde du pouls. Taille foetus, taille placentaire et approvisionnement en sang au foetus ont été analysés. Nous avons trouvé réduit l’implantation tailles et petits placentas souris NK/MC-déficientes du milieu de la gestation à partir. En outre, MC/NK-insuffisance a été associée à l’absence et inversé le flux diastolique bout dans foetus Arteria umbilicalis(UmA) et un index de résistance élevée. Les méthodes décrites dans le protocole facilement utilisable pour les thèmes de recherche liés et non liés.

Introduction

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Les ultrasons sont des ondes sonores avec des fréquences au-dessus de la gamme audible de l’oreille humaine, supérieure à 20 kHz,1. Animaux comme les chauves-souris, au pays de Galles, dauphins2,3,4de la souris, rats5et lémuriens souris6 tous utiliser d’ultrasons pour l’orientation et de la communication. Homme Profitez des ultrasons pour plusieurs applications techniques et médicales. Un appareil d’échographie est capable de créer l’onde sonore et distribuer et représenter le signal. Si l’échographie rencontre un obstacle, le son est réfléchie, absorbée ou peut passer par là. L’application des ultrasons comme une méthode d’imagerie, appelée échographie, est utilisée pour l’analyse des tissus organiques chez l’homme ou de la médecine vétérinaire comme le cœur (échocardiographie)7,8,9de poumon, thyroïde10 , reins11et12,de tractus urinaire et reproductif13; détection des calculs biliaires14 et tumeurs15; et l’évaluation de la perfusion des organes ou des vaisseaux sanguins16,17. L’échographie est une méthode standard dans les soins prénatals pendant la grossesse, et déficience foetale ou déficiences peuvent être reconnus dès le début. Plus précisément, la croissance d’un foetus est étroitement surveillée à intervalles réguliers pour reconnaître un RCIU possible. Enfin, la circulation sanguine foetale peut être surveillée, car cela peut souligner la croissance restrictions18,19,20,21.

Un avantage majeur de l’échographie par rapport aux autres méthodes comme la radiographie est l’innocuité de son des tissus à analyser. Cette méthode simple et rapide est non invasif, indolore et peut être utilisé plusieurs fois. La dépense initiale d’un appareil d’échographie est cher ; Cependant, les matières consommables nécessaires sont bon marchés. Le système à ultrasons utilisé dans ce manuscrit est adapté à un éventail de modèles animaux (c.-à-d., souris et poissons) tandis que pour les humains, un appareil d’échographie exige une fréquence de 3 à 15 mHz, une fréquence de 15 à 70 mHz est requise pour les souris.

Le présent manuscrit décrit un protocole pour l’utilisation de B-mode, mode doppler couleur et mode doppler-l’onde du pouls. La description comprend la préparation de la souris ainsi que performance, acquisition de données et stockage. Cette méthode a été souches de souris avec succès appliqué à différents jours de gestation à tous et peut être utilisée pour étudier le développement foetal et placentaire ainsi que les paramètres sanguins maternels et foetaux. Ici, toutes les applications sont expliquées basé sur nos études employant des souris enceintes MC/NK-déficientes et contrôle.

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Protocol

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Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par le « Landesverwaltungsamt Sachsen Anhalt : 42502-2-1296UniMD. »

1. marche à suivre

  1. Compagnon de 6 à 8 semaines femelle MC-deficient C57BL/6J-Cpa3Cre /+ (Cpa3Cre /+) souris et MC-suffisamment C57BL/6J-Cpa3+/+ (contrôle de la colonie ; Cpa3+/+) avec des mâles BALB/c.
  2. Fixez le jour de la gestation (gd) 0 après confirmation de la fiche vaginale et traiter les femelles immédiatement après confirmation de la fiche.
    Remarque : Une fiche est le sperme du mâle dans l’orifice vaginal de la femelle.
    1. Injecter 250 µL de PBS par voie intrapéritonéale en contrôle Cpa3+/+ femelles.
    2. Injecter 250 µL d’anti-CD122 (0,25 mg) par voie intrapéritonéale en MC-deficient Cpa3Cre /+ femelles.
      Remarque : Une injection de 0,25 mg d’anti-CD122 épuise NKs périphériques et administration en MC-deficient Cpa3Cre /+ femelles comme décrit plus haut22.
  3. Attendre gd5.
    Remarque : À gd5, il y a la possibilité plus tôt pour l’analyse de l’implantation.
    1. Poursuivez les étapes 2 à 5 pour l’analyse de l’échographie.
  4. Effectuer l’imagerie par ultrasons à gd5, 8, 10, 12 et 14.

2. préparation de l’échographe

  1. Allumez le système (Figure 1 a; alimentation principale sur le dos et l’ordinateur en veille sur le site de gauche), la plate-forme chauffée (Figure 1 b; à la manette) et le plus chaud de gel (Figure 1).
    Remarque : Gel ultrasonique doit réchauffer pendant environ 0,5 h.
  2. S’assurer que l’unité de l’isoflurane est suffisamment remplissage (Figure 1).
  3. Dans une étude existante dans le navigateur, ouvrez une Nouvelle étude ou la Nouvelle série . Remplissez toutes les informations nécessaires (propriétaire, étude, nom de série, les données animales) dans la fenêtre Infos étudier . Cliquez sur Ok.
  4. Après avoir cliqué sur Ok, vérifiez que la fenêtre d’imagerie mode B s’affiche et l’imagerie en mode B commence automatiquement.

3. manipulation de la souris

  1. Anesthetization de la souris
    1. Placez votre souris dans la zone de précipitation (Figure 1E), fermez la boîte, ouvrir le tube d’isoflurane à la zone de précipitation et allumez l’isoflurane (concentration 3,5 %).
    2. Quand la souris est anesthésié, plus bas (à 1,5 % de concentration) et rediriger le flux isoflurane en ouvrant le tube en direction de la plate-forme de chauffage et fermer le flux vers la zone de précipitation.
      Remarque : Pour atteindre l’anesthésie suffisante, attendre un supplément de 10 s après la souris n’est plus émouvante.
    3. Transférer la souris rapidement dans la zone de masquage à la plate-forme de chauffage (Figure 1F) en position dorsale et placer doucement son nez dans le tube de nez anesthésie situé sur le dessus de la plate-forme.
  2. Fixation, épilation et la préparation de la souris pour mesurer
    1. Placez une protection oculaire crème dans chaque oeil de la souris pour éviter les yeux secs.
    2. Déposer une goutte de gel de l’électrode sur chacun des quatre domaines de cuivre sur la plate-forme chauffée (Figure 1F).
    3. Appuyez sur les pattes avec ruban chirurgical sur les zones de gel-enduit des électrodes de la plate-forme de chauffage.
    4. Vérifier les ECG [valeur optimale = 450-550 battements/minute (BPM)] physiologie respiratoire à tout moment.
      Remarque : En utilisant une sonde rectale, mesurer la température de corps est possible, mais pas nécessaire.
    5. Place dépilatoire crème au niveau de l’abdomen de la souris, frotter la crème avec un coton-tige et attendre environ 1 min. Retirer la crème avec une compresse imbibée d’eau. Répétez cette étape si pas tous les poils ont disparu.
    6. Appliquez le gel échographie pré chauffé sur la peau épilée.

4. les mesures et Acquisition d’Images et de vidéos

  1. Tenir la sonde (Figure 1) dans la main ou serrer dans le dispositif de fixation (Figure 1 H; tenir le dispositif est recommandé).
  2. Identifier la vessie avec le transducteur et l’utiliser comme point de référence. Déplacez le transducteur vers les sites de gauche et droite de l’abdomen pour les implantations de trace.
  3. Mode B pour la visualisation des structures anatomiques en image 2D de niveaux de gris
    1. Déplacez le transducteur ou chauffage table de plate-forme où la souris est obsédée jusqu'à ce que la première implantation est visible sur l’écran à sa plus grande taille.
      1. Sélectionnez Image étiquette et entrez un nom ou un Frame Store (stockage sans nom) pour stocker des images individuelles, ou Magasin de Cine pour stocker un fenêtrage pour les mesures de toute implantation.
    2. Placez le capteur ou la table pour apporter le placenta d’une position où le débit sanguin dans l’UmA est visible. Stocker une seule image ou fenêtrage (voir étape 4.3.1.1) pour les mesures placentaires.
      NOTE : Mesures placentaires sont possibles du gd10 partir.
    3. Continuer avec toutes les implantations en utilisant la même méthode.
  4. En mode doppler couleur pour visualiser et déterminer le sens d’écoulement de sang
    1. Appuyez sur la touche de couleur .
    2. Déplacer la zone de couleur (dans ce domaine, le signal est visible) jusqu'à la position souhaitée en utilisant le trackball. Si nécessaire, modifier la taille de la boîte en appuyant sur la mise à jour et déplacer la boule de commande (à la droite/vers le haut = grand ; à la gauche côté/vers le bas = plus petit). Lorsque la zone a la bonne taille, appuyez sur Select.
    3. Stocker des images individuelles ou ciné-loops comme indiqué au point 4.3.1.1.
  5. Le mode doppler-onde de pouls (PW) pour quantifier le flux sanguin dans les vaisseaux de l' Arteria uterina (artère utérine, UA) et UmA
    1. Localiser la zone d’intérêt dans l’acquisition de doppler couleur.
      Remarque : L’UA se trouve caudal à la vessie et l’UmA est situé entre le fœtus et le placenta.
    2. Appuyer sur PW, une ligne en pointillés s’affiche. Placez cette ligne dans le vaisseau sanguin d’intérêt et ajuster l’angle de la ligne à l’aide du bouton « Angle Doppler » conformément à la circulation du sang. Appuyez sur mise à jour.
      Remarque : L’angle entre la direction de la circulation sanguine et le transducteur doit être cohérente dans tous les animaux, en particulier lors de l’utilisation des angles de plus de 60° (ici, 70° pour SAMU et 45° pour UmAs ont été utilisés).
    3. Stocker un fenêtrage des lignes doppler qui apparaissent dans la fenêtre d’acquisition doppler PW.

5. en examinant et finition d’Acquisition de données et l’enregistrement d’une série

  1. Pour consulter les données, appuyez sur Study Management. Faites défiler jusqu'à l’image miniature d’intérêt, puis double-cliquez sur mise à jour.
  2. Appuyez d’abord sur Study Management puis Fermer dans la fenêtre du navigateur à la fin d’acquisition de données et d’enregistrer une série enregistrée.
    Remarque : Après la fermeture d’une série, il n’est pas possible de stocker des images ou ciné-loops dans cette série plus.

6. souris traitement suite à l’Acquisition de données

  1. Retirer le gel de l’animal anesthésié à l’aide de compresses sèches.
  2. Retirez le ruban chirurgical soigneusement les pattes.
  3. Fermer le tube d’isoflurane (concentration 0 %).
  4. Procéder à l’analyse suivante d’échographie à gd5, 8, 10 et 12.
    1. Placez l’animal seul dans une cage pendant au moins 5 min donc il a le temps de se réveiller et orienter.
    2. Replacez la souris dans la cage originale.
      Remarque : Ne pas éteindre l’isoflurane avant d’enlever le gel et le ruban chirurgical, comme les souris se réveillent très rapidement (environ 20 s) après avoir éteint l’isoflurane.
  5. Procéder à l’analyse suivante d’échographie à gd14.
    1. Sacrifier la femelle avant il se réveille par dislocation cervicale. Ouvrir l’animal, enlever l’utérus, séparer le fœtus et le placenta et mesurer le poids foetales et placentaires.

7. copier et importer les données

  1. Marquer une ou plusieurs séries en cliquant sur Exporter vers et choisir l’espace de stockage pour copier les données sur un disque dur.
  2. Ouvrez le logiciel sur un ordinateur et cliquez sur Copier à partir et sélectionnez l’étude/la série du disque dur pour importer une série d’études/dans le logiciel.
  3. Analyser les données avec le logiciel.

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Representative Results

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Les composants individuels du système ultrasons utilisé dans ce manuscrit sont indiquées à la Figure 1. La figure 2 illustre représentant images échographiques acquise en mode B à gd5, 8, 10 et 12 (B) et à la mesure de superficie correspondante implantation résultats (A), démontrant une superficie importante implantation réduite de traitées anti-CD122 Cpa3Cre / + souris de gd10 partir.

Figure 3 montre les pièces uniques d’une implantation (decidua basalis, placenta, embryon) acquis en mode B (Figure 3 a) et conduite mesure placentaire (zone, épaisseur, diamètre) (Figure 3 b). Mesures placentaires a donné lieu à une zone placentaire significativement réduite (Figure 3 a), épaisseur (Figure 3 b) et diamètre (Figure 3) dans les traités anti-CD122 Cpa3Cre / + souris contre WTs au gd10 et gd12. En revanche, la zone placentaire et diamètre étaient comparables entre les groupes à gd14, et épaisseur augmente significativement dans les traités anti-CD122 Cpa3Cre / + souris par rapport à la WTs à gd14.

La figure 4 montre le poids foetal et placentaire à gd14. Résultats a révélé un significativement decreasedfetal poids (Figure 4 a), le poids du placenta comparable (Figure 4 b) et diminue significativement fœto-placentaire index (FPI) (Figure 4) dans les traités anti-CD122 Cpa3Cre / + souris par rapport à la WTs. Figure 5 montre une image représentative de doppler PW de l’UA d’une souris WT (Figure 5 a) et les mesures de vitesse systolique maximale (PSV) (Figure 5 b), fin à vélocité diastolique (EDV) (Figure 5) et le calcul index de résistance (Figure 5), par laquelle toutes les valeurs étaient comparables entre les groupes. La figure 6 montre une image doppler couleur représentative d’une UmA foetale WT à gd14 (Figure 6 a) et images doppler représentatives des PW avec normal, absent ou renversée finissent flux diastolique (Figure 6 b) et mesures de PVS (Figure 6C), EDV (Figure 6), ratio systolique/diastolique (Figure 6E),, et la résistance de l’index (Figure 6F). L’index de résistance des traités anti-CD122 Cpa3Cre / + souris a été significativement augmentée par rapport aux souris WT.

Figure 1
Figure 1 : le système d’imagerie. Unité de commande principale (A) avec commande de plate-forme de chauffage pad (B), gel chaud (C), unité de commande isoflurane (D), plateforme de knockdown box (E), chauffée avec quatre zones de cuivre (F ; F.1), transducteur (G) et le transducteur en tenant appareil (H). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : comparaison des zones d’implantation à gd5, 8, 10 et 12. (A) zones d’implantation de WT Cpa3+ / + + souris PBS (souris n = 2-5, implantations n = 6-31 par jour) et MC/NK-deficient Cpa3Cre / + + anti-CD122 souris (souris n = 3, implantations n = 8-16 par jour) à gd5, 8, 10 et 12. Résultats sont présentés comme des valeurs individuelles pour chaque implantation unique et de la moyenne. Des différences statistiques ont été obtenues en utilisant un non-appariés t-test (** p < 0,01, *** p < 0,001). (B) les échographies représentatif de Cpa3+ / + + souris de PBS à gd5 (i), gd8 (ii), gd10 (iii) et gd12 (iv). GD, jour de la gestation ; WT, type sauvage ; MC, des mastocytes ; NK, cellules tueuses naturelles. Ce chiffre est republié depuis une précédente publication23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : mesures placentaires à gd10, 12 et 14. (A) image d’échographie représentative d’une implantation de WT à gd10 montrant le decidua basalis, placenta et embryon. (B) image d’échographie représentatif d’une implantation de WT à gd12 montrant l’épaisseur placentaire (épaisse) et placentaire diamètre (dia). Zone placentaire (C), l’épaisseur placentaire (D) et diamètre placentaire (e) de WT Cpa3+ / + + souris PBS (souris n = 3-5, placentas n = 12-22 par jour) et MC / Cpa3 NK-deficientCre / + + anti-CD122 souris (souris n = 3-4, placentas n = 8-14 par jour) à gd10, 12, et 14. les résultats sont présentés comme des valeurs individuelles pour chaque placenta unique et de la moyenne. Des différences statistiques ont été obtenues en utilisant un non-appariés t-test (* p < 0,05, ** p < 0,01). GD, jour de la gestation ; WT, type sauvage ; épaisseur, épaisseur ; Dia, de diamètre ; MC, des mastocytes ; NK, cellules tueuses naturelles. Ce chiffre est republié depuis une précédente publication23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : poids foetale et placentaire et indice fœto-placentaire (FPI) à gd14. Poids fœtal (A), placentaire poids (B) et naissance (C) de la descendance de Cpa3 WT+ / + + souris PBS (souris n = 4, foetus/placentas n = 35) et MC/NK-deficient Cpa3Cre / + + anti-CD122 souris (souris n = 3, foetus/placentas n = 28) à gd14. Résultats sont présentés en moyenne et les valeurs individuelles. Différences significatives ont été obtenues à l’aide de célibataires t-essai (* p < 0,05, ** p < 0,01). GD, jour de la gestation ; WT, type sauvage ; MC, des mastocytes ; NK, cellules tueuses naturelles. Ce chiffre est republié depuis une précédente publication23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : analyse des vitesses de l’artère utérine à gd10. (A) images doppler représentant-l’onde du pouls de WT Cpa3+ / + + souris PBS montrant PSV et EDV. Indice de PSV (B), EDV (C) et la résistance (D) des artères utérines de Cpa3+ / + + PBS (n = 3) et Cpa3Cre / + + anti-CD122 (n = 3) souris à gd10 de grossesse. Les données sont présentées comme moyenne avec SEM. statistique analyse a été réalisée en utilisant le test U de Mann-Whitney. GD, jour de la gestation ; WT, type sauvage ; MC, des mastocytes ; NK, cellules tueuses naturelles ; PSV, vitesse systolique maximale ; EDV, vitesse diastolique finale. Ce chiffre est republié depuis une précédente publication23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : analyse des vitesses de l’artère ombilicale à gd14. (A) image représentant Color Doppler d’une UmA foetale au gd 14. (B) images doppler représentant-l’onde du pouls de Cpa3+ / + + PBS (i) et Cpa3Cre / + + anti-CD122 (ii, iii) souris, affichage normal jusqu'à la fin des flux diastolique (i), absence de flux diastolique fin (ii) ou flux diastolique fin inversé (iii). PSV (C), EDV (D), systolique/diastolique ratio (E) et la résistance index (F) de UmAs de foetus de Cpa3+ / + + PBS (souris n = 3, UmA mesures n = 7) et Cpa3Cre / + + anti-CD122 (souris n = 3, UmA mesures n = 10) souris à gd14. Les données sont présentées comme moyenne avec SEM. Statistical analysis a été réalisée en utilisant un non-appariés t-test (* p < 0,05). UmA, artère ombilicale ; GD, jour de la gestation ; PSV, vitesse systolique maximale ; EDV, vitesse diastolique finale. Ce chiffre est republié depuis une précédente publication23. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

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En utilisant notre système d’échographie, nous avons démontré de gd10 restriction de croissance foetale chez les mères MC/NK-déficient sur. En outre, à gd10 et 12, nous avons observé des dimensions réduites placentaires et à gd14 l’absence ou l’inversion du flux diastolique de bout dans l’UmAs de certains fœtus de souris uMC/uNK-déficientes. Ce signe de la mauvaise vascularisation était associé à un index de résistance significative des artères indiquant RCIU. Les résultats confirment le rôle important des uMCs et administration dans la grossesse et le bien-être fœtal et dans la compréhension des cours de RCIU.

Le protocole s’applique à tous les jours de gestation de gd5 partir (après l’implantation). Il y a quelques étapes cruciales dans le protocole qui doit être pris en considération. Tout d’abord, l’épilation doit se faire avec précaution. Par exemple, un contact excessif avec la crème épilation peut provoquer une irritation cutanée. Toutefois, épilation incomplète conduit à signal d’interférence visible comme une ombre sur l’écran. Une autre raison pour un signal insuffisant (ombres ou granuleuses photos) peut également être une quantité trop faible de gel placé entre le faisceau de la souris et l’échographie. Dans notre expérience, plutôt une grande quantité de gel (environ 10 mL) est nécessaire pour une visibilité suffisante de signal. Deuxième des mesures 2D peuvent être quelque peu enclins à l’inexactitude. Pour minimiser les différences de mesure entre les implantations, nous conseillons l’utilisation de la plus grande taille disponible lors de l’encerclement de l’implantation. Pour des mesures précises de placenta, toutes les implantations étaient positionnées de manière dans laquelle la circulation sanguine UmA pourrait être vu. En outre, afin de minimiser les sources d’erreurs, des mesures doivent être toujours effectués par le même opérateur. En troisième lieu, des mesures doppler-l’onde du pouls, il est important de regarder l’angle entre la direction de la circulation sanguine et le faisceau ultrasonore. Un angle trop élevé ou différents angles entre les animaux dans une seule expérience peuvent conduire à des mesures de vitesse inexacte. Il convient également au risque d’anesthetization répétitive des femelles. Pour réduire ce risque et le stress de la mère, mesures par ultrasons devraient se faire pas plus que tous les deux jours.

La possibilité de suivi foetus en gestation pertinentes tout au long de la grossesse est un grand avantage de la technologie des ultrasons. Contrairement aux souris sacrifier à des stades différents de la grossesse, la technologie nous permet d’effectuer des analyses longitudinales précises des souris enceintes individuels. Malgré cette force, il existe certaines limitations du système qui devraient être considérés. Par exemple, foetus peuvent modifier les positions au cours de la grossesse. Par conséquent, il peut être difficile d’attribuer certains ensembles de données obtenues à des moments différents pour chaque fœtus. En outre, parfois il n’est pas possible de surveiller certains foetus à des jours de gestation plus tard, comme i) leur position peut être difficile à atteindre avec le faisceau, foetus ii) peuvent être trop grandes pour s’adapter à l’écran, ou iii) ils peuvent être cachés sous l’intestin. Selon la souche de souris, les mesures de toute implantation sont possibles jusqu'à gd12 ou gd14. Plus tard, on les organes seul les foetus, y compris le coeur, peuvent être mesurées et enregistrées. L’implantation de toute elle-même est trop importante à un stade ultérieur de la grossesse pour s’adapter à l’écran.

Au meilleur de nos connaissances, l’échographie est (ainsi que l’imagerie par résonance magnétique et de tomographie par ordinateur) la méthode uniquement disponible pour analyser les paramètres indiqués pendant la grossesse sans pour autant sacrifier plusieurs animaux à différents gestationnel jours. Cela est particulièrement vrai pour l’imagerie doppler, qui est la seule méthode capable d’évaluer avec précision le débit sanguin et la direction (rouge = débit dans le sens de l’échographie du faisceau ; bleu = débit dans le sens opposé du faisceau ultrasonore). Au cours de l’imagerie doppler-l’onde du pouls, le faisceau ultrasonore envoie plusieurs impulsions qui sont renvoyées par le tissu et fournissent des informations de vitesse sur sang flux24.

Comme ultrasons lui-même semble être inoffensif pour la mère et le fœtus, l’échographie est parfaitement adapté pour la recherche sur la grossesse. Néanmoins, les méthodes décrites dans ce manuscrit peuvent être appliqués à nombreux autres domaines de recherche, aussi bien ; par exemple, le système permet aussi de mesures 3D, de visualisation et de quantification du mouvement des tissus au fil du temps, visualisation du sang couler dans les tumeurs, détection de marqueurs biologiques sur les mesures de pression artérielle surface, de la cellule et guidée par échographie injections.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Un grand Merci à la société de l’Instrument d’imagerie (surtout à Magdalena Steiner, Katrin Suppelt et Sandra Meyer) pour leur soutien agréable et rapide et pour répondre à toutes nos questions concernant le système d’imagerie et son usage rapidement et complètement. Nous sommes reconnaissants à Prof. Hans-Reimer Rodewald et Dr Thorsten Feyerabend (DKFZ Heidelberg, Allemagne) pour la fourniture de la colonie de Cpa3. En outre, nous remercions Stefanie Langwisch, qui dirigeait le service des colonies de souris et qui produit les images dans la Figure 1.

Le travail et le système d’imagerie ont été financés par des subventions de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) à A.C.Z. (ZE526/6-1 et AZ526/6-2) qui ont des projets intégrés dans le DFG priorité programme 1394 « mastocytes in health and disease. »

Materials

Name Company Catalog Number Comments
LEAF anti-Maus CD122 (IL-2Rb) BioLegend 123204 Klon TM-β1; 500 µg
Vevo 2100 System  FujiFilm VisualSonics Inc. Transducer MS550D-0421
Vevo LAB Software  FujiFilm VisualSonics Inc.
Isoflurane Baxter PZN: 6497131
Electrode gel Parker 12_8
Surgical tape 3M Transpore 1527-1
Eye cream Bayer PZN: 1578675
Cotton tipped applicators Raucotupf 11969 100 pieces
Depilatory cream Reckitt Benckiser 2077626
Compresses Nobamed Paul Danz AG 856110 10 x 10 cm
Ultrasound gel Gello GmbH 246000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Abramowicz, J. S., Kremkau, F. W., Merz, E. Ultraschall in der Geburtshilfe: Kann der Fötus die Ultraschallwelle hören und die Hitze spüren? Ultraschall in der Medizin. 33, (3), Stuttgart, Germany. 215-217 (1980).
  2. Jones, G. Echolocation. Current Biology. 15, (13), R484-R488 (2005).
  3. Simmons, J. A. The sonar receiver of the bat. Annals of the New York Academy of Sciences. 188, 161-174 (1971).
  4. Zala, S. M., Reitschmidt, D., Noll, A., Balazs, P., Penn, D. J. Sex-dependent modulation of ultrasonic vocalizations in house mice (Mus musculus musculus). Public Library of Science ONE. 12, (12), e0188647 (2017).
  5. Wöhr, M., Seffer, D., Schwarting, R. K. W. Studying Socio-Affective Communication in Rats through Playback of Ultrasonic Vocalizations. Current Protocols in Neuroscience. 75, 1-8 (2016).
  6. Hasiniaina, A. F., et al. High frequency/ultrasonic communication in a critically endangered nocturnal primate, Claire's mouse lemur (Microcebus mamiratra). American Journal of Primatology. e22866 (2018).
  7. Yeo, L., Romero, R. Color and power Doppler combined with Fetal Intelligent Navigation Echocardiography (FINE) to evaluate the fetal heart. Ultrasound in Obstetrics & Gynecology. 50, (4), 476-491 (2017).
  8. Teichholz, L. E. Echocardiography in valvular heart disease. Progress in Cardiovascular Diseases. 17, (4), 283-302 (1975).
  9. Zechner, P. M., et al. Lungensonographie in der Akut- und Intensivmedizin. Der Anaesthesist. 61, (7), 608-617 (2012).
  10. Blank, W., Schuler, A. Sonografie der Schilddrüse - Update 2017. Praxis. 106, (12), 631-640 (2017).
  11. Hansen, K. L., Nielsen, M. B., Ewertsen, C. Ultrasonography of the Kidney: A Pictorial Review. Diagnostics. 6, (1), Basel, Switzerland. (2015).
  12. Older, R. A., Watson, L. R. Ultrasound anatomy of the normal male reproductive tract. Journal of Clinical Ultrasound. 24, (8), 389-404 (1996).
  13. Reeves, J. J., Rantanen, N. W., Hauser, M. Transrectal real-time ultrasound scanning of the cow reproductive tract. Theriogenology. 21, (3), 485-494 (1984).
  14. Sharma, M., Somani, P., Sunkara, T. Imaging of gall bladder by endoscopic ultrasound. World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 10, (1), 10-15 (2018).
  15. Weskott, H. -P. Ultraschall in der Diagnostik maligner Lymphome. Der Radiologe. 52, (4), 347-359 (2012).
  16. Shirinifard, A., Thiagarajan, S., Johnson, M. D., Calabrese, C., Sablauer, A. Measuring Absolute Blood Perfusion in Mice Using Dynamic Contrast-Enhanced Ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 43, (8), 1628-1638 (2017).
  17. Quaia, E. Assessment of tissue perfusion by contrast-enhanced ultrasound. European Radiology. 21, (3), 604-615 (2011).
  18. Saw, S. N., Poh, Y. W., Chia, D., Biswas, A., Zaini Mattar, C. N., Yap, C. H. Characterization of the hemodynamic wall shear stresses in human umbilical vessels from normal and intrauterine growth restricted pregnancies. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. (2018).
  19. Kessler, J., Rasmussen, S., Godfrey, K., Hanson, M., Kiserud, T. Fetal growth restriction is associated with prioritization of umbilical blood flow to the left hepatic lobe at the expense of the right lobe. Pediatric Research. 66, (1), 113-117 (2009).
  20. Laurin, J., Lingman, G., Marsál, K., Persson, P. H. Fetal blood flow in pregnancies complicated by intrauterine growth retardation. Obstetrics and Gynecology. 69, (6), 895-902 (1987).
  21. Arduini, D., Rizzo, G., Romanini, C., Mancuso, S. Fetal blood flow velocity waveforms as predictors of growth retardation. Obstetrics and Gynecology. 70, (1), 7-10 (1987).
  22. Meyer, N., et al. Chymase-producing cells of the innate immune system are required for decidual vascular remodeling and fetal growth. Scientific Reports. 7, 45106 (2017).
  23. Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. Simultaneous Ablation of Uterine Natural Killer Cells and Uterine Mast Cells in Mice Leads to Poor Vascularization and Abnormal Doppler Measurements That Compromise Fetal Well-being. Frontiers in Immunology. 8, 1913 (2017).
  24. Evans, D. H., Jensen, J. A., Nielsen, M. B. Ultrasonic color Doppler imaging. Interface Focus. 1, (4), 490-502 (2011).
Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire <em>In Vivo</em>
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Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).More

Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).

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