Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En optimeret Rhizobox protokol til at visualisere rodvækst og lydhørhed over for lokaliserede næringsstoffer

Published: October 22, 2018 doi: 10.3791/58674
Automatic Translation
1, 2, 1
1Department of Plant Sciences, University of California at Davis, 2Department of Natural Resources and the Environment, University of New Hampshire

Summary

Visualisere og måle rod vækst i situ er ekstremt udfordrende. Vi præsenterer en tilpasselig rhizobox metode til at spore rodudvikling og spredning over tid som reaktion på næringsstof berigelse. Denne metode bruges til at analysere majs genotypiske forskelle i roden plasticitet i svar til en organisk kvælstof kilde.

Abstract

Rødderne er notorisk vanskeligt at studere. Jorden er både et visuelt og mekanisk barriere, hvilket gør det vanskeligt at spore rødder i situ uden destruktiv høst eller dyrt udstyr. Vi præsenterer en tilpasselig og overkommelig rhizobox metode, der tillader ikke-destruktiv visualisering af rodvækst over tid og er særlig velegnet til at studere root plasticitet i svar til lokaliseret ressource patches. Metoden blev godkendt af vurderingen af majs genotypiske variation i plasticitet svar til patches indeholder 15N-mærket bælgplanter rester. Metoder er beskrevet at opnå repræsentative udviklingsmæssige målinger over tid, måle root længde tæthed i ressource-holdige og control patches, beregne root vækstrater og bestemme 15N inddrivelse af planternes rødder og skud. Fordele, forbehold og mulige fremtidige anvendelser af metoden er også drøftet. Selvom skal sørges for at sikre, at forsøgsbetingelser ikke bias rod vækstdata, giver rhizobox protokol præsenteres her pålidelige resultater hvis udført med tilstrækkelig opmærksomhed for detaljer.

Introduction

Selv ofte overset i forhold til deres overjordiske modparter, rødder spiller en afgørende rolle i anlægget næringsstof erhvervelse. Givet betydelige CO2 omkostningerne ved roden konstruktion og vedligeholdelse, har planter udviklet mekanismer for at udvikle rødder kun hvor fouragering er værd at investeringen. Rodsystem kan således effektivt og dynamisk mine ressource patches af prolifererende i hotspots, upregulating satser for optagelse og hurtigt translocating næringsstoffer til phloem for yderligere transport1. Plasticitet svar kan variere meget blandt plante arter og genotyper2,3 og afhængigt af den kemiske form af næringsstof involveret4,5. Variation i roden plasticitet bør undersøges yderligere, som forståelse komplekse root svar til heterogene jordressourcer kunne informere avl og strategier til at øge næringsstof i landbruget.

Trods sin nødvendighed og relevans for forståelse plante systemer giver visualisere og kvantificere root plasticitet i relevante målestoksforhold tekniske udfordringer. Udgravning root kronen fra jorden ("shovelomics"6) er en fælles metode, men fine rødder udnytte små porer mellem jordens aggregater, og udgravningen fører uundgåeligt til en vis grad af tabet af disse skrøbelige rødder. Derudover gør destruktive høst det umuligt at følge ændringer i én rodsystem over tid. In situ Billeddannende metoder f.eks X-ray beregnet tomografi tillade direkte visualisering af rødder og Jordressourcer på høj rumlige opløsning7, men er dyre og kræver specialudstyr. Hydroponiske eksperimenter undgå begrænsninger forbundet med udvinding rødder fra jorden, men roden morfologi og arkitektur er forskellige i vandige medier sammenlignet med mekaniske begrænsninger og Biofysisk kompleksitet af jord8,9. Endelig, rhizosfære processer og funktioner kan ikke integreres med udviklingsmæssige plasticitet i disse kunstige medier.

Vi præsenterer en protokol for konstruktionen og brugen af rhizoboxes (smalle, klare-sidet rektangulære containere) som en billig, tilpasselig metode til at karakterisere rodvækst i jord over tid. Specielt designede rammer tilskynder rødder vokser fortrinsvis mod bagpanelet på grund af gravitropism, øge nøjagtigheden af roden længde målinger. Rhizoboxes er almindeligt anvendt til at studere rodvækst og rhizosfære interaktioner10,11,12, men metoden præsenteres her tilbyder en fordel i enkelhed med sin single-rum design og billig materialer, og er designet til at studere root Reaktionerne oversatte næringsstoffer. Metoden kunne dog også være tilpasset til at studere en række andre rod- og rhizosfære processer som intra/interspecies konkurrence, rumlige fordeling af kemiske forbindelser, mikrober eller enzymaktivitet. Her, undersøger vi genotypiske forskelle blandt majshybrider svar til pletter af 15N-mærket bælgplanter rester og Fremhæv repræsentative resultater at validere metoden rhizobox.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. forberedelse af de forreste og bagpaneler og afstandsstykker

  1. Forberede panelerne for- og bagside.
    1. Klip to stykker af klare 0.635 cm tykke akryl til 40,5 cm bred og 61 cm lange pr kasse eller købe pre-cut stykker (Se Tabel af materialer).
    2. Ved hjælp af et borehoved designet for akryl, bore huller 0.635 cm i diameter 1,3 cm fra siden kanter på 2,5, 19, 38 og 53,3 cm fra toppen. Bore huller 1,3 cm fra den nederste kant på 2,5, 20,3 og 38 cm fra venstre side (figur 1).
      Bemærk: Det er mest effektivt at bruge en boremaskine presse for en stak seks til ti ark ad gangen, men en hånd boremaskine kan også bruges.
    3. Fjerne nogen beskyttende belægninger fra akryl og forsigtigt rengøre begge paneler før montering boksene.

Figure 1
Figur 1: Layout af borede huller. Hullerne er boret 1,3 cm fra siden kanter på 2,5, 19, 38, og 53,3 cm fra toppen og 1,3 cm fra den nederste kant på 2,5, 20,3 og 38 cm fra venstre margen. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Forberede side og bunden afstandsstykkerne.
    1. Skære tre afstandsstykker pr. æske fra high density polyethylen (HDPE) eller køb to præ-cut side afstandsstykker (0.635 cm tyk, 2,5 cm bred, 57 cm lang) og én pre-cut bunden spacer (0.635 cm tyk, 2,5 cm bred, 40,5 cm lang). Se tabel af materialer.
    2. Juster afstandsstykker mellem for- og bagside paneler langs siderne og bunden af boksen. Ved hjælp af en hånd bore eller Boremaskinen, bore gennem de eksisterende huller i front og tilbage igen, så hullerne passere gennem alle tre lag renlig.
    3. Holde lagene sted ved hjælp af skruetvinger eller ved at installere en kombination af bolte, møtrikker og skiver i hver nyligt boret hul (Se trin 3.1).

2. montering af en stribe af Polyester pladevat i bunden af boksen

Bemærk: Dette vil forhindre jord og vand fra siver gennem samlinger mellem afstandsstykker.

  1. Skære polyester pladevat til 2,5 cm bred ved strimler 40,5 cm lange (Se Tabel af materialer).
  2. Med bagpanelet liggende fladt og afstandsstykker på toppen af det, lå pladevat direkte over bunden spacer og holde det på plads med det øverste panel (figur 2).

Figure 2
Figur 2: samlet rhizobox med pladevat. En smal strimmel pladevat i bunden af rhizobox forhindrer jord og sand fra siver ud. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

3. montering af Rhizoboxes

  1. Saml rhizoboxes ved hjælp af 20-tråd skruer (3,2 cm længde af 0.635 cm i diameter), skiver (0.635 cm indvendig diameter) og hex nødder (størrelse til at passe skruerne, se Tabel af materialer.
  2. Stramme hver skrue gennem en spændeskive, frontpanel, spacer, bagpanel, skive og hex møtrik. Sørg for, at skruerne er meget stram; Hvis boksen er samlet løst, vil jorden løber ud gennem huller mellem paneler og side afstandsstykker.
    Bemærk: Akryl er let ridset, og ridser kan forstyrre root målinger, så håndtere de forsamlede kasser med omhu. Undgå stabling kasser, medmindre beskyttende materiale er placeret mellem dem.
  3. Forbered to patch afstandsstykker (afstandsstykker, der skal bruges til at oprette behandling og kontrol patches) pr. boks. Skære spacere fra high density polyethylen (HDPE) plader eller køb dem før cut (0.635 cm tyk, 3,8 cm bred, 28 cm lang; Se Tabel af materialer). Bor et hul 0.635 cm i diameter i hver spacer, 2 cm fra toppen langs midterlinjen (figur 3).

Figure 3
Figur 3: Patch afstandsstykker. Skruer indsat gennem centrum af HDPE strimler holde dem fra at falde ind i boksen. Rhizobox er fyldt med jord omkring afstandsstykkerne, jorden er fugtet og afstandsstykkerne er fjernet for at forlade tomme behandling og kontrol patches. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Sikre en skrue gennem hvert hul med en møtrik, således at spacer delvist kan indsættes i rhizobox, indtil skruen forhindrer det i at gå yderligere (figur 3).
    Bemærk: Når jorden er chloroformvædet omkring afstandsstykkerne og afstandsstykkerne er fjernet, vil to tomme rum forbliver kan der være fyldt med de egnede substrater for nitrogen-holdige behandling patch og kontrol patch.

4. bygning PVC rammer til at støtte Rhizoboxes i en vinkel

Bemærk: Når boksen er placeret i en vinkel, gravitropism vil tilskynde rødder til at vokse mod bagpanelet, således at alle rødderne er synlige for sporing. Polyvinylchlorid (PVC) dimensioner i figur 4 , resulterer i en ramme, der fastholder rhizobox ved en ca 55 ° vinkel til bænken.

  1. Skåret 13 stykker af 1,3 cm diameter PVC pr. kasse: 2 × 44 cm længder, 3 × 42 cm længder, 2 × 36,3 cm længder, 2 × 25,4 cm længder og 4 × 3,8 cm længder (Se Tabel af materialer).
    Bemærk: En chop saw er stærkt anbefales til effektivitet og endda nedskæringer.
  2. Brug 4 × 2-vejs albuer, 2 × 3-vejs albuer og 4 T-led (Se Tabel af materialer) at samle boksen som vist i figur 4.
    Bemærk: Rammer bør være stabil uden ekstra lim, men PVC lim kan bruges hvis det er nødvendigt.

Figure 4
Figur 4: ramme til støtte for rhizoboxes. Letvægts rammen er konstrueret af PVC skæres til de angivne længder og forbundet med de fælles typer angivet. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

5. sy beskyttende tilfælde for at reflektere lyset og varmen

Bemærk: Rødder undgå lys, så disse tilfælde udelukke lys for at sikre, at observeret root plasticitet svar er drevet af det næringsstof kilde i pletter og ikke af lys unddragelse. Lys afsavn stof reducerer også temperaturen inde i rhizoboxes, hjælper med at undgå varmestress.

  1. Skær lys afsavn stof (specialiserede materiale, der er hvidt på den ene side og sort på den anden) i stykker ca 95 cm bred og 69 cm lang (Se Tabel af materialer). Ét stykke pr. boks er påkrævet.
  2. Fold hver brik i halvdelen langs den lange kant til at danne et 47,5 cm × 69 cm ærme. Bruger en symaskine nål designet til denim, sy tunge quiltning tråd, og en smal søm, langs bunden og ¾ af vejen op siden af hvert ærme. Fastgør de øverste hjørner med en sikkerhedsnål.

6. forberedelse af 1:1 (V/V) jord: Sand substrat til at fylde Rhizoboxes

  1. Indsamle ca. 1000 cm3 markjord (fra webstedet af interesse) pr. boks. Tør jord til konstant vægt i lavvandede bakker ved 60 ° C.
    Bemærk: Jord til dette eksperiment var indsamlet umiddelbart efter høst i et økologisk administrerede kornmark fra 0\u201210 cm dybde.
  2. Grind jord med en morter og støder at passere gennem en 2 mm sigte. Måle bulk-tæthed på jorden ved at veje et kendt volumen af jord.
  3. Få sand (f.eks. sand, spille, som kan købes billigt fra en hardware butik; Se Tabel af materialer) og måle bulk-tæthed.
  4. Måle ud lige store mængder sand og jord i en spand og blandes grundigt. Brug en tragt til at udfylde boksen langsomt og jævnt til 2,5 cm fra toppen, uden at ryste i boksen for at forårsage substrat til at bilægge. Måle denne mængde substrat; Det bør være cirka 1,272 cm3.
  5. Formere bulk-tæthed med sand halv dette volumen at få massen af sand behov for hver kasse. Gør det samme med bulk-tæthed af jord at få massen af jord skal bruges til hver boks.
    Bemærk: For markjord og sand bruges i dette eksperiment, var dette 976 g af sand og 774 g jord, men beløbene vil variere afhængigt af bulk-tæthed af jorden anvendes.
  6. Mærke en stor zip-top plastikpose pr. rhizobox, vejer de passende masser af sand og jord ind i posen, og rystes grundigt.
  7. Analysere denne 1:1 jord- og substrat for indhold af næringsstoffer og det naturlige væld af 15N (δ15N).

7. substrat forberedelse til behandling og kontrol plastre

  1. Label to små zip-top plast poser pr. rhizobox, én til behandling patch og én for kontrol patch. Vejer 30 g af jorden: sand substrat fra hver stor pose (trin 6.6) i de to tilsvarende små poser.
  2. Bland bærematerialet med en 15N-mærket kvælstof kilde til behandling patch. For dette, afvejes 1 g 15N-mærket plante rester eller andre N-kilde (kan tilpasses som ønsket) i hver behandling taske (lille zip-top pose), og blandes grundigt.
    Bemærk: For dette eksperiment, en blanding af 15N-mærket kløver og Vikke rester blev brugt. Kløver og Vikke frø blev plantet i en 1:1 blanding af vermiculite og sand og dyrket i drivhus betingelser. Planterne var vandes dagligt med deioniseret vand og to gange ugentlig med 1/100 styrken af lang-Ashton løsning13 indeholdende 15N-mærket kvælstof kilder. Alle overjordiske biomasse blev høstet på fire uger efter plantning, tørret og formalet til at passere gennem en 2 mm sigte. Hvis et andet næringsstof er valgt, især hvis dette element er mobilt i jord, opfordres pilotforsøg at teste for udvaskning. Slow-release former for næringsstoffer kunne bruges eller en anden rhizobox design kunne være valgt at begrænse udvaskning (f.eks. af separate rum10) hvis det er nødvendigt.

8. indlæsning Rhizobox med substrat, og oprettelse af behandling og kontrol plastre

  1. Vejer hver tomme rhizobox og optage vægte til senere brug.
  2. Indsæt to patch afstandsstykker (Se trin 3.2) i en rhizobox, indtil skruen forhindrer dem i at gå videre. Marker den nederste kant dybde lys på siden af rhizobox (figur 3) og fjern afstandsstykkerne.
  3. Ved hjælp af en tragt med en stilk åbning, der er så smal som rhizobox åbning, fylde rhizobox fra den tilsvarende stor pose af substrat til den markerede dybde. Flytte tragten og tilbage langsomt og jævnt således at underlaget fylder ensartet og skaber ikke præferentielle flow kanaler.
  4. Når substratet niveau når den markerede dybde, sætte afstandsstykkerne tilbage i 5 cm fra hver side af boksen. Fortsat udfylde boksen, indtil substratet er ca 5 cm fra toppen af boksen (der bør være substrat tilbage i posen).
  5. Våd grundigt rundt hver spacer.
    Bemærk: I dette eksperiment, dette blev opnået ved at levere 50 mL vand gennem drip udledere indsat mellem den yderste kant af hver spacer og siden af rhizobox, og hælde 50 mL vand jævnt mellem de to afstandsstykker. Langsom kunstvanding er nødvendige for ensartet befugtning.
  6. Fjern afstandsstykkerne, mens jorden er våd, forlader en tomme hulrum til patches.
  7. Tape en transparenter uden på hver rhizobox (Se Tabel af materialer). Markere en side som behandling og som kontrol, og fylde patches fra de passende poser ved hjælp af tragten. Spore grænserne for hver plet på gennemsigtighed ved hjælp af permanent markør.
  8. Fyld rhizobox jævnt med de resterende substrat. Spore toppen af substrat om gennemsigtighed.
  9. Gentag for de resterende rhizoboxes. Gem alle tasker til høst.

9. selv vanding til 60% vand-bedrift kapacitet

Bemærk: Dette beløb af jord fandtes for at forhindre planter fra oplever tørkestress samtidig forhindre udviklingen af iltfattige forhold eller algevækst.

  1. Måle vand-bedrift kapacitet (WHC) af substrat14.
  2. Beregne den ideelle vægt for hver kasse; Her defineret som summen af vægten af den tomme rhizobox kombineret med vægten af underlaget på 60% vand-bedrift kapacitet.
  3. Formere WHC (gram vand / gram tørt underlag) af 0,6 at få massen af vand afholdt i underlaget på 60% WHC. Tilføj denne masse til massen af tørre substrat og massen af 15N kilde.
  4. Tilføje tomme vægten af hver boks til antallet fremstillet ovenfor.
  5. Veje kasserne, når de har været fyldt. Trækkes fra vægten af hver boks (i g) på dette punkt fra sin idealvægt (i g) beregnet i trin 9.2. Vand med dette volumen (i milliliter) af de-ioniseret (DI) vand langsomt og jævnt.
    Bemærk: Dette trin kan gøres ved hjælp af drypvanding eller vanding i hånden. Hvis vanding i hånden, så vandet kan passere helt før du tilføjer mere for at undgå heterogene jord fugtforhold og privilegerede flow kanaler.

10. seed spiring og Transplantation

  1. Hvis brug unplanted kontrolelementer, afsætte disse rhizoboxes.
  2. Overflade-sterilisere majsfrø ved omrøring i 1 min i 5% NaOCl, så Skyl grundigt i osmosevand.
    Bemærk: I dette eksperiment, frø af seks forskellige majs genotyper blev brugt for at undersøge genotypiske forskelle i roden plasticitet.
  3. Spire steriliseret frø ved at placere dem på en våd laboratorium væv (f.eks. Kimwipe) inde i petriskåle og dækker med en anden fugtig væv. Der bør ikke være nogen stillestående vand. Sted petriskåle i et mørkt sted for 48\u201272 h indtil radicle bare begynder at dukke op.
  4. Brug en smal spatel til at grave et hul til 2,5 cm dybde på midten af hver rhizobox. Transplant et spirede frø ind i hullet, for at sikre, at radicle er orienteret direkte nedad.
    Bemærk: Hvis radicle er vinklet mod enten patch, vil sammenligning af roden vækstrater være forudindtaget.
  5. Spore placeringen af frø om gennemsigtighed.
  6. Dække de frø og vand med op til 50 mL Deioniseret vand.

11. planter vækst

  1. Dyrker planter i 25 dage (eller så længe ønskede), bevare 60% WHC i hele vækstperioden. Overvåge rodvækst af sporing rødderne.
  2. Veje hver boks hver 3\u20124 dage og vand, indtil det er inden for 5 g af sin idealvægt. Stop vanding af rhizoboxes fire dage før høst at lette adskillelsen af panelerne. Fjerne ukrudt ved hånden ofte så kun planternes rødder af interesse er til stede.
  3. Spore synlige rødder hver 3\u20124 dage ved hjælp af en permanent markør med tydeligt kan skelnes farver for hver dag, sporing.
    Bemærk: Forskellige diameter markører kan bruges til primære og laterale rødder, hvis det ønskes. Det kan være nyttigt at definere kriterier for root sporing fra starten da en grad af subjektivitet er involveret, især hvis flere forskere vil være sporing rødder eller hvis rødderne af forskellige rækkefølger eller diameter der skelnes med forskellige markører. I dette eksperiment, nøjagtigheden af sporing synlige rødder på kun én side af boksen blev testet ved at spore synlige rødder på begge sider og sammenligne samlede rod længde målt på de scannede transparenter til total rod længden målt ved at vaske og scanning rødder. Sammenhængen mellem røbestof og scannede root længde var betydelig uanset om kun den tilbage gennemsigtighed eller begge transparenter blev brugt. Det er derfor muligt at bare spore synlige rødder på bagpanelet.

12. høst skud, og at opnå Root og jordprøver til analyse

  1. Lægge den første rhizobox flade og fjerne alle skruer.
  2. Høste skyde prøver. Klip skud i bunden, skyl af mulden med Deioniseret vand og tørre ved 60 ° C. Grind skyder med en morter og støder at passere gennem en sigte 2 mm og vejer delprøver i tin kapsler for isotop analyser (jf. punkt 14).
  3. Ved hjælp af gennemsigtighed som vejledning, skåret omkring behandling og kontrol patches med en barberkniv. Brug en ske eller spatel til at øse rødderne og den vedhængende rhizosfære jord i de respektive behandling eller kontrol taske.
    Bemærk: Mens findes mange metoder til separat rhizosfære jord, jord under indflydelse af plante rødder15, og rhizosfære kan betragtes som et forløb i stedet for en nøje afgrænset zone16, denne metode følger den udbredte definition af jord, der klæber til at plante rødder efter omrystning17.
  4. SCOOP den resterende rødder og jord ind i tredje pose.
  5. Pass behandling, kontrol, og bulk prøver gennem 2 mm sigte at adskille rødder fra underlaget, at fjerne eventuelle synlige rødder eller fragmenter > 1 cm i længden med fine pincet. Holde disse adskilt fra hinanden i alt tre rod prøver og tre substrat prøver.

13. validering af Tracings og skøn over relativ Root vækstrater

  1. Skan behandling, kontrol, og bulk prøver og beregne root længde.
    1. Arbejder med en prøve på et tidspunkt, skyl rødder omhyggeligt med DI vand for at fjerne enhver resterende substrat. Arrangere prøver i et klart bakke, så rødderne ikke er overlappende.
    2. Skan prøver ved hjælp af en scanner, der er kompatibel med root analyse software (f.eks. WinRhizo). Sikre, at softwaren er kalibreret til at pålideligt skelne rødder fra billede baggrund.
    3. Bruge softwaren til at måle samlede rod og root længde i diameter klasser af interesse (f.eks. < 0,2 mm, 0.2\u20120.4 mm, 0.4\u20120.8 mm, 0.8\u20121.6 mm, > 1,6 mm).
  2. Beregne root længde tæthed (RLD) for behandling og kontrol patches og for hver rhizobox som helhed.
    1. Volumen af behandling og kontrol patches beregnes ved at multiplicere det område indtegnet på hver transparent (Se trin 8,1) 0.635 cm, dybde af feltet. Bruge disse enheder til at beregne root længde tæthed i behandling og kontrol pletter ved hjælp af den samlede rod længde i hver patch (Se trin 13.1.3).
      Equation 1
    2. Volumen af substrat i hver rhizobox beregnes ved at multiplicere området spores om gennemsigtighed (Se trin 8,1) af 0.635 cm. Beregn RLD med hensyn til behandling og kontrol patches.
      Equation 2
  3. Validere roden sporing metode ved at sammenligne scannede rodsystemer og spores billeder.
    1. Scanne hver transparent og beregne samlede rod længde ved hjælp af softwaren. Gemme det indscannede billede for vækst rate beregninger.
    2. Opsummere de samlede rod længde målinger af behandling, kontrol, og bulk prøver for hver kasse (Se trin 13.1.3).
    3. Test de scannede og spores målinger af samlede rod længde til at se, om sammenhængen er statistisk signifikant.
      Bemærk: Hvis det er tilfældet, sporing metode er valideret, og relative vækstrater kan beregnes for hvert tidspunkt. Hvis ikke, kun de scannede rodsystem data giver en præcis indikation af rodvækst. Dette kunne være tilfældet, hvis sporing metode, var inkonsistent eller hvis rødder ikke var lige så synligt for alle genotyper, f.eks.
  4. Hvis sporing metode valideret, beregne relative root vækstrater for hver rhizobox.
    1. Bruge root analyse software kalibreret til at skelne mellem de valgte sporing farver til at måle samlede rod længde i behandling, kontrol, og bulk prøver på hvert tidspunkt. Beregne kumulative total root længde på hvert tidspunkt.
    2. Beregne relative root vækstrater (RGRroot) for hver rhizobox samt med hensyn til behandling og kontrol patches for hver gang interval t1-t2 som følger.
      Equation 3
      Bemærk: Her L1 er samlede rod længde i patch (kumulativ sum fra 11.3) t1 dage efter omplantning (DAT) og L2er samlede rod længde i patch på t2 DAT.

14. analyse af 15N partitionering blandt rod-, skyde og behandling jordprøver

  1. Tør rødder på 60 ° C, vejer biomasse og male for at passere gennem en 2 mm sigte.
  2. Tør delprøver af behandling jorden ved 60 ° C.
  3. Pakke rødder og behandling i tin kapsler som med skuddene.
    Bemærk: Ideel prøve vægt pr. kapsel skal beregnes særskilt for skud, rødder og jord baseret på anslået C/N forholdet mellem materiale til at nå målbeløbet af total N for analyse. Kontakt det stabile isotop facilitet hvor prøverne der skal fremlægges yderligere oplysninger. For dette eksperiment blev prøve klargøringsvejledning og prøve vægtberegningen fra UC Davis stabil isotop facilitet fulgt18.
    FORSIGTIGHED: Vær særlig forsigtig at blande prøver jævnt før emballage i kapsler og forberede flere kapsler pr. prøve. Hvis prøverne ikke er jævnt blandet, kan tilsyneladende inddrivelse af 15N overstige det beløb, der oprindeligt stede.
  4. Analysere total N, δ15 og 15N indholdet af hver skyde, rod og behandling jordprøve.
    Bemærk: I dette eksperiment, plante prøver blev analyseret via forbrænding med en PDZ Europa ANCA-programmet elementært analyzer interface til en PDZ Europa 20-20 isotope ratio mass spectrometer på UC Davis stabil isotop facilitet (UCD SIF). Jordprøver blev analyseret med en Elementar Vario EL Cube elementært analyzer interface til en PDZ Europa 20-20 isotope ratio massespektrometer på UCD SIF.
  5. Beregningen af 15N fremstillet af etiketten i anlægget skyde og rod prøver.
    1. Først beregnes mængden af 15N over atmosfæriske 15N i hver pulje, 15P *:
      Equation 4
      hvor er 15P 15N indholdet i atomic % af puljen af interesse.
    2. Andet, beregne mængden af 15N over atmosfæriske 15N i etiketten, 15L *:
      Equation 5
      hvor er 15L 15N indholdet i atomic % af mærket N kilden.
    3. For det tredje, beregne mængden af total N i hver pulje, Np:
      Equation 6
      hvor mPedersen er masse pool (fx total tør skyde eller rod biomasse) og %p er procent af N i denne pulje.
    4. Endelig, anvende resultaterne af 14.5.1\u201214.5.3 i Ndff ligning19 til at beregne mængden af N fra etiketten, Nl:
      Equation 7
      Bemærk: Ndff ligningen bruges til at bestemme mængden af N fra en mærket kilde, der udvindes af planter. Det forudsætter, at ingen isotopiske forskelsbehandling opstår under N optagelse af anlægget og generelt gælder for N kilder beriget ~1\u201210%19.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Rødderne voksede fortrinsvis mod bagsiden af boksen, som forventet. Samlede røbestof root længde på bagsiden af boksen varierede fra 400 til 1.956 cm, i forhold til 93-758 cm på forsiden af boksen. Parvise Pearson korrelationskoefficienter beregnedes mellem scannede rod og spores root længde på forsiden af boksen, bagsiden af boksen, og summen af for- og bagside blev brugt til at bestemme, om sporing præcist afspejler samlede rod længde (n = 23, som fabrikken i én boks døde under eksperimentet). Scannede samlede rod længde var betydeligt korreleret med røbestof root længde på bagsiden af boksen (figur 5A, p = 0.0059), forsiden af boksen (figur 5B, p = 0,022), og summen af tilbage og front (figur 5 c, p = 0.0036). således sporing kun bagsiden af boksen valideres som at give en repræsentativ måling af rodvækst mens halvere den tid, der kræves til trace rødder. Det skal bemærkes, at sporing fanger kun 21,6-54,6% af samlede rod længde. Mens rødder dyrker fortrinsvis mod overfladen af rhizobox, kan fine laterale rødder navnlig ikke være synlige for sporing. Sporing er velegnet til relative sammenligninger af roden længde over tid, især tidligt i udviklingen, men høst og scanning rodsystemer er at foretrække, hvis målet er at nøjagtigt kvantificere samlede rod længde.

Figure 5
Figur 5: korrelationer mellem spores og scannet root længde data. A) Traced root længde var betydeligt korreleret med scannede root længde når kun forreste del af boksen var spores. B) sporing rødder på bagsiden af boksen, hvor hovedparten af rødder var synlige, forbedret Rasmussen2 værdi af regression mod scannede root længde over sporing forsiden af boksen; sammenhængen var igen betydeligt. C) den mest nøjagtige metode er at spore rødder på begge sider af boksen, som det fremgår af de højeste R2 værdien af de tre metoder og den betydelig korrelation med scannet root længde. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Roden vækstrater over tid lignede blandt kasser, som det fremgår af konsekvent skråninger når plotte den naturlige log af samlede rod længde mod tiden (figur 6). Mens lille variation er forventeligt, indikere konsekvent vækstrater at forsøgsbetingelser var ensartet for alle bokse. Dramatisk anderledes skråninger tyder på, at planterne voksede til forskellige priser, hvilket tyder på, skal kontrolleres for forskelle i variabler såsom temperatur eller fugtighed.

Figure 6
Figur 6: Root vækstrater i tidens. Lignende skråninger af roden længde vs tid blandt rhizoboxes indikerer, at rødderne voksede til samme priser. Non-uniform skråninger kunne tyde på at forsøgsbetingelser varierer blandt rhizoboxes. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Rødderne af alle majs genotyper tilvækst i patches indeholder 15N-mærket dække afgrøde rester. To-vejs ANOVA med patch type og genotype som faste faktorer (n = 23) afslørede, at roden længde tæthed var højere i behandling end kontrol patches bruger scannede root data (figur 7a, p = 0,013) samt røbestof root data (figur 7b, p = 0,005). RLD var ikke signifikant forskellig blandt genotyper i begge tilfælde.

Figure 7
Figur 7: rod længde tæthed af genotype og root data type. en) Scannede root data viste, at alle genotyper (A-F) tilvækst i behandling (T) patch, og genotypiske forskellene var ikke signifikante. b) høstet og scannede root data bekræftede den betydelige virkning af bælgplanter rester, men ikke genotype (A-F), på root længde tæthed i pletter. Bogstaverne A-F repræsenterer seks forskellige genotyper og fejllinjer repræsenterer standardfejl. C: kontrol; T: behandling. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Roden diameter kan bruges til at drage slutninger om roden funktion og omsætning. Fine rødder er mere tilbøjelige til at være laterale rødder, der hurtigt udvikle og formere sig som reaktion på ressource hotspots, mens større grove rødder er mere tilbøjelige til at være langtidsholdbare, langsom til at reagere aksial rødder. Scannede rodsystemer blev analyseret for andelen af rødder i hver diameter klasse: < 0,2 mm, 0,2-0,4 mm, 0,4-0,8 mm, 0,8-1,6 mm, og > 1,6 mm, og hver størrelseskategori blev testet for genotypiske forskelle. Genotyper med flere fine rødder i behandling pletter kan tyde på en mere effektiv spredning svar. En-vejs ANOVA med genotype som en fast faktor (n = 23) afslørede at genotyper ikke afviger i roden længde i hver størrelseskategori for rodsystemet samlede (figur 8a), behandling patches (fig. 8b), eller styre patches (fig. 8 c). Et flertal af rødderne var fine rødder (< 0.2 mm).

Figure 8
Figur 8: proportioner af rødder i forskellige diameter klasser af genotype og placering. en) i hver rhizobox (bortset fra behandling og kontrol patches), fleste af rødder var fine (< 0.2 mm i diameter). Genotyper afviger ikke i andelen af rødder i hver diameter klasse. b) i behandling patches, roden længde pr. størrelsesklasse ligeledes faldt med stigende diameter på tværs af genotyper. c) kontrol patches var karakteriseret ved de samme mønstre. Bogstaverne A-F repræsenterer seks forskellige genotyper og fejllinjer repræsenterer standardfejl. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Label Nielsen var højere i skyde end rod prøver på tværs af genotyper efter to-vejs ANOVA med prøvetypen og genotype som faste faktorer (n = 23, figur 9), viser, at 77-81% af N taget fra behandling patch var omplantes fra rødderne til skuddene under eksperiment. En-vejs ANOVA (n = 23) viste at δ15N af rod og skyde prøver ikke variere genotype.

Figure 9
Figur 9: kvælstof hidrørende fra bælgplanter rester i rødder og skud på høst. Alle genotyper var lige så effektive til at tage op N fra plasteret indeholder 15N-mærket bælgplanter rester. Størstedelen af N taget fra lappe var omplantes fra rødderne til skuddene. Bogstaverne A-F repræsenterer seks forskellige genotyper og fejllinjer repræsenterer standardfejl. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den rhizoboxes, der er beskrevet i denne protokol kan bruges til at besvare forskellige spørgsmål i roden og rhizosfære videnskab, og har fundet forskellige bruger andetsteds10,20,21,22,23 , 24 , 25. andre forskere har fanget time-lapse billeder af rhizoboxes21,25,26, nogle bruger automatiserede systemer22,27. Disse metoder kan anvendes til kvantitative analyser af roden længde og arkitektur ikke muligt med sporingsmetoder. Rhizoboxes har også været brugt til at visualisere mikrobielle samfund med teknikker såsom fluorescerende i situ hybridisering (FISH) og mikro-Autoradiografi (MAR)21,22, eller at fange rumligt eksplicit mønstre af vand og næringsstoffer ressourcer med RGB-imaging24 eller ekstracellulære enzymaktivitet med zymography11,30. Rhizoboxes præsenteres her er unik fra tidligere designs i, at de er relativt store, hvilket gør det muligt at studere arter med omfattende rodsystemer; har et simpelt design, enkelt-rum; Brug let tilgængelige, billige materialer; og er specielt designet til at studere oversatte programrettelser. Alsidigheden af dette rhizobox protokol kan tillade at tilpasses til en række andre anvendelser i roden plasticitet og rhizosfære interaktioner. Andre næringsstoffer kunne erstatte kvælstof i pletter. Immobile næringsstoffer som fosfor ville underkaste til mindre udvaskning, sandsynligvis gør dem en god pasform til denne tilgang. Rhizoboxes er også velegnet til sammenligninger af bulk og rhizosfære jord, som zone af roden indflydelse (en mangeårig definition for rhizosfære15) kan være klarere afgrænset end i pot undersøgelser og adskilt fra bulk jord med en barberkniv ved høst. Tilpasning af denne metode til at studere rhizosfære processer åbner op for en bred række nye måder at forlænge protokollen, herunder undersøgelse af både abiotiske og biotiske interaktioner23.

Metoden rhizobox præsenteres her er velegnet til at måle relative forskelle blandt genotyper eller arter i rodvækst tidligt i udviklingen, kendetegner forholdet mellem roden træk, og at udforske virkningerne af jordbundsforholdene på rodvækst . Visse trin i protokollen er særlig kritisk, fordi de påvirker faktorer med uforholdsmæssig stor indflydelse på rodvækst: jord fugt, bulk-tæthed og hældning. Vanding jævnt og lige så over bokse er kritiske givet jordfugtighed indflydelse på rod vækst mønstre1,31. Pilot forsøg viste, at vand leveret gennem drip udledere blev fordelt efter 24-48 timer på grund af kapillaritet; men variation blandt udledere i mængden af vand er leveret i en given kunstvanding periode var for høj til at anbefale denne metode ved hjælp af vores ordning. Hånd vanding langsomt og jævnt var bedst af de teknikker, der er testet, men andre kunstvanding metoder er bestemt muligt. Vanding til en tidligere beregnet vægt sikrer, at alle kasser bevarer den samme jord fugt indhold, forhindrer variabilitet i rodvækst på grund af vand stress32. Vægten af Tom rhizoboxes kan variere betydeligt, så beregning af ideelle vægt for individuelle bokse er vigtigt.

Som med fugt, oprettelse af selv bulk-tæthed af substrat i hele rhizobox er afgørende for at måle root spredning svar. Rødder vokser mere udførligt i mindre tætte jord33 og komprimering kan oprette kanaler for præferentielle vandgennemstrømningen, yderligere påvirker ressource distribution og rod vækst mønstre34. Tørring og sigtning markjord, grundigt blanding af sand og jord og flytte tragten og tilbage langsomt og jævnt at skabe en homogen matrix for rodvækst.

En række komponenter inden for dette eksperiment vil afhænge af forskningsspørgsmål interesse samt jord type og plante arter udnyttet inden for undersøgelsen. Forholdet mellem sandet til jord skal måske justeres for jord af forskellige tekstur, at sikre, at underlaget tisser jævnt uden sammenklumpning. Pilot forsøg viste, at en 1:1 (v/v) jord: sand blandingen var overlegen i forhold til 1:2 eller 1:3 blandinger til jorden anvendes i dette eksperiment, et meget fint sandet lerjord. Dimensioner af rhizoboxes og varigheden af forsøget kan justeres afhængigt af problemformulering, roden træk og plantearter af interesse. Majs er en forholdsvis hurtig voksende plantearter; Vi har derfor valgt større rhizobox dimensioner i forhold til andre rhizobox undersøgelser20,35 til at give en tilstrækkelig mængde jord, der giver mulighed for eksperimentet at fortsætte til den optimale varighed, som planterne bliver mere og mere rootbound over tid. Endelig, montering af statistiske modeller til synlige og spores rodvækst skal bestemmes for hver undersøgelse og arter af interesse, måske med pilotforsøg. Synlige rodvækst kan følge en mætte kurve i stedet for en lineær model25,36, og hældningen af regression af synlige på høstede rødder varierer fra plante arter21.

Rødderne har en iboende tendens til at forfølge tyngdekraft og undgå lys37, men man skal sikre, at gravitropism og lys unddragelse ikke bias rod vækstdata. Hvis drivhuset bænke er vippet lidt, for eksempel vil rødder vokse ned hældning i stedet for at reagere på næringsstof patches. Tilsvarende kan lyse gradienter i drivhuset forårsage forskydninger i skyde vækst og rødder vokser fortrinsvis på den ene side, hvis rhizoboxes ikke holdes helt mørkt. Lys afsavn tilfælde præsenteret i protokollen er et effektivt middel til at reducere indfaldende lys, men andre metoder som indpakning til rhizoboxes i aluminiumsfolie kan også arbejde.

Ikke-destruktiv rhizobox metode præsenteres her letter sporingen af rødder i situ over tid38 og kan gennemføres af en ph.d.-studerende med en grundlæggende viden om el-værktøj. Som sådan, giver det fordele over destruktive høst metoder såsom shovelomics6, som er bedre egnet til at studere ældre root arkitektur, men tillader ikke gentagne målinger af den samme rodsystem over tid, og Mr eller X-ray beregnet tomografi39,40, som giver mulighed for høj kvalitet billeddannelse af root-substrat interaktioner, men kræver dyrt udstyr. Det er imidlertid ikke uden begrænsninger. Opførelsen af rhizoboxes kan være tidskrævende, og sikre, at faktorer som fugt, bulk-tæthed, hældning og lys er så ensartede som muligt, som beskrevet ovenfor, er ikke-trivielle. Dog gives tilstrækkelig tid og opmærksomhed for detaljer, rhizoboxes levere pålidelige resultater og kan genbruges til mange eksperimenter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne anerkende anonym korrekturlæsere for deres feedback, samt J.C. Cahill og Tan Bao indledende vejledning om udvikling af rhizobox-protokollen. Finansieringen blev leveret af Foundation for fødevarer og landbrug forskning, os landbrugsministerium (USDA) National Institut for fødevarer og landbrug, landbrugs eksperiment Station projekt CA-D-PLS-2332-H, at A.G. og ved UC Davis afdeling af anlægget Sciences gennem et stipendium til J.S.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.27 cm diameter PVC pipe JM Eagle 530048 305 cm per box, cut into lengths as specified in the protocol
PVC side elbows Lasco 315498 2 per box
PVC 90-degree elbows Charlotte PVC 02300 0600 4 per box
PVC T joints Charlotte PVC 02402 0600 4 per box
Extruded acrylic panes TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 40.5 cm wide x 61 cm long
HDPE spacers (sides) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 57 cm long
HDPE spacers (bottom) TAP Plastics N/A 1 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 40.5 cm long
HDPE spacers (patch) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 3.8 cm wide x 28 cm long
Polyester batting Fairfield #A-X90 2.5 cm x 40.5 cm strip per box
20-thread screws N/A N/A 3.2 cm long, 0.64 cm diameter
Washers N/A N/A 0.64 cm internal diameter
Hex nuts N/A N/A sized to fit the screws
Light deprivation fabric Americover, Inc. Bold 8WB26.5 1 piece 95 cm wide and 69 cm long per box
Sand Quikrete No. 1113
Field soil N/A N/A
Transparencies for tracing FXN FXNT1319100S One per side of the box to be traced

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
  2. Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
  3. Melino, V. J., Fiene, G., Enju, A., Cai, J., Buchner, P., Heuer, S. Genetic diversity for root plasticity and nitrogen uptake in wheat seedlings. Functional plant biology. , Available from: http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 (2015).
  4. Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
  5. Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
  6. Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
  7. Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
  8. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
  9. Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
  10. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  11. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  12. Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
  13. Hewitt, E. J. Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , Commonwealth Bureau. London. (1966).
  14. Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
  15. Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013 (2013).
  16. McNear, D. H. Jr The Rhizosphere - Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  17. Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
  18. UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation. , Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018).
  19. Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
  20. Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
  21. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
  22. Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
  23. Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
  24. Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
  25. Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
  26. Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
  27. Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44 (2018).
  28. Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
  29. Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
  30. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation - Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
  31. Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
  32. Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
  33. Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
  34. Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
  35. Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
  36. Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1 (2013).
  37. Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
  38. Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. Root Methods: A Handbook. , Springer Science & Business Media. (2000).
  39. van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
  40. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17 (2015).

Tags

Miljøvidenskab spørgsmål 140 isotop mærkning kvælstof næringsstof optagelse plasticitet spredning rhizobox rhizosfære root
En optimeret Rhizobox protokol til at visualisere rodvækst og lydhørhed over for lokaliserede næringsstoffer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin,… More

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin, A. C. M. An Optimized Rhizobox Protocol to Visualize Root Growth and Responsiveness to Localized Nutrients. J. Vis. Exp. (140), e58674, doi:10.3791/58674 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter