Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Een geoptimaliseerde Rhizobox Protocol bij het visualiseren van de wortelgroei en responsiviteit gelokaliseerde nutriënten

Published: October 22, 2018 doi: 10.3791/58674

Summary

Visualiseren en meten wortel groei in situ is zeer uitdagend. We presenteren een aanpasbare rhizobox methode voor het bijhouden van de ontwikkeling van de wortel en proliferatie na verloop van tijd in reactie op de voedingsstoffen verrijking. Deze methode wordt gebruikt voor het analyseren van maïs genotypische verschillen in wortel plasticiteit in reactie op een organische stikstofbron.

Abstract

Wortels zijn notoir moeilijk te bestuderen. De bodem is zowel een visuele en mechanische barrière, waardoor het moeilijk is om bij te houden wortels in situ zonder destructieve oogst of dure apparatuur. We presenteren een klantgerichte en betaalbare rhizobox-methode, waarmee de niet-destructieve visualisatie van wortelgroei na verloop van tijd en is bijzonder goed geschikt voor het bestuderen van wortel plasticiteit in reactie op de bron van de gelokaliseerde patches. De methode werd gevalideerd door maïs genotypische variatie in plasticiteit reacties op patches met 15N-geëtiketteerden peulvrucht residu te bepalen. Methoden worden beschreven verkrijgen representatieve developmental metingen na verloop van tijd meten wortel lengte dichtheid in resource-bevattende en controle patches, berekening van groeicijfers van de wortel, en vervolgens bepalen 15N herstel door plant roots en shoots. Voordelen, waarschuwingen en mogelijke toekomstige toepassingen van de methode worden ook besproken. Hoewel zorg men moet zich ervan vergewissen dat de experimentele omstandigheden niet wortel groeigegevens doen bias, levert het rhizobox protocol gepresenteerd hier betrouwbare resultaten indien uitgevoerd met voldoende aandacht voor detail.

Introduction

Hoewel vaak over het hoofd gezien ten opzichte van hun bovengrondse tegenhangers, wortels spelen een cruciale rol in de plant voedingsstoffen acquisitie. Gezien de aanzienlijke koolstof kosten van wortel bouw en het onderhoud, planten geëvolueerd mechanismen voor de ontwikkeling van de wortels alleen waar foerageren is de investering waard. Wortelstelsel kan zo efficiënt en dynamisch mij resource patches door prolifererende in hotspots, upregulating tarieven van opname, en snel translocating voedingsstoffen naar het floëem voor verder vervoer1. Plasticiteit reacties kunnen sterk verschillen tussen plant soorten of genotypen2,3 en afhankelijk van de chemische vorm van de nutriënten betrokken4,5. Variatie in wortel plasticiteit moet verder, als begrip complexe wortel reacties op heterogene bodem middelen zou kunnen meedelen fok- en beheerstrategieën om efficiënter nutriënten gebruik in de landbouw worden onderzocht.

Ondanks zijn noodzaak en relevantie voor begrip plant systemen plaatst visualiseren en kwantificeren van de wortel plasticiteit op relevante schalen technische uitdagingen. Opgraven van de kroon van de wortel uit de bodem ("shovelomics"6) is een gemeenschappelijke methode, maar fijne wortels exploiteren kleine poriën tussen de bodem aggregaten en opgraving leidt onvermijdelijk tot een zekere mate van verlies van deze kwetsbare wortels. Bovendien, destructieve oogst maakt het onmogelijk om het volgen van veranderingen in een wortelsysteem na verloop van tijd. In situ beeldvormende methoden zoals X-ray berekend tomografie directe visualisatie van wortels en bodem middelen toestaan op hoge ruimtelijke resolutie7, maar zijn duur en gespecialiseerde apparatuur vereist. Hydrocultuur experimenten vermijden verplichtingen in verband met de winning van wortels uit de bodem, maar wortel morfologie en het platform verschillen in waterige media ten opzichte van de mechanische beperkingen en biofysische complexiteit van bodems8,9. Ten slotte kunnen niet rhizosfeer processen en functies worden geïntegreerd met ontwikkelingsstoornissen plasticiteit in deze kunstmatige media.

Presenteren we een protocol voor de bouw en het gebruik van rhizoboxes (smalle, duidelijke-zijdige rechthoekige containers) als een goedkope, aanpasbare methode te karakteriseren wortelgroei in de bodem na verloop van tijd. Speciaal ontworpen frames aanmoedigen wortels groeien bij voorkeur tegen het achterpaneel vanwege Geotropie, verhogen van de nauwkeurigheid van wortel lengte metingen. Rhizoboxes worden gebruikt bij het bestuderen van de wortelgroei en rhizosfeer interacties10,11,12, maar de methode die hier gepresenteerd biedt een voordeel in de eenvoud met haar single-vaks ontwerp en goedkoop materialen, en is ontworpen om te bestuderen wortel reacties op gelokaliseerde voedingsstoffen. De methode kan echter ook worden aangepast aan het bestuderen van een aantal andere wortel en rhizosfeer processen zoals intra/interspecies concurrentie, ruimtelijke verdeling van chemische verbindingen, microben of enzymactiviteit. Hier, onderzoeken we genotypische verschillen tussen maïs hybriden in reactie op patches van 15N-geëtiketteerden peulvrucht residu en hoogtepunt representatieve resultaten te valideren van de methode rhizobox.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. bereiding van de voorkant en achterkant panelen en Spacers

  1. De voor- en achterkant panelen voor te bereiden.
    1. Snijd twee stukken van duidelijk 0.635 cm dik acryl tot 40,5 cm breed door 61 cm lang per doos of koop voorgesneden stukjes (Zie Tabel van materialen).
    2. Met behulp van een boor ontworpen voor acryl, boorgaten 0.635 cm in diameter 1.3 cm vanaf de kant randen op 2.5, 19, 38 en 53,3 cm vanaf de bovenkant. Boorgaten 1.3 cm vanaf de onderkant op 2.5, 20,3 en 38 cm vanaf de linkerkant (Figuur 1).
      Opmerking: Het is het meest efficiënte gebruik van een boor pers voor een stack van zes tot tien bladen op een tijd, maar een hand boor kan ook worden gebruikt.
    3. Verwijder eventuele beschermende bekledingen van de acryl en voorzichtig schoon beide panelen voor het monteren van de vakken.

Figure 1
Figuur 1: lay-out van boorgaten. Gaten zijn geboord 1.3 cm vanaf de kant randen op 2.5, 19, 38, 53,3 cm van de bovenkant en 1.3 cm vanaf de onderkant op 2.5, 20,3 en 38 cm vanaf de linkermarge. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

  1. De zijkant en onderkant spacers voor te bereiden.
    1. Snij drie spacers per doos van hoge-dichtheid polyethyleen (HDPE) of aankoop twee voorgesneden kant spacers (0.635 cm dik, 2,5 cm breed, 57 cm lang) en een voorgesneden onder spacer (0.635 cm dik, 2,5 cm breed, 40.5 cm lang). Zie de tabel van materialen.
    2. Hiermee lijnt u de spacers tussen de voor- en achterkant panelen langs de zijkanten en onderkant van het vak. Met behulp van een hand boor of boor press, boor door de bestaande gaten in de voorkant en weer terug, zodat de gaten alle drie lagen netjes passeren.
    3. Houd de lagen plaatsen met behulp van klemmen of door het installeren van een combinatie van bouten, moeren en sluitringen in elk nieuw geboord gat (zie stap 3.1).

2. installatie van een strook van Polyester slaan bij de bodem van de doos

Opmerking: Dit zal verhinderen bodem en water lekken via de gewrichten tussen de afstandhouders.

  1. Polyester batting in 2.5 cm breed door gesneden stroken 40.5 cm lange (Zie de Tabel van de materialen).
  2. Met de achterkant flat en de tussenringen bovenop liggen, leggen de beste slagman direct boven de onderkant spacer en houd hem in de plaats met de bovenzijde (Figuur 2).

Figure 2
Figuur 2: gemonteerd rhizobox met beste slagman. Een smalle strook van beste slagman aan de onderkant van de rhizobox voorkomt dat bodem en zand lekt. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

3. assemblage van de Rhizoboxes

  1. Monteren van de rhizoboxes met behulp van 20-draad schroeven (3,2 cm lengte van 0.635 cm diameter), wasmachines (0.635 cm interne diameter) en hex noten (formaat passen de schroeven, Zie Tabel van materialen.
  2. Draai elke schroef vast door middel van een wasmachine, voorpaneel, spacer, achterpaneel, wasmachine en hex nut. Zorg ervoor dat de schroeven zijn zeer strak; Als het vak is losjes geassembleerd, zal bodem morsen uit door middel van de kloof tussen de panelen en zijkant afstandhouders.
    Opmerking: Acryl is gemakkelijk bekrast, en de krassen kan interfereren met metingen van de wortel, dus de geassembleerde vakken met zorg behandelen. Vermijd stapelen vakken tenzij beschermend materiaal wordt geplaatst tussen hen.
  3. Bereiden twee patch Spoorverbreders (spacers die worden gebruikt voor het maken van de behandeling en controle patches) per doos. Gesneden afstandhouders van hoge-dichtheid polyethyleen (HDPE) bladen of koop ze pre knippen (0.635 cm dik, 3.8 cm breed, 28 cm lang; Zie Tabel van materialen). Boor een gat 0.635 cm in diameter in elke spacer, 2 cm van de bovenkant over de middellijn (Figuur 3).

Figure 3
Figuur 3: Patch spacers. Schroeven ingebracht via de center van HDPE-strips houd ze vallen in het vak. De rhizobox is gevuld met grond rond de afstandhouders, de bodem is wordt bevochtigd en de afstandhouders worden verwijderd zodat de lege patches van de behandeling en controle. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

  1. Een schroef door elk gat met een moer te beveiligen, zodat de spacer kan worden gedeeltelijk ingevoegd in de rhizobox totdat de schroef gaan verhindert verder (Figuur 3).
    Opmerking: Wanneer de bodem is bevochtigd rond de afstandhouders en de afstandhouders worden verwijderd, twee lege ruimten zal blijven die kan gevuld worden met de passende substraten voor de stikstof bevattende behandeling patch en de patch van de controle.

4. gebouw PVC Frames ter ondersteuning van de Rhizoboxes in een hoek

Opmerking: Wanneer het vak wordt geplaatst in een hoek, Geotropie zal de wortels om te groeien tegen het achterpaneel zodat alle wortels zichtbaar voor tracering zijn. De PVC (polyvinylchloride) afmetingen in Figuur 4 resulteren in een frame die onderhoudt van de rhizobox op een ongeveer 55 ° hoek aan de Bank.

  1. Knippen 13 stukken van 1,3 cm diameter PVC per doos: 2 × 44 cm lengtes, 3 × 42 cm lengtes, 2 × 36,3 cm lengtes, 2 × 25,4 cm lengtes en 4 × 3.8 cm lengtes (Zie Tabel van materialen).
    Opmerking: Een zaag hakken wordt sterk aanbevolen voor de efficiëntie en zelfs delen.
  2. Gebruik 4 × 2-weg ellebogen, 2 × 3-weg ellebogen en 4 T-gewrichten (Zie Tabel van materialen) te monteren van het vak zoals weergegeven in Figuur 4.
    Opmerking: Frames moet stabiel zonder extra lijm, maar PVC lijm kan worden gebruikt indien nodig.

Figure 4
Figuur 4: Frame ter ondersteuning van rhizoboxes. De lichtgewicht frame is opgebouwd uit PVC snijden aan de opgegeven lengtes en met elkaar verbonden via de gezamenlijke typen aangegeven. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

5. Naai beschermende gevallen aan licht en warmte

Opmerking: Wortels voorkomen dat licht, zodat deze gevallen licht uitsluiten om ervoor te zorgen dat waargenomen wortel plasticiteit reacties worden gedreven door de bron van nutriënten in de patches en niet door licht te vermijden. Lichte ontbering weefsel vermindert ook de temperatuur in de rhizoboxes, helpt om hittestress te vermijden.

  1. Snijd het licht ontbering weefsel (gespecialiseerde materiaal dat aan de ene kant wit en zwart aan de andere) in stukken ongeveer 95 cm breed en 69 cm lang (Zie Tabel van materialen). Een steen per vak is vereist.
  2. Vouw elk stuk doormidden langs de lange zijde om te vormen van een mouw 47.5 cm × 69 cm. Met behulp van een naald van de naaimachine ontworpen voor denim, zware quilten draad en een smalle naad, naai de onderkant en ¾ van de weg omhoog de zijde van elke mouw. PIN de bovenste hoeken samen met een veiligheidsspeld.

6. bereiding van 1:1 (V/V) bodem: zand substraat te vullen van de Rhizoboxes

  1. Verzamelen van ongeveer 1000 cm3 van de bodem van het veld (op de site van belang) per doos. Droog de bodem tot constant gewicht in ondiepe lade op 60 ° C.
    Opmerking: De bodem voor dit experiment werd verzameld onmiddellijk na oogst in een autonoom beheerde maïsveld van 0\u201210 cm (diepte).
  2. Het malen van de bodem met een mortier en een stamper geschiedde door een zeef van 2 mm. Meet de bulkdichtheid van de bodem door een bekend volume van de bodem af te wegen.
  3. Verkrijgen van zand (zoals spelen zand, die goedkoop kan worden gekocht bij een ijzerhandel; Zie Tabel van materialen) en meet de bulkdichtheid.
  4. Afmeten van gelijke hoeveelheden zand en grond in een emmer en meng. Gebruik een trechter om te vullen het vak langzaam en gelijkmatig tot 2,5 cm vanaf de bovenkant, zonder schudden van het vak als u wilt dat het substraat te regelen. Meten van dit volume van substraat; het moet ongeveer 1,272 cm3.
  5. De bulkdichtheid van zand te vermenigvuldigen met de helft van dit volume te verkrijgen van de massa van het zand nodig voor elk vak. Doe hetzelfde met de bulkdichtheid van de bodem te verkrijgen van de massa van de bodem nodig voor elk vak.
    Opmerking: Voor het veld grond en zand gebruikt in dit experiment, was dit 976 g zand en 774 g van de bodem, maar deze bedragen zullen variëren afhankelijk van de bulkdichtheid van de bodem gebruikt.
  6. Label van één grote zip-top plastic zakje per rhizobox, wegen de juiste massa van zand en grond in de zak en meng grondig.
  7. Analyseren van deze 1:1 grond- en substraat voor het gehalte aan nutriënten en de natuurlijke overvloed van 15N (δ15N).

7. substraat voorbereiding voor de behandeling en controle Patches

  1. Label twee kleine zip-top plastic zakken per rhizobox, één voor de behandeling patch en één voor de patch controle. Weeg 30 g van de bodem: zand substraat van elke grote tas (stap 6.6) in de twee bijbehorende kleine zakken.
  2. Meng het substraat met een 15N-geëtiketteerden stikstofbron voor de pleister behandeling. Hiervoor, weeg 1 g van 15N-geëtiketteerden plantaardige residuen of andere N-bron (het bedrag kan worden aangepast als gewenste) in de zak van elke behandeling (zip-top zakje), en meng zorgvuldig.
    Opmerking: Voor dit experiment, een mengsel van 15N-geëtiketteerden klaver en wikke residu werd gebruikt. Klaver en wikke zaden waren geplant in een 1:1 mix van vermiculiet en zand, en gegroeid onder voorwaarden van de broeikasgassen. Planten werden dagelijks met gedeïoniseerd water gedrenkt en tweemaal per met 1/100 kracht van Long-Ashton oplossing13 met 15N-geëtiketteerden stikstof bronnen. Alle bovengrondse biomassa is gekapt op vier weken na het planten, gedroogd en gemalen passeren door een zeef van 2 mm. Als een andere voedingsstof is gekozen, met name als dat element in de bodem, mobiele is worden proefprojecten voor het testen van uitspoeling aangemoedigd. Slow release vormen van voedingsstoffen kunnen worden gebruikt of een ontwerp van verschillende rhizobox kan worden gekozen om te beperken uitloging (bijvoorbeeld door aparte compartimenten10) indien nodig.

8. veilig laden Rhizobox met substraat, en tot vaststelling van de behandeling en controle Patches

  1. Weeg elke lege rhizobox en opnemen van de gewichten voor later gebruik.
  2. Plaats twee patch spacers (zie stap 3.2) in één rhizobox totdat de schroef hen verhindert verder te gaan. Mark van de diepte van de onderste rand met een lichte mark aan de zijkant van de rhizobox (Figuur 3) en verwijder de afstandhouders.
  3. Met behulp van een trechter met een opening van de stam dat zo smal als de opening van de rhizobox, vullen de rhizobox van de overeenkomstige grote zak van substraat tot de aangegeven diepte. De trechter heen en weer langzaam en gelijkmatig verplaatsen zodat het substraat gelijkmatig vult en geen preferentiële stroom kanalen schept.
  4. Wanneer het substraat de gemarkeerde diepte bereikt, zet u de spacers terug in 5 cm aan beide kanten van het vak. Blijven vullen het vak totdat het niveau van het substraat ongeveer 5 cm van de bovenkant van de doos is (er moet nog in de zak substraat).
  5. Natte grondig rond elke spacer.
    Opmerking: In dit experiment, dit werd bereikt door het leveren van 50 mL water via infuus vervuilers ingevoegd tussen de buitenste rand van elke spacer en de kant van de rhizobox, en gieten 50 mL water gelijkmatig tussen de twee afstandhouders. Langzame irrigatie is noodzakelijk voor uniforme bevochtiging.
  6. Verwijder de afstandhouders, terwijl de bodem nat is, waardoor een lege holte voor de patches.
  7. Tape een transparantenfolie aan de buitenkant van elke rhizobox (Zie Tabel van materialen). Mark van de ene kant als behandeling en controle, en vul de patches van de passende zakken met behulp van de trechter. De grenzen van elke patch op de transparantie met permanente marker te traceren.
  8. Vul de rhizobox gelijkmatig met de resterende substraat. Het traceren van de bovenkant van het substraat op de transparantie.
  9. Herhaal voor de resterende rhizoboxes. Sla alle tassen voor oogst.

9. zelfs water tot 60% Water-Holding capaciteit

Opmerking: Deze hoeveelheid bodemvocht werd gevonden om te voorkomen dat planten ervaren droogte stress terwijl het voorkomen van de ontwikkeling van zuurstofvrije omstandigheden of algengroei.

  1. Het meten van de capaciteit van de water-holding (WHC) van de substraat-14.
  2. Bereken het ideale gewicht van elk vak; hier gedefinieerd als de som van het gewicht van de lege rhizobox in combinatie met het gewicht van het substraat op 60% water-holding capaciteit.
  3. Vermenigvuldig de WHC (gram water / gram droge ondergrond) door 0.6 te verkrijgen van de massa van water in het substraat op 60% gehouden WHC. Deze massa aan de massa van de droge ondergrond en de massa van de 15N bron toevoegen.
  4. Het leeg gewicht van elk vak toevoegen aan het nummer hierboven verkregen.
  5. Weeg de vakken zodra ze zijn ingevuld. Het gewicht van elk vak (in g) op dit punt van zijn ideale gewicht (in g) berekend in stap 9.2 aftrekken. Water met dit volume (in mL) van-geïoniseerd (DI) water langzaam en gelijkmatig.
    Opmerking: Deze stap kan worden gedaan met behulp van druppelirrigatie of drenken met de hand. Als drenken met de hand, kunt u het water volledig kansloos alvorens toe te voegen meer om te voorkomen dat vocht van heterogene bodemgesteldheid en preferentiële stroom kanalen.

10. Zaaimaterialen kieming en -transplantatie

  1. Als unplanted gebruiken, gereserveerd die rhizoboxes.
  2. Oppervlakte-steriliseren maïs zaden door roeren voor 1 min 5% NaOCl, dan Spoel grondig in DI water.
    Opmerking: In dit experiment, zaden van zes verschillende maïs genotypen werden gebruikt om te onderzoeken van de genotypische verschillen in wortel plasticiteit.
  3. Gesteriliseerde zaden ontkiemen door te plaatsen ze op een natte laboratorium weefsel (bijvoorbeeld Kimwipe) in petrischalen en die betrekking hebben op met een andere vochtige weefsel. Er mag geen stilstaand water. Plaats petrischalen op een donkere plaats voor 48\u201272 h totdat de radicle gewoon begint te ontstaan.
  4. Gebruik een smalle spatel te graven een gat tot 2,5 cm diepte in het midden van elke rhizobox. Transplantatie van een gekiemd zaad in het gat, ervoor te zorgen dat de radicle gericht rechtstreeks naar beneden.
    Opmerking: Als het radicle is schuin tegenover beide patch, de vergelijking van de groeicijfers van de wortel zal een vertekend beeld geven.
  5. De locatie van het zaad op de transparantie te traceren.
  6. Dekking van het zaad en water met DI water aan tot 50 mL.

11. planten groei

  1. Planten groeien voor 25 dagen (of zo lang als gewenst), behoud van 60% WHC gedurende de groeiperiode. Wortelgroei van de monitor door het traceren van de wortels.
  2. Wegen elk vak elke 3\u20124 dagen en water totdat het binnen 5 g van het ideale gewicht. Stop drenken de rhizoboxes vier dagen vóór de oogst ter vergemakkelijking van de scheiding van de panelen. Verwijder onkruid met de hand vaak zodat alleen de plantenwortels van belang aanwezig zijn.
  3. Traceren zichtbare wortels om 3\u20124 de dagen met behulp van een permanent marker met duidelijk te onderscheiden kleuren voor elke dag van de tracering.
    Opmerking: De diameter van de verschillende markeringen kunnen worden gebruikt voor primaire en laterale wortels, indien gewenst. Het kan zinvol zijn om criteria voor root tracering meteen omdat een zekere mate van subjectiviteit is betrokken, met name als meerdere onderzoekers overtrekken wortels zullen of als wortels van verschillende orders of diameter te onderscheiden met verschillende markeringen te definiëren. In dit experiment, de juistheid van de opsporing van zichtbare wortels aan slechts één kant van het vak is getest door het traceren van zichtbare wortels aan beide zijden en vergelijken van totale wortel lengte gemeten op de gescande transparanten tot totale wortel lengte gemeten door het wassen en het scannen van de wortels. De correlatie tussen de overgetrokken en gescande wortel lengte was belangrijk ongeacht of alleen de transparantie in de rug of beide transparanten werden gebruikt. Daarom is het mogelijk om gewoon traceren zichtbare wortels op het achterpaneel.

12. oogsten scheuten, en het verkrijgen van Root en bodemmonsters voor analyse

  1. Leggen van de eerste rhizobox flat en verwijder alle schroeven.
  2. Oogst de shoot monsters. Clip scheuten aan de basis, een bodem met DI water afspoelen en drogen op 60 ° C. Grind schiet met een mortier en een stamper passeren door een zeef van 2 mm en weeg deelmonsters in tin capsules voor isotoop analyse (zie punt 14).
  3. Met behulp van de transparantie als een gids, gesneden rond de behandeling en controle patches met een scheermes. Gebruik een lepel of spatel te schep de wortels en de daaraan vastzittende rhizosfeer bodem in de respectievelijke behandeling of besturingselement zak.
    Opmerking: Hoewel vele methoden bestaan om aparte rhizosfeer bodem, de bodem onder invloed van plant roots15, en de rizosfeer kan worden beschouwd als een verloop in plaats van een strikt afgebakende zone16, deze methode volgt de gebruikte definitie van de bodem die voldoet plantenziekterisico wortels na het schudden van17.
  4. Schep de resterende wortels en bodem in de derde tas.
  5. Passeren van de behandeling, controle, en bulk van monsters door een zeef van 2 mm te scheiden van de wortels van substraat, een zichtbare wortels of fragmenten verwijderen > 1 cm in lengte met een fijne pincet. Houd deze monsters los van elkaar voor een totaal van drie wortel en drie monsters van het substraat.

13. validering van schetsen en schatting van relatieve Root groeicijfers

  1. Behandeling, controle, scannen en bulk monsters en berekenen van de lengte van de wortel.
    1. Werken met één monster tegelijk, spoel wortels zorgvuldig met DI water te verwijderen van alle resterende substraat. Monsters in een duidelijke lade zo rangschikken dat de wortels niet overlappen.
    2. Scan monsters met behulp van een scanner die compatibel is met de wortel analysesoftware (bijvoorbeeld WinRhizo). Ervoor zorgen dat de software gekalibreerd is om te onderscheiden betrouwbaar wortels van de achtergrond van de afbeelding.
    3. De software gebruiken voor het meten van de lengte van de totale wortel en wortel lengte in de klassen van de diameter van belang (bijvoorbeeld < 0,2 mm, 0.2\u20120.4 mm 0.4\u20120.8 mm 0.8\u20121.6 mm, > 1,6 mm).
  2. Bereken de wortel lengte dichtheid (RLD) voor de behandeling en controle patches en voor elke rhizobox als geheel.
    1. Berekenen van het volume van behandeling en bestrijding patches door te vermenigvuldigen met het gebied getraceerd op transparanten (zie stap 8.1) door 0.635 cm, de diepte van het vak. Deze volumes gebruiken voor het berekenen van de wortel lengte dichtheid in behandeling en controle patches met behulp van de lengte van de totale wortel in elke patch (zie stap 13.1.3).
      Equation 1
    2. Berekenen van het volume van substraat in elk rhizobox door vermenigvuldiging van het gebied getraceerd op de transparantie (zie stap 8.1) door 0.635 cm. Bereken RLD wat betreft de behandeling en controle patches.
      Equation 2
  3. Valideren van de root methode traceren door vergelijking van gescande wortelstelsel en getraceerd beelden.
    1. Transparanten scannen en berekenen van de lengte van de totale wortel met behulp van de software. De gescande afbeelding opslaan voor groei tarief berekeningen.
    2. Som van de totale wortel lengte metingen van behandeling, controle, en bulk monsters voor elk vak (zie stap 13.1.3).
    3. Test de gescande en getraceerde metingen van de totale wortel lengte om te zien of de correlatie statistisch significant is.
      Opmerking: Als dat zo is, de tracering methode is gevalideerd en relatieve groeicijfers op elk tijdstip kunnen worden berekend. Als dat niet het geval is, alleen de gegevens van gescande wortelsysteem biedt een nauwkeurige indicatie van de wortelgroei. Dit zou het geval zijn als tracering methodologie inconsistent was of als wortels niet even zichtbaar voor alle genotypen, bijvoorbeeld waren.
  4. Als de tracering-methode werd gevalideerd, berekenen relatieve wortel groeicijfers voor elke rhizobox.
    1. Wortel analysesoftware gekalibreerd om onderscheid tussen de kleuren gekozen tracering voor het meten van totale wortel lengte in behandeling, controle, en bulk monsters op elk tijdstip te gebruiken. Het berekenen van cumulatieve totale wortel lengte op elk tijdstip.
    2. Relatieve wortel groeicijfers (RGRwortel) voor elke rhizobox alsook wat betreft de behandeling en controle patches voor elke time interval t1-t2 als volgt berekenen.
      Equation 3
      Opmerking: Hier L1 is de totale wortel lengte in de patch (cumulatieve som van 11.3) t1 dagen na het verplanten van (DAT) en L2is totale wortel lengte in de patch op t2 DAT.

14. analyse van 15N partitionering onder wortel schieten en behandeling bodemmonsters

  1. Droge wortels bij 60 ° C, weeg biomassa, en slijpen om te passeren door een zeef van 2 mm.
  2. Droge deelmonsters van behandeling bodem op 60 ° C.
  3. Pakket wortels en behandeling in tin capsules als met de scheuten.
    Opmerking: Ideale monster gewicht per capsule moet afzonderlijk berekend worden voor scheuten, wortels en bodem op basis van de geschatte C/N-verhouding van het materiaal om het streefbedrag van totale N voor analyse. Neem contact op met de stabiele isotoop faciliteit waar de monsters zijn in te dienen voor meer informatie. Voor dit experiment waren de sample voorbereiding instructies en monster gewicht Calculator geboden door de UC Davis stabiele isotoop faciliteit gevolgd18.
    Let op: Wees extra voorzichtig te mengen monsters gelijkmatig vóór verpakking in capsules en bereiden van meerdere capsules per monster. Als monsters zijn niet gelijkmatig gemengd, kan duidelijk herstel van 15N overschrijden het bedrag dat oorspronkelijk aanwezig.
  4. Analyseren van de totale hoeveelheid N, δ15 en 15N inhoud van elke schieten, wortel en behandeling bodemmonster.
    Opmerking: In dit experiment, plant monsters werden geanalyseerd via verbranding met een PDZ Europa ANCA-GSL elemental analyzer geïnterfacet aan een PDZ Europa 20-20 isotoop ratio massaspectrometer op de UC Davis stabiele isotoop faciliteit (UCD SIF). Bodemmonsters werden met een Elementar Vario EL kubus elemental analyzer geïnterfacet aan een PDZ Europa 20-20 isotoop ratio massaspectrometer op de UCD SIF geanalyseerd.
  5. Berekenen van het bedrag van 15N verkregen van het label in de plant schiet en wortel monsters.
    1. Eerst, berekent het bedrag van 15N boven atmosferische 15N in elk zwembad, 15P *:
      Equation 4
      15P is waar de 15N-inhoud in de atomaire % van de pool van belang.
    2. Ten tweede, berekenen het bedrag van 15N boven atmosferische 15N in het label, 15L *:
      Equation 5
      waar is 15L de inhoud 15N in atomaire % van de gelabelde N bron.
    3. Ten derde, berekent het bedrag van totale N in elk zwembad, Np:
      Equation 6
      waar mp = de massa van het zwembad (bijvoorbeeld totale droge schieten of wortel biomassa) en %p is het percentage van N van die groep.
    4. Ten slotte de resultaten van 14.5.1\u201214.5.3 in de Ndff vergelijking19 voor het berekenen van de hoeveelheid N verkregen van het label, Nlte gebruiken:
      Equation 7
      Opmerking: De Ndff vergelijking wordt gebruikt om te bepalen van de hoeveelheid N van een gelabelde bron die door planten wordt teruggewonnen. Het wordt ervan uitgegaan dat geen isotopische discriminatie tijdens N-opname door de plant optreedt en over het algemeen geldig voor N bronnen verrijkte ~1\u201210%19 is.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Wortels groeide bij voorkeur tegen de achterkant van de doos, zoals verwacht. De lengte van de totale overgetrokken wortel op de achterkant van de doos die varieerden van 400 tot 1,956 cm, in vergelijking tot 93-758 cm op de voorkant van de doos. Paarsgewijze Pearson correlatiecoëfficiënten waren berekend tussen de lengte van de gescande wortel en getraceerde wortel lengte op de voorkant van de doos, achterkant van het vak en de som van de voor- en achterkant werd gebruikt om te bepalen of traceren nauwkeurig weerspiegeld totale wortel lengte (n = 23, als de fabriek in één vak stierf tijdens het experiment). Gescande totale wortel lengte was significant gecorreleerd met overgetrokken wortel lengte op de achterkant van de doos (figuur 5A, p = 0.0059), front van het vak (figuur 5B, p = 0,022), en som van back en front (figuur 5C, p = 0.0036). dus tracing alleen de achterkant van de doos is gevalideerd als een representatieve hoeveelheid wortelgroei terwijl de halvering van de benodigde tijd voor het trace wortels geven. Opgemerkt moet worden, echter dat tracering slechts 21,6-54,6 procent van de totale wortel lengte vangt. Terwijl de wortels bij voorkeur groeien tegen het oppervlak van de rhizobox, fijne laterale wortels in het bijzonder niet mogelijk zichtbaar voor tracering. Tracering is geschikt voor de relatieve vergelijking van wortel lengte na verloop van tijd, vooral vroeg in de ontwikkeling, maar oogsten en scannen wortelstelsel is beter als het doel is om het totale wortel lengte nauwkeurig te kwantificeren.

Figure 5
Figuur 5: correlaties tussen getraceerd en gescand wortel lengtegegevens. A) Traced wortel lengte was significant gecorreleerd met gescande wortel lengte wanneer alleen de voorkant van de doos werd opgespoord. B) Tracing wortels op de achterkant van de doos, waar de meerderheid van de wortels zichtbaar waren, verbeterd de R2 waarde van de regressie tegen gescande wortel lengte over het traceren van de voorkant van de doos; de correlatie is weer belangrijk. C) de meest nauwkeurige methode is om trace wortels aan beide zijden van het vak, zoals blijkt uit de hoogste R2 waarde van de drie methoden en de significante correlatie met gescande wortel lengte. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Root groeicijfers na verloop van tijd waren gelijk onder vakken, zoals door consistente hellingen wanneer het plotten van de natuurlijke logaritme van de lengte van de totale wortel tegen tijd (Figuur 6). Terwijl de lichte variabiliteit is te verwachten, consistente groeicijfers aangeven dat de experimentele omstandigheden uniform voor alle vakken waren. Dramatisch hellingen zou duiden dat planten op verschillende tarieven groeiden, hetgeen wijst op de noodzaak om te controleren op verschillen in variabelen zoals temperatuur of vochtigheid.

Figure 6
Figuur 6: groeicijfers na verloop van tijd Root. Soortgelijke hellingen van wortel lengte vs. tijd onder rhizoboxes aangeven dat wortels in een gelijk tempo groeide. Non-uniform hellingen kunnen aangeven dat de experimentele omstandigheden tussen rhizoboxes variëren. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Wortels van alle maïs genotypen zich verspreid in patches met 15N-geëtiketteerden cover gewas residu. Two-way ANOVA met patch type en genotype als vaste factoren (n = 23) geopenbaard dat wortel lengte dichtheid hoger was in behandeling dan controle patches met behulp van gegevens van gescande wortel (figuur 7a, p = 0,013) evenals overgetrokken wortel gegevens (figuur 7b, p = 0,005). RLD was niet significant verschillend zijn tussen de genotypen in beide gevallen.

Figure 7
Figuur 7: Root lengte dichtheid door genotype en wortel gegevens type. een) Gescande wortel gegevens bleek dat alle genotypen (A-F) zich verspreid in de behandeling (T)-patch, en genotypische verschillen niet significant. b) geoogst en gescande wortel gegevens bevestigd het significante effect van peulvruchten residu, maar niet genotype (A-F)op wortel lengte dichtheid in patches. Letters A-F vormen zes verschillende genotypen en foutbalken vertegenwoordigen standaardfout. C: de controle; T: behandeling. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Diameter van de root kan worden gebruikt om gevolgtrekkingen over root functie en omzet. Fijne wortels zijn vaker worden laterale wortels die snel ontwikkelen en verspreiden in reactie op resource hotspots, terwijl grotere grof wortels meer kans hebben op een langlevende, langzaam-aan-respond axiale wortels worden. Gescande wortelstelsel werden geanalyseerd voor het aandeel van de wortels in elke klasse diameter: < 0,2 mm, 0,2-0,4 mm, 0,4-0,8 mm, 0,8-1,6 mm, en > 1,6 mm, en elke grootteklasse werd getest voor genotypische verschillen. Genotypen met meer fijne wortels in behandeling patches kunnen wijzen op een meer effectieve respons van de proliferatie. One-way ANOVA met genotype als een vaste factor (n = 23) geopenbaard dat genotypen niet in lengte van de wortel in iedere grootteklasse voor het wortelsysteem algemene (figuur 8a), patches (Figuur 8), van de behandeling verschillen of controle van patches (Figuur 8 c). Een meerderheid van de wortels waren fijne wortels (< 0.2 mm).

Figure 8
Figuur 8: verhoudingen van wortels in de diameter van de verschillende klassen door het genotype en locatie. een) In elke rhizobox (met uitzondering van behandeling en bestrijding patches), de meerderheid van de wortels waren prima (< 0.2 mm diameter). Genotypen niet verschillen in de verhoudingen van de wortels in elke diameter klasse. b) behandeling patches, wortel lengte per grootteklasse eveneens daalde met toenemende diameter over genotypen. c) controle patches werden gekenmerkt door dezelfde patronen. Letters A-F vormen zes verschillende genotypen en foutbalken vertegenwoordigen standaardfout. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Label N hoger was in schieten dan root monsters over genotypen volgens two-way ANOVA met monster type en genotype als vaste factoren (n = 23, Figuur 9), waaruit blijkt dat 77-81% van N overgenomen van de behandeling-patch van wortels was translocated aan scheuten tijdens het experiment. One-way ANOVA (n = 23) bleek dat δ15N van wortel en schieten monsters deed niet variëren door genotype.

Figure 9
Figuur 9: stikstof peulvrucht residu in roots en shoots bij de oogst verkregen. Alle genotypen werden even effectief bij het innemen van N van de patch met 15N-geëtiketteerden peulvrucht residu. De meerderheid van N overgenomen van de patch werd translocated van wortels tot scheuten. Letters A-F vormen zes verschillende genotypen en foutbalken vertegenwoordigen standaardfout. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De rhizoboxes beschreven in dit protocol kan worden gebruikt voor uiteenlopende vragen in de wortel en de rhizosfeer wetenschap, en hebben gevonden Divers gebruikt elders10,20,21,22,23 , 24 , 25. andere onderzoekers hebben gevangen time-lapse beelden van rhizoboxes21,25,26, sommige met behulp van geautomatiseerde systemen22,27. Deze benaderingen kunnen worden gebruikt voor de kwantitatieve analyses van de lengte van de wortel en het platform niet mogelijk met tracering methoden. Rhizoboxes zijn ook gebruikt om te visualiseren van microbiële gemeenschappen met technieken zoals fluorescente in situ -hybridisatie (FISH) en micro-autoradiografie (MAR)21,22, of voor het vastleggen van ruimtelijk expliciete patronen van water en voedingsstoffen bronnen met RGB-imaging24 of extracellulaire enzymactiviteit met zymography11,30. De hier gepresenteerde rhizoboxes zijn uniek van vorige ontwerpen in dat ze relatief groot, waardoor het mogelijk is om te studeren van soorten met uitgebreid wortelstelsel; hebben een eenvoudig ontwerp voor single-compartiment; gebruik beschikbaar, goedkope materialen; en zijn speciaal ontworpen om te bestuderen van de gelokaliseerde patches. De veelzijdigheid van dit protocol rhizobox kon laten worden aangepast voor een aantal andere toepassingen in wortel plasticiteit en rhizosfeer interacties. Andere voedingsstoffen kunnen stikstof in de patches vervangen. Immobiele voedingsstoffen zoals fosfor zouden onderworpen zijn aan minder uitspoeling, waardoor ze waarschijnlijk een goede pasvorm voor deze aanpak. De rhizoboxes zijn ook geschikt voor vergelijkingen van bulk en rhizosfeer grond, als de zone van wortel invloed (een langdurige definitie voor de rhizosfeer15) kan duidelijker worden afgebakend dan in pot studies en van bulk bodem met een scheermes gescheiden bij de oogst. Aanpassing van deze methode om te bestuderen van de processen van de rhizosfeer opent een brede aanbod van manieren om de verlenging van het protocol, met inbegrip van de studie van beide abiotische en biotische interacties23.

De methode van de rhizobox die hier gepresenteerd is geschikt voor meet relatieve verschillen tussen genotypen of soorten in wortelgroei vroeg in ontwikkeling, karakteriseren van relaties tussen wortel trekken, en het verkennen van de effecten van bodemkarakteristieken op wortelgroei . Bepaalde stappen van het protocol zijn bijzonder kritisch, omdat ze invloed hebben op factoren met onevenredig veel invloed op de wortelgroei: vocht, bulkdichtheid en helling in de bodem. Drenken gelijkmatig en even in meerdere vakken is essentieel gezien de invloed van bodemvocht op wortel groei patronen1,31. Proefprojecten toonde aan dat water geleverd via infuus vervuilers gelijkmatig verdeeld werd na 24-48 h als gevolg van de capillaire actie; variabiliteit tussen vervuilers in de hoeveelheid water geleverd tijdens de periode van een bepaalde irrigatie was echter te hoog is aan te bevelen deze methode met behulp van onze regeling. Hand drenken langzaam en gelijkmatig was de beste van de technieken getest, maar andere irrigatiemethoden zijn zeker mogelijk. Drenken met een eerder berekende gewicht zorgt ervoor dat alle vakken dezelfde bodemvochtgehalte handhaven, variabiliteit in wortelgroei als gevolg van water stress32voorkomen. Het gewicht van de lege rhizoboxes kan variëren aanzienlijk, dus ideale gewichten voor afzonderlijke vakken te berekenen belangrijk is.

Zoals met vocht, is het van cruciaal belang voor het meten van de wortel proliferatie reacties tot oprichting van zelfs bulkdichtheid van het substraat gedurende de rhizobox. Wortels groeien uitgebreider in minder-dichte bodem33 en verdichting kanalen voor preferentiële waterstroom, verder beïnvloeden resource distributie en wortel groei patronen34kan maken. Drogen en zeven veld bodem, grondig mengen zand en grond, en de trechter bewegen heen en weer langzaam en gelijkmatig bijdragen tot het scheppen van een homogene matrix voor wortelgroei.

Een aantal onderdelen binnen dit experiment zal afhangen van de onderzoeksvragen van rente, alsmede de bodem type en plant soorten gebruikt binnen de studie. De verhouding van zand naar de bodem moet mogelijk worden aangepast voor bodems van verschillende textuur, om ervoor te zorgen dat het substraat wets gelijkmatig zonder samendoen. Proefprojecten toonde aan dat een 1:1 (v/v)-bodem: zand mengsel was superieur aan 1:2 of 1:3 mengsels voor de bodem gebruikt in dit experiment, een zeer fijn zand leem. De afmetingen van de rhizoboxes en de duur van het experiment kunnen worden aangepast afhankelijk van de onderzoeksvraag, wortel trekken en plantensoorten van belang. Maïs is een relatief snel groeiende plantensoorten; we daarom grotere rhizobox afmetingen ten opzichte van andere rhizobox studies20,35 tot het leveren van een voldoende hoeveelheid bodem waarmee het experiment voort te zetten voor de optimale duur, zoals steeds meer planten geselecteerd rootbound na verloop van tijd. Tot slot moet de montage van statistische modellen om zichtbaar en getraceerde wortelgroei worden bepaald voor elke studie en soorten van belang, misschien met proefprojecten. Zichtbaar wortelgroei kan volgen een saturating curve in plaats van een lineair model25,36, en de helling van de regressie van zichtbaar op geoogste wortels verschilt per plant soorten21.

Wortels hebben een inherente tendens voort te zetten van zwaartekracht en licht37voorkomen, maar zorg moet worden genomen om ervoor te zorgen dat de Geotropie en lichte vermijden niet wortel groeigegevens bias. Als broeikasgassen bankjes zijn iets gekanteld, bijvoorbeeld zullen wortels groeien naar beneden de helling in plaats van te reageren op voedingsstoffen patches. Ook kunnen lichte hellingen in de serre verschuivingen veroorzaken in schieten groei en wortels bij voorkeur groeien aan de ene kant als de rhizoboxes niet helemaal donker worden gehouden. De gevallen van de lichte ontbering gepresenteerd in het protocol zijn een doeltreffend middel voor de vermindering van de invallende licht, maar andere methoden, zoals de rhizoboxes in aluminiumfolie verpakken kan ook werken.

De methode van de niet-destructieve rhizobox gepresenteerd hier vergemakkelijkt het volgen van wortels in situ over tijd38 en toegepast kan worden door een gediplomeerde student met een basiskennis van de werken van elektrisch gereedschap. Als zodanig, biedt het voordelen ten opzichte van destructieve oogsten methoden zoals shovelomics6, die zijn beter geschikt voor het studeren volwassen wortel het platform, maar mogen geen herhaalde metingen van hetzelfde root systeem over tijd, en MRI of X-ray berekend tomografie39,40, waarmee kwalitatief hoogwaardige beeldvorming van wortel-substraat-interacties maar dure apparatuur vereist. Het is echter niet zonder beperkingen. Bouw van de rhizoboxes kan tijdrovend, en ervoor te zorgen dat factoren zoals vocht, bulkdichtheid, helling en licht zo uniform mogelijk zijn, zoals hierboven beschreven, is niet-triviale. Echter gezien voldoende tijd en aandacht voor detail, de rhizoboxes betrouwbare resultaten leveren en kan worden hergebruikt voor vele experimenten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs wil erkennen Anoniem reviewers voor hun feedback, evenals J.C. Cahill en Tan Bao voor de eerste oriëntatie op de ontwikkeling van het rhizobox-protocol. Financiering werd verstrekt door de Stichting voor voedsel en landbouwonderzoek, het nationale Instituut van ons ministerie van landbouw (USDA) van voeding en landbouw, agrarische Experiment Station Project CA-D-PLS-2332-H, aan A.G. en door de UC Davis departement van Plant Wetenschappen via een fellowship aan J.S.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.27 cm diameter PVC pipe JM Eagle 530048 305 cm per box, cut into lengths as specified in the protocol
PVC side elbows Lasco 315498 2 per box
PVC 90-degree elbows Charlotte PVC 02300 0600 4 per box
PVC T joints Charlotte PVC 02402 0600 4 per box
Extruded acrylic panes TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 40.5 cm wide x 61 cm long
HDPE spacers (sides) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 57 cm long
HDPE spacers (bottom) TAP Plastics N/A 1 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 40.5 cm long
HDPE spacers (patch) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 3.8 cm wide x 28 cm long
Polyester batting Fairfield #A-X90 2.5 cm x 40.5 cm strip per box
20-thread screws N/A N/A 3.2 cm long, 0.64 cm diameter
Washers N/A N/A 0.64 cm internal diameter
Hex nuts N/A N/A sized to fit the screws
Light deprivation fabric Americover, Inc. Bold 8WB26.5 1 piece 95 cm wide and 69 cm long per box
Sand Quikrete No. 1113
Field soil N/A N/A
Transparencies for tracing FXN FXNT1319100S One per side of the box to be traced

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
  2. Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
  3. Melino, V. J., Fiene, G., Enju, A., Cai, J., Buchner, P., Heuer, S. Genetic diversity for root plasticity and nitrogen uptake in wheat seedlings. Functional plant biology. , Available from: http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 (2015).
  4. Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
  5. Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
  6. Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
  7. Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
  8. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
  9. Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
  10. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  11. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  12. Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
  13. Hewitt, E. J. Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , Commonwealth Bureau. London. (1966).
  14. Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
  15. Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013 (2013).
  16. McNear, D. H. Jr The Rhizosphere - Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  17. Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
  18. UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation. , Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018).
  19. Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
  20. Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
  21. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
  22. Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
  23. Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
  24. Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
  25. Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
  26. Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
  27. Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44 (2018).
  28. Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
  29. Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
  30. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation - Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
  31. Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
  32. Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
  33. Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
  34. Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
  35. Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
  36. Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1 (2013).
  37. Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
  38. Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. Root Methods: A Handbook. , Springer Science & Business Media. (2000).
  39. van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
  40. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17 (2015).

Tags

Milieuwetenschappen kwestie 140 Isotope labelen stikstof de opname van voedingsstoffen plasticiteit proliferatie rhizobox de rhizosfeer wortel
Een geoptimaliseerde Rhizobox Protocol bij het visualiseren van de wortelgroei en responsiviteit gelokaliseerde nutriënten
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin,More

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin, A. C. M. An Optimized Rhizobox Protocol to Visualize Root Growth and Responsiveness to Localized Nutrients. J. Vis. Exp. (140), e58674, doi:10.3791/58674 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter