Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Developmental Biology

Ultra-som de alta frequência para a análise do desenvolvimento Fetal e placentário na Vivo

doi: 10.3791/58616 Published: November 8, 2018

Summary

Aqui descrevemos a técnica de ultra-som de alta frequência para análise na vivo de fetos em camundongos. Esse método permite o acompanhamento de fetos e a análise dos parâmetros da placenta, bem como o fluxo de sangue materno e fetal durante a gravidez.

Abstract

Ecografia é um método usado para detectar anomalias de órgãos e tumores nos tecidos humanos e animais. O método é não-invasivo, indolor e inofensivo, e a aplicação é fácil, rápido e pode ser feita em qualquer lugar, mesmo com dispositivos móveis. Durante a gravidez, o ecografia canonicamente é usada para acompanhar atentamente o desenvolvimento fetal. A técnica é importante para avaliar a restrição de crescimento intra-uterino (IUGR), uma complicação de gravidez com a curto e longo prazo consequências da saúde para a mãe e o feto. Compreender o processo de IUGR é indispensável para o desenvolvimento de estratégias terapêuticas eficazes.

O sistema de ultra-som utilizado neste manuscrito é um dispositivo de ultra-som produzido para a análise de pequenos animais e pode ser usado em várias áreas de pesquisa, incluindo a investigação de gravidez. Aqui nós descrevemos o uso do sistema de análise em vivo de fetos de natural killer (NK) célula/mastócito (MC)-deficientes mães que dão à luz filhotes crescimento restrito. O protocolo inclui a preparação do sistema, manipulação dos ratos antes e durante as medições e o uso do modo-B, color doppler e modo doppler de onda de pulso. Foram analisados tamanho fetal, tamanho da placenta e fornecimento de sangue para o feto. Encontramos tamanhos reduzidos de implantação e menores placentas em camundongos NK/MC-deficiente do meio da gestação em diante. Além disso, MC/NK-deficiência foi associado ausente e inverteu o fluxo de diastólica final no fetal umbilicalis mesentéricos(UmA) e um índice de resistência elevada. Os métodos descritos no protocolo podem ser facilmente usados para tópicos relacionados e não relacionados à pesquisa.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ultra-som é ondas sonoras com frequências acima da faixa audível do ouvido humano, superior a cerca de 20 kHz1. Animais como morcegos, país de Gales, golfinhos2,3, ratos4, ratos5, e lémures rato6 todos usar ultra-som para orientação ou comunicação. Seres humanos aproveitam-se do ultra-som para diversas aplicações técnicas e médicas. Um aparelho de ultra-som é capaz de criar a onda sonora e distribuir e representar o sinal. Se o ultra-som encontra um obstáculo, o som é refletido, absorvido ou atravessá-la. A aplicação do ultra-som como um método de imagem, chamada ecografia, é usada para a análise dos tecidos orgânicos em humanos ou medicina veterinária como o coração (ecocardiografia)7,8, pulmão9, glândula tireoide10 , rins11e13.12,o trato urinário e reprodutivo; detecção de cálculos biliares tumores de14 e15; e a avaliação da perfusão dos vasos sanguíneos ou órgãos de16,17. Ultrassom é um método padrão no pré-natal durante a gravidez, e fetal do desenvolvimento incapacidades ou deficiências podem ser reconhecidas cedo. Especificamente, o crescimento de um feto é estreitamente monitorado em intervalos regulares para reconhecer um possível IUGR. Finalmente, o fluxo sanguíneo fetal pode ser monitorado, como isto pode apontar crescimento restrições18,19,20,21.

Uma grande vantagem da ultra-sonografia em comparação com outros métodos, como radiografia é a inocuidade do som dos tecidos para ser analisado. Este método fácil e rápido é não-invasivo, indolor e pode ser usado várias vezes. O gasto inicial de um aparelho de ultra-som é caro; no entanto, os materiais consumíveis necessários são baratos. O sistema de ultra-som utilizado neste manuscrito é apropriado para uma variedade de modelos animais (i.e., ratos e peixes) enquanto que para os seres humanos, um dispositivo de ultra-som requer uma frequência de 3-15 mHz, uma frequência de 15-70 mHz é necessária para os ratos.

O presente manuscrito descreve um protocolo para o uso do modo B, modo doppler cor e modo de onda de pulso doppler. A descrição inclui preparação de ratos, bem como desempenho, aquisição de dados e armazenamento. Este método foi cepas de rato com êxito aplicada para diferentes gestacional em todos os dias e pode ser usado para investigar o desenvolvimento fetal e da placenta, bem como os parâmetros do sangue materno e fetal. Aqui, todos os aplicativos estão explicados com base em nossos estudos empregando ratos grávidas MC/NK-deficiente e controle.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo "Landesverwaltungsamt Sachsen Anhalt: 42502-2-1296UniMD."

1. procedimento experimental

  1. Companheiro de 6 a 8 semanas de idade feminina MC-deficiente C57BL/6J-Cpa3Cre /+ (Cpa3Cre /+) ratos e MC-suficiente C57BL/6J-Cpa3+/+ (controles de colônia; Cpa3+/+) com os machos BALB/c.
  2. Definir o dia de gestação (gd) 0 após a confirmação do plugue vaginal e tratar as fêmeas imediatamente após a confirmação do plug.
    Nota: Um plug é o esperma do macho no orifício vaginal da fêmea.
    1. Injectar 250 µ l de PBS intraperitonealmente em controle Cpa3+/+ fêmeas.
    2. Injetar 250 µ l de anti-CD122 (0,25 mg) intraperitonealmente em MC-deficiente Cpa3Cre /+ fêmeas.
      Nota: Uma injeção de 0,25 mg de anti-CD122 esgota NKs periféricas e uNKs no MC-deficiente Cpa3Cre /+ fêmeas conforme descrito anteriormente,22.
  3. Espere até gd5.
    Nota: No gd5, existe a possibilidade de mais antiga para análise de implantação.
    1. Prossiga com as etapas 2-5 para a análise de ultrassom.
  4. Realizar a ultra-sonografia em gd5, 8, 10, 12 e 14.

2. preparação do sistema de ultra-som

  1. Ligue o sistema (figura 1A; poder principal na parte traseira e o computador em espera no local da esquerda), a plataforma aquecida (figura 1B; no painel de controle) e o gel aquecedor (Figura 1).
    Nota: O gel de ultra-som precisa aquecer durante aproximadamente 0,5 h.
  2. Certifique-se de que a unidade de isoflurano é encher suficientemente (Figura 1).
  3. Abra um Novo estudo ou Nova série em um estudo existente no navegador. Preencha todas as informações necessárias (proprietário, nome do estudo, nome da série, dados obtidos em animais) na janela de Informação de estudar . Clique Okey.
  4. Depois de clicar Okey, certifique-se de que aparece a janela de imagem modo-B e a imagem em modo-B começa automaticamente.

3. Mouse manipulação

  1. Anesthetization do rato
    1. Posicione o mouse na caixa "knockdown" (Figura 1E), fechar a caixa, abrir o tubo de isoflurano para a caixa "knockdown" e ative o isoflurano (3,5% de concentração).
    2. Quando o mouse é inferior (de 1,5% de concentração), anestesiados e redirecionar o fluxo de isoflurano através da abertura do tubo na direção da plataforma de aquecimento e fechar o fluxo de caixa "knockdown".
      Nota: Para chegar a anestesia suficiente, espere um adicional de 10 s depois já não estiver movendo o mouse.
    3. Transferir o mouse rapidamente da caixa de nocaute para a plataforma de aquecimento (Figura 1F) em posição dorsal e posicione suavemente seu nariz no nariz anestesia tubo localizado na parte superior da plataforma.
  2. Fixação, depilação e preparação do mouse para medir
    1. Óculos de proteção Coloque creme em cada olho do rato para prevenir olhos secos.
    2. Coloque uma gota de gel de eletrodo em cada uma das quatro áreas cobre na plataforma aquecida (Figura 1F).
    3. Bata as patas com fita cirúrgica sobre as áreas de gel-revestido eletrodo da plataforma de aquecimento.
    4. Verifique o ECG [valor ideal = 450-550 batimentos/minuto (BPM)] e fisiologia respiratória em todos os momentos.
      Nota: Usando uma sonda rectal, medição de temperatura do corpo é possível, mas não necessário.
    5. Lugar creme depilatório creme no abdômen do mouse, esfregue o creme com um cotonete e esperar cerca de 1 min. Retire o creme com uma compressa embebida em água. Repita este passo se não todos os pelos sumiram.
    6. Aplica o gel de ultra-som pré-aquecido na pele depilada.

4. medições e aquisição de imagens e vídeos

  1. Segure o transdutor (Figura 1) com a mão ou apertá-lo no dispositivo de exploração (Figura 1 H; segurando o dispositivo é recomendado).
  2. Identificar a bexiga com o transdutor e usá-lo como ponto de referência. Mova o transdutor para os sites de esquerda e direito do abdômen para implantações de rastreamento.
  3. B-modo de visualização das estruturas anatômicas na imagem 2D em tons de cinza
    1. Mover o transdutor ou aquecimento tabela plataforma onde o mouse está fixado, até a primeira implantação é visível na tela em seu tamanho maior.
      1. Selecione Imagem rótulo e digite um nome, ou Frame Store (armazenamento sem nome) para armazenar quadros único, ou Loja de Cine para armazenar um cineloop para medições de implantação inteira.
    2. Mova o transdutor ou tabela para trazer a placenta para uma posição onde o fluxo de sangue na UmA é visível. Armazenar um único quadro ou cineloop (consulte a etapa 4.3.1.1) para medições da placenta.
      Nota: As medições da placenta são possíveis de gd10 em diante.
    3. Continue com todos os implantes, usando o mesmo método.
  4. Modo doppler cor para visualizar e determinar a direção do fluxo de sangue
    1. Pressione o botão de cor .
    2. Mover a caixa de cor (nesta área, o sinal é visível) para a posição desejada usando o trackball. Se necessário, alterar o tamanho da caixa, pressionando a atualização e mover o trackball (para a direita/para cima = maior; para o esquerdo lado para baixo = menor). Quando a caixa tem o tamanho certo, pressione selecionar.
    3. Loja quadros simples ou cineloops, conforme descrito na etapa 4.3.1.1.
  5. Modo doppler de onda de pulso (PW) para quantificar o fluxo de sangue através os vasos (artéria uterina, UA) da artéria uterina e UmA
    1. Localize a região de interesse na aquisição de doppler a cor.
      Nota: A UA está localizado caudal para a bexiga, e a UmA situa-se entre o feto e a placenta.
    2. Imprensa PWe uma linha tracejada aparecerá. Mover esta linha para o vaso sanguíneo de interesse e ajustar o ângulo da linha usando o botão de "Ângulo Doppler" em consonância com o fluxo de sangue. Pressione a atualização.
      Nota: O ângulo entre a direção do fluxo de sangue e o transdutor deve ser consistente em todos os animais, especialmente quando usando ângulos superiores a 60° (aqui, 70° para UAs e 45° para UmAs foram usados).
    3. Armazene um cineloop das linhas doppler aparecendo na janela de aquisição doppler PW.

5. revisão e acabamento de aquisição de dados e salvar uma série

  1. Para rever os dados, pressione estudo gestão. Role até a imagem em miniatura de interesse e clique duas vezes em Update.
  2. Pressione primeiro Estudo gestão e depois fechar na janela do navegador para concluir a aquisição de dados e salvar uma série gravada.
    Nota: Depois de fechar uma série, não é possível armazenar quadros ou cineloops mais nesta série.

6. Mouse manipulação após a aquisição de dados

  1. Retire o gel o animal anestesiado com a ajuda de compressas secas.
  2. A fita cirúrgica cuidadosamente retire as patas.
  3. Feche o tubo de isoflurano (0% de concentração).
  4. Prosseguir com a seguinte análise de ultrassom no gd5, 8, 10 e 12.
    1. Coloque o animal sozinho em uma gaiola para um mínimo de 5 min para que ele tenha tempo para acordar e orientar.
    2. Coloque o mouse volta para a gaiola original.
      Nota: Não desligue o isoflurano antes de remover o gel e fita cirúrgica, como ratos acordem muito rapidamente (cerca de 20 s) depois de desligar o isoflurano.
  5. Prosseguir com a seguinte análise de ultrassom em gd14.
    1. Sacrifica a fêmea antes que acorde por deslocamento cervical. Abra o animal, remover o útero, separar os fetos e placentas e medir pesos fetais e placentários.

7. copiar e importar os dados

  1. Marque uma ou mais séries, clicando em Exportar para e escolha o espaço de armazenamento para copiar dados para um disco rígido.
  2. Abra o software em um computador e clique em Copiar de e selecione a estudo/série do disco rígido para importar uma série/estudo para o software.
  3. Analise os dados com o software.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Componentes individuais do sistema de ultra-som usado neste manuscrito são mostrados na Figura 1. A Figura 2 mostra o representante ultra-som imagens adquiridas no modo B-gd5, 8, 10 e 12 (B) e medição de área de implantação correspondente resultados (A), demonstrando uma área de implantação de redução significativa de anti-CD122-tratados Cpa3Cre / + ratos de gd10 em diante.

Figura 3 mostra os componentes de uma implantação (decidua basalis, placenta, embrião) adquiriram em modo-B (Figura 3A) e eclodidas medição placentária (área, espessura, diâmetro) (Figura 3B). Medições da placenta resultaram numa área placentária significativamente reduzida (Figura 3A), espessura (Figura 3B) e o diâmetro (Figura 3) em Cpa3 anti-CD122-tratadosCre / + ratos em comparação com a Sociedade Torre de vigia ao gd10 e gd12. Em contraste, diâmetro e área da placenta foram comparáveis entre os grupos de gd14 e espessura aumentou significativamente em Cpa3 anti-CD122-tratadosCre / + ratos em comparação com a Sociedade Torre de vigia no gd14.

A Figura 4 mostra o peso fetal e placentário em gd14. Resultados revelou um peso de decreasedfetal significativamente (Figura 4A), peso da placenta comparável (Figura 4B) e diminuiu significativamente o índice de feto-placentária (FPI) (Figura 4) em Cpa3 anti-CD122-tratadosCre / + ratos comparado a WTs. a Figura 5 mostra uma imagem de doppler PW representativa das medições de velocidade sistólica de pico (PSV) (Figura 5B) e a urina de rato WT (Figura 5A) acabar com velocidade diastólica (EDV) (Figura 5) e o calculado índice de resistência (Figura 5), no qual todos os valores foram comparáveis entre os grupos. A Figura 6 mostra uma imagem de doppler cor representativa de uma UmA fetal WT em gd14 (figura 6A) e imagens de doppler PW representante com normal, ausente ou invertida acabam com fluxo diastólico (Figura 6B) e medições de PVS (Figura 6 C), EDV (Figura 6), a relação pressão sistólica/diastólica (Figura 6E),, e a resistência do índice (Figura 6F). O índice de resistência do anti-CD122-tratados Cpa3Cre / + ratos aumentou significativamente em comparação com camundongos WT.

Figure 1
Figura 1: O sistema de imagem. Unidade de controle principal (A) com plataforma de aquecimento pad (B), do gel aquecedor (C), unidade de controle de isoflurano (D), plataforma de "knockdown" caixa (E), aquecida com quatro áreas de cobre (F; F. 1), transdutor (G) e transdutor segurando o dispositivo (H). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: comparação das áreas de implantação no gd5, 8, 10 e 12. (A) áreas implantação de WT Cpa3+ + + ratos de PBS (ratos n = 2-5, implantações n = 31-6 por dia) e MC/NK-deficiente Cpa3Cre / + + anti-CD122 ratos (ratos n = 3, implantações n = 8-16 por dia) no gd5, 8, 10 e 12. Os resultados são apresentados como valores individuais para cada implantação simples e média. Diferenças estatísticas foram obtidas utilizando um unpaired t-teste (* * p < 0,01, * * * p < 0,001). (B) imagens de ultra-som representativo do Cpa3+ + + ratos de PBS em gd5 (i), gd8 (ii), gd10 (iii) e gd12 (iv). GD, dia de gestação; WT, tipo selvagem; MC, mastócitos; NK, pilha de assassino natural. Esta figura é republicada de uma anterior publicação23. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: medições da placenta em gd10, 12 e 14. (A) imagem de ultra-som representativo de uma implantação de WT no gd10 mostrando a decidua basalis, placenta e embrião. (B) imagem de ultra-som representativo de uma implantação de WT em gd12 mostrando a espessura placentária (grossa) e o diâmetro da placenta (diâmetro). Área placentária (C), espessura da placenta (D) e diâmetro da placenta (e) de WT Cpa3+ / + + ratos de PBS (ratos n = 3-5, placenta n = 12 / 22 por dia) e MC / Cpa3 NK-deficienteCre / + + anti-CD122 mouses (ratos n = 3-4, placenta n = 8-14 por dia) em gd10, 12, e 14. os resultados são apresentados como valores individuais para cada única placenta e mau. Diferenças estatísticas foram obtidas utilizando um unpaired t-teste (* p < 0.05, * * p < 0,01). GD, dia de gestação; WT, tipo selvagem; espessura, espessura; diâmetro, diâmetro; MC, mastócitos; NK, pilha de assassino natural. Esta figura é republicada de uma anterior publicação23. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: medições de peso Fetal e placentária e feto-placentária índice (FPI) em gd14. Pesos fetais (A), placentário pesos (B) e FPUs (C) de progênie de WT Cpa3+ / + + ratos de PBS (ratos n = 4, feto/placenta n = 35) e MC/NK-deficiente Cpa3Cre / + + anti-CD122 mouses (ratos n = 3, feto/placenta n = 28) em gd14. Os resultados são apresentados como média e valores individuais. Diferenças estatísticas foram obtidas utilizando o teste t não pareado (* p < 0.05, * * p < 0,01). GD, dia de gestação; WT, tipo selvagem; MC, mastócitos; NK, pilha de assassino natural. Esta figura é republicada de uma anterior publicação23. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: análise das velocidades de artéria uterina em gd10. (A) imagens de doppler de onda de pulso representante da WT Cpa3+ + + ratos de PBS mostrando PSV e EDV. Índice PSV (B), EDV (C) e resistência (D) das artérias uterinas de Cpa3+ + + PBS (n = 3) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (n = 3) ratos no gd10 da gravidez. Os dados são apresentados como média com SEM. estatística análise foi realizada através do teste de Mann-Whitney U. GD, dia de gestação; WT, tipo selvagem; MC, mastócitos; NK, pilha de assassino natural; PSV, velocidade sistólica de pico; EDV, velocidade diastólica final. Esta figura é republicada de uma anterior publicação23. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: análise das velocidades de artéria umbilical no gd14. (A) imagem do representante Color Doppler de uma UmA fetal na gd 14. (B) imagens de doppler representativa de onda de pulso do Cpa3+ + + PBS (i) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (ii, iii) ratos, mostrando normal acabam com fluxo diastólico (i), ausência de fluxo de diastólica final (ii), ou invertida final fluxo diastólico (iii). PSV (C), EDV (D), pressão sistólica/diastólica ratio (E) e resistência índice (F) de UmAs de fetos de Cpa3+ + + PBS (ratos n = 3, UmA medições n = 7) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (ratos n = 3, UmA medições n = 10) ratos em gd14. Os dados são apresentados como média com SEM. estatística análise foi realizada utilizando um unpaired t-teste (* p < 0,05). UmA, artéria umbilical; GD, dia de gestação; PSV, velocidade sistólica de pico; EDV, velocidade diastólica final. Esta figura é republicada de uma anterior publicação23. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Usando nosso sistema de ultra-som, demonstrámos restrição de crescimento fetal em mães MC/NK-deficiente de gd10 na. Além disso, no gd10 e 12, observamos dimensões reduzidas da placenta e no gd14 a ausência ou a reversão de fluxo diastólico de final nas UmAs de alguns fetos de ratos uMC/uNK-deficiente. Este sinal de vascularização pobre foi associado com um índice de resistência significativa das artérias indicando IUGR. Resultados confirmam o papel importante das uMCs e uNKs durante a gravidez e o bem-estar fetal e na compreensão do curso de IUGR.

O protocolo é aplicável em todos os dias de gestação de gd5 em diante (depois da implantação). Existem alguns passos críticos no protocolo que deve ser levado em consideração. Em primeiro lugar, a remoção do cabelo deve ser feita com cuidado. Por exemplo, contato excessivo com o creme de depilação pode causar irritação da pele. No entanto, depilação incompleta leva a interferência visível como uma sombra na tela de sinal. Outra razão para um sinal insuficiente (sombras ou imagens granuladas) também pode ser uma baixa quantidade de gel colocado entre o feixe de mouse e ultra-som. Em nossa experiência, prefiro uma elevada quantidade de gel (aproximadamente 10 mL) é necessária para a visibilidade de sinal suficiente. Medições segunda, 2D podem ser de alguma forma propensas a imprecisão. Para minimizar as diferenças de medição entre implantações, aconselhamos o uso do maior tamanho disponível quando da implantação de cerco. Para medições precisas da placenta, todos os implantes foram posicionados em uma maneira em que o fluxo de sangue de UmA poderia ser visto. Além disso, a fim de minimizar as fontes de erros, medições devem ser sempre realizadas pelo mesmo operador. Em terceiro lugar, para medições doppler de onda de pulso, é importante ver o ângulo entre a direção do fluxo de sangue e o feixe de ultra-som. Um ângulo demasiado alta ou ângulos diferentes entre os animais em uma única experiência podem levar a medições de velocidade imprecisas. Atenção deve ser dada ao risco de anesthetization repetitivo das fêmeas. Para reduzir este risco e estresse para a mãe, medições de ultra-som devem ser feitas não mais do que em dois dias.

A possibilidade de acompanhamento fetos em relevantes dias gestacional durante a gravidez é uma grande vantagem da tecnologia de ultra-som. Ao contrário do sacrifício ratos em fases diferentes da gravidez, a tecnologia permite-nos realizar análises longitudinais precisas de ratos grávidas individuais. Apesar desta força, existem algumas limitações do sistema que devem ser considerados. Por exemplo, fetos podem mudar de posição durante o curso da gravidez. Portanto, pode ser difícil alocar determinados conjuntos de dados obtidos em diferentes momentos para fetos individuais. Além disso, às vezes não é possível verificar alguns fetos em dias de gestação posteriores, como i) sua posição pode ser difícil de alcançar com o feixe, fetos ii) podem ser muito grandes para caber na tela, ou iii) eles podem ser escondidos por baixo do intestino. Dependendo da estirpe de rato, medições de implantação inteira são possíveis até gd12 ou gd14. Mais tarde, único single órgãos de fetos, incluindo o coração, podem ser medidos e gravados. A implantação de toda em si é muito grande em fases posteriores da gravidez para caber na tela.

O melhor de nosso conhecimento, a ultra-sonografia é (juntamente com a ressonância magnética e tomografias computadorizadas) o método só está disponível para analisar os parâmetros indicados durante a gravidez sem sacrificar vários animais em diferentes gestacional dias. Isto é especialmente verdadeiro para imageamento doppler, que é o único método capaz de avaliar com precisão o fluxo de sangue e direção (vermelho = fluxo na direção do ultra-som feixe; azul = fluxo na direção oposta do feixe de ultra-som). Durante o imageamento doppler de onda de pulso, o feixe de ultra-som emite vários pulsos que são retornados pelo tecido e fornecem informações de velocidade sobre o fluxo de sangue24.

Como ultra-som em si parece ser inofensivo para a mãe e o feto, a ultra-sonografia é perfeitamente adequada para pesquisa de gravidez. No entanto, os métodos descritos neste manuscrito podem ser aplicados a inúmeras outras áreas de pesquisa, bem como; por exemplo, o sistema também permite medições 3D, visualização e quantificação do movimento do tecido ao longo do tempo, visualização de sangue fluir em tumores, deteção de biomarcadores em medições de pressão arterial superficiais, a célula e guiada por ultra-som injeções.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Muitos agradecimentos a empresa de instrumento Imaging (especialmente a Magdalena Steiner, Katrin Suppelt e Sandra Meyer) pelo seu apoio rápido e agradável e por responder todas as perguntas sobre o sistema de imagem e seu uso rapidamente e completamente. Nós estamos gratos ao Prof Hans-Reimer Rodewald e Dr. Thorsten Feyerabend (DKFZ Heidelberg, Alemanha) para fornecer a colônia Cpa3. Além disso, agradecemos a Stefanie Langwisch, quem estava encarregado das colônias de rato e quem gerou as imagens na Figura 1.

O trabalho e o sistema da imagem latente foram financiados por subsídios da Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) para A.C.Z (ZE526/6-1 e AZ526/6-2) que eram projetos incorporados em DFG prioridade programa 1394 "mastócitos na saúde e na doença."

Materials

Name Company Catalog Number Comments
LEAF anti-Maus CD122 (IL-2Rb) BioLegend 123204 Klon TM-β1; 500 µg
Vevo 2100 System  FujiFilm VisualSonics Inc. Transducer MS550D-0421
Vevo LAB Software  FujiFilm VisualSonics Inc.
Isoflurane Baxter PZN: 6497131
Electrode gel Parker 12_8
Surgical tape 3M Transpore 1527-1
Eye cream Bayer PZN: 1578675
Cotton tipped applicators Raucotupf 11969 100 pieces
Depilatory cream Reckitt Benckiser 2077626
Compresses Nobamed Paul Danz AG 856110 10 x 10 cm
Ultrasound gel Gello GmbH 246000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Abramowicz, J. S., Kremkau, F. W., Merz, E. Ultraschall in der Geburtshilfe: Kann der Fötus die Ultraschallwelle hören und die Hitze spüren? Ultraschall in der Medizin. 33, (3), Stuttgart, Germany. 215-217 (1980).
  2. Jones, G. Echolocation. Current Biology. 15, (13), R484-R488 (2005).
  3. Simmons, J. A. The sonar receiver of the bat. Annals of the New York Academy of Sciences. 188, 161-174 (1971).
  4. Zala, S. M., Reitschmidt, D., Noll, A., Balazs, P., Penn, D. J. Sex-dependent modulation of ultrasonic vocalizations in house mice (Mus musculus musculus). Public Library of Science ONE. 12, (12), e0188647 (2017).
  5. Wöhr, M., Seffer, D., Schwarting, R. K. W. Studying Socio-Affective Communication in Rats through Playback of Ultrasonic Vocalizations. Current Protocols in Neuroscience. 75, 1-8 (2016).
  6. Hasiniaina, A. F., et al. High frequency/ultrasonic communication in a critically endangered nocturnal primate, Claire's mouse lemur (Microcebus mamiratra). American Journal of Primatology. e22866 (2018).
  7. Yeo, L., Romero, R. Color and power Doppler combined with Fetal Intelligent Navigation Echocardiography (FINE) to evaluate the fetal heart. Ultrasound in Obstetrics & Gynecology. 50, (4), 476-491 (2017).
  8. Teichholz, L. E. Echocardiography in valvular heart disease. Progress in Cardiovascular Diseases. 17, (4), 283-302 (1975).
  9. Zechner, P. M., et al. Lungensonographie in der Akut- und Intensivmedizin. Der Anaesthesist. 61, (7), 608-617 (2012).
  10. Blank, W., Schuler, A. Sonografie der Schilddrüse - Update 2017. Praxis. 106, (12), 631-640 (2017).
  11. Hansen, K. L., Nielsen, M. B., Ewertsen, C. Ultrasonography of the Kidney: A Pictorial Review. Diagnostics. 6, (1), Basel, Switzerland. (2015).
  12. Older, R. A., Watson, L. R. Ultrasound anatomy of the normal male reproductive tract. Journal of Clinical Ultrasound. 24, (8), 389-404 (1996).
  13. Reeves, J. J., Rantanen, N. W., Hauser, M. Transrectal real-time ultrasound scanning of the cow reproductive tract. Theriogenology. 21, (3), 485-494 (1984).
  14. Sharma, M., Somani, P., Sunkara, T. Imaging of gall bladder by endoscopic ultrasound. World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 10, (1), 10-15 (2018).
  15. Weskott, H. -P. Ultraschall in der Diagnostik maligner Lymphome. Der Radiologe. 52, (4), 347-359 (2012).
  16. Shirinifard, A., Thiagarajan, S., Johnson, M. D., Calabrese, C., Sablauer, A. Measuring Absolute Blood Perfusion in Mice Using Dynamic Contrast-Enhanced Ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 43, (8), 1628-1638 (2017).
  17. Quaia, E. Assessment of tissue perfusion by contrast-enhanced ultrasound. European Radiology. 21, (3), 604-615 (2011).
  18. Saw, S. N., Poh, Y. W., Chia, D., Biswas, A., Zaini Mattar, C. N., Yap, C. H. Characterization of the hemodynamic wall shear stresses in human umbilical vessels from normal and intrauterine growth restricted pregnancies. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. (2018).
  19. Kessler, J., Rasmussen, S., Godfrey, K., Hanson, M., Kiserud, T. Fetal growth restriction is associated with prioritization of umbilical blood flow to the left hepatic lobe at the expense of the right lobe. Pediatric Research. 66, (1), 113-117 (2009).
  20. Laurin, J., Lingman, G., Marsál, K., Persson, P. H. Fetal blood flow in pregnancies complicated by intrauterine growth retardation. Obstetrics and Gynecology. 69, (6), 895-902 (1987).
  21. Arduini, D., Rizzo, G., Romanini, C., Mancuso, S. Fetal blood flow velocity waveforms as predictors of growth retardation. Obstetrics and Gynecology. 70, (1), 7-10 (1987).
  22. Meyer, N., et al. Chymase-producing cells of the innate immune system are required for decidual vascular remodeling and fetal growth. Scientific Reports. 7, 45106 (2017).
  23. Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. Simultaneous Ablation of Uterine Natural Killer Cells and Uterine Mast Cells in Mice Leads to Poor Vascularization and Abnormal Doppler Measurements That Compromise Fetal Well-being. Frontiers in Immunology. 8, 1913 (2017).
  24. Evans, D. H., Jensen, J. A., Nielsen, M. B. Ultrasonic color Doppler imaging. Interface Focus. 1, (4), 490-502 (2011).
Ultra-som de alta frequência para a análise do desenvolvimento Fetal e placentário <em>na Vivo</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).More

Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter