Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

En optimalisert Rhizobox protokollen å visualisere rot vekst og respons på lokaliserte næringsstoffer

Published: October 22, 2018 doi: 10.3791/58674

Summary

Visualisere og måle rot vekst i situ er ekstremt utfordrende. Vi presenterer en passelig rhizobox metode for å spore root utvikling og spredning over tid i respons til nærings berikelse. Denne metoden brukes til å analysere mais genotypic forskjeller i roten plastisitet som svar på en organisk nitrogen kilde.

Abstract

Røttene er notorisk vanskelig å studere. Jordsmonnet er både visuelle og mekanisk barriere, gjør det vanskelig å spore røtter i situ uten ødeleggende harvest eller dyrt utstyr. Vi presenterer en passelig og rimelig rhizobox metode som tillater ikke-destruktiv visualisering av rot vekst over tid og er spesielt godt egnet til å studere rot plastisitet svar lokalisert ressurs patcher. Metoden ble validert ved å vurdere mais genotypic variasjon i plastisitet Svar å oppdateringer som inneholder 15N-merket Belgfrukt rester. Metodene er beskrevet å få representativt utviklingsmessige målinger over tid, måle rot lengde tetthet i ressurser som inneholder og kontroll, beregner rot vekstrater og bestemmer 15N utvinning av plante røtter og skyter. Fordeler, advarsler og potensielle fremtidige anvendelser av metoden er også diskutert. Selv om omsorg må tas for å sikre at eksperimentelle forhold ikke skjevhet rot vekst data, gir rhizobox protokollen presenteres her pålitelige resultater hvis utført med tilstrekkelig oppmerksomhet på detaljer.

Introduction

Selv om ofte oversett i forhold til sine aboveground kolleger, røtter spille en avgjørende rolle i anlegget næringsstoffer oppkjøpet. Gitt den betydelige karbon prisen for rot konstruksjon og vedlikehold, planter utviklet seg mekanismer for å utvikle røtter bare der beite er verdt investeringen. Rotsystem kan dermed effektivt og dynamisk min ressurs oppdateringer av voksende i hotspots, upregulating priser på opptak, og raskt translocating næringsstoffer til phloem for videre transport1. Plastisitet svar kan variere mye mellom plante arter eller genotyper2,3 og avhengig av kjemiske form av næringsstoffer involvert4,5. Variasjon i roten plastisitet bør utforskes videre som forstå komplekse rot Svar å heterogene jord ressurser kunne informere avl og ledelse strategier for å øke nærings bruk effektiviteten i landbruket.

Til tross for sin nødvendighet og relevans for forståelse anlegget systemer gir visualisere og kvantifisere rot plastisitet på relevante skalaer tekniske utfordringer. Utgravningene rot kronen fra jord ("shovelomics"6) er en felles metode, men fin røtter utnytte små porer mellom jord aggregat, og utgraving uunngåelig fører til en viss grad av tap av disse skjøre røtter. Videre gjør destruktive harvest det umulig å følge endringer i en rot over tid. In situ tenkelig metoder som X-ray beregnet tomografi tillate direkte visualisering av røtter og jord ressurser på høy romlig oppløsning7, men er dyrt og krever spesialisert utstyr. Hydroponic eksperimenter unngå betingelser i forbindelse med utpakking røtter fra jord, men roten morfologi og arkitektur varierer i vandige media sammenlignet med mekanisk begrensninger og Biofysiske kompleksiteten av jord8,9. Endelig kan ikke rhizosphere prosesser og funksjoner integreres med utviklingsmessige plastisitet i disse kunstige medier.

Vi presenterer en protokoll for bygging og bruk av rhizoboxes (smale, klare ensidig rektangulære beholdere) som rimelig, tilpasses å karakterisere akselerere veksten i jord over tid. Spesialdesignet rammer oppfordrer røttene å vokse fortrinnsvis mot bakpanelet på grunn av gravitropism, øke nøyaktigheten av rot lengdemål. Rhizoboxes brukes vanligvis til å studere rot vekst og rhizosphere vekselsvirkningene10,11,12, men metoden som presenteres her tilbyr en fordel i enkelhet med endelt design og billig materialer, og er utformet for å studere rot Svar å lokalisere næringsstoffer. Metoden kan imidlertid også være tilpasset å studere en rekke andre rot og rhizosphere prosesser som intra/interspecies konkurranse, romlige fordelingen av kjemiske forbindelser, mikrober eller enzym aktivitet. Her undersøke vi genotypic forskjeller mais hybrider svar på flekker av 15N-merket Belgfrukt rester og høydepunkt representant resultater å validere metoden rhizobox.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. forberedelser Front og bak paneler og avstandsstykker

  1. Forberede og panelene.
    1. Cut to stykker av klart 0.635 cm tykk akryl 40.5 cm bred 61 cm lang per boks eller kjøpe pre-cut stykker (se Tabell for materiale).
    2. Bruke en borekrone designet for akryl, bore hull 0.635 cm diameter 1,3 cm fra kantene på 2.5, 19, 38 og 53.3 cm fra toppen. Bore hull 1,3 cm fra nederkant på 2.5, 20,3 og 38 cm fra venstre (figur 1).
      Merk: Er det mest effektivt å bruke en drill Trykk for en bunke med seks til ti ark om gangen, men en hånd drill kan også brukes.
    3. Fjern alle beskytter avdekker fra akryl og mildt feilfri begge paneler før du monterer boksene.

Figure 1
Figur 1: utformingen av boret hull. Hull er boret 1,3 cm fra kantene på 2.5, 19, 38, og 53.3 cm fra toppen og 1,3 cm fra nederkant på 2.5, 20,3 og 38 cm fra venstre marg. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Forberede avstandsstykkene side og bunn.
    1. Kutte tre avstandsstykker per boks fra høy tetthet polyetylen (HDPE) eller kjøp to pre-cut siden avstandsstykker (0.635 cm tykk, 2,5 cm bred, 57 cm lang), og en pre-cut bunnen spacer (0.635 cm tykk, 2,5 cm bred, 40.5 cm lang). Se tabell over materialer.
    2. Juster avstandsstykkene mellom front- og bakplater langs sidene og bunnen av boksen. Bruker en hånd drill eller bore trykk, bore gjennom eksisterende hullene i front og tilbake igjen slik at hullene passere gjennom alle tre lagene rent.
    3. Holde lagene sted ved hjelp av klemmer eller ved å installere en kombinasjon av bolter, nøtter og skiver i hver nylig boret hull (se trinn 3.1).

2. installasjon av Polyester Batting nederst i boksen

Merk: Dette vil forhindre jord og vann lekker gjennom leddene mellom avstandsstykker.

  1. Kutte polyester batting i 2,5 cm bred ved strimler 40.5 cm lange (se Tabell for materiale).
  2. Lå vatt rett over bunnen avstandsstykket bakpanelet liggende flat og avstandsstykkene på toppen av det, og hold den på plass med topp panel (figur 2).

Figure 2
Figur 2: samlet rhizobox med vatt. En smal stripe batting nederst på rhizobox hindrer jord og sand fra lekker ut. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

3. montering av Rhizoboxes

  1. Montere rhizoboxes 20-tråden skruene (3,2 cm lengde av 0.635 cm diameter), skiver (intern 0.635 cm i diameter) og hex nøtter (størrelse passer skruene, se Tabellen for materiale.
  2. Stram hver skrue gjennom en vaskemaskin, frontpanel, avstand, bakpanelet, vaskemaskin og Sekskantet mutter. Kontroller at skruene er svært stramt; Hvis boksen er montert løst, vil jord søler ut gjennom hullene mellom paneler og siden avstandsstykker.
    Merk: Akryl er lett riper og riper kan forstyrre rot målinger, så håndtaket boksene montert med forsiktighet. Unngå stabling bokser med mindre beskyttende materiale er plassert mellom dem.
  3. Forberede to oppdateringen avstandsstykker (avstandsstykker som skal brukes til å opprette behandling og kontroll patcher) per boks. Enkeltark avstandsstykker av høy tetthet polyetylen (HDPE) eller kjøpe dem før kutt (0.635 cm tykk, 3,8 cm bred, 28 cm lang, se Tabellen for materiale). Bore et hull 0.635 cm diameter i hver spacer, 2 cm fra toppen langs midten av linjen (Figur 3).

Figure 3
Figur 3: Patch avstandsstykker. Skruer inn gjennom sentrum av HDPE strimler holde dem fra å falle i boksen. Rhizobox er fylt med jord rundt avstandsstykkene jord er vætede og avstandsstykkene fjernes for å forlate tom behandling og kontroll oppdateringer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Sikre en skrue gjennom hvert hull med en mutter slik at avstandsstykket kan delvis settes inn i rhizobox til skruen hindrer den fra å gå videre (Figur 3).
    Merk: Når jorda er wetted rundt avstandsstykkene og avstandsstykkene er fjernet, forblir to tomme områder kan som fylles med passende substrater for nitrogen-inneholdende behandling oppdateringen og kontroll oppdateringen.

4. bygningen PVC rammer å støtte Rhizoboxes i vinkel

Merk: Når boksen er plassert i en vinkel, gravitropism vil oppmuntre røttene å vokse mot baksiden slik at alle røtter er synlige for sporing. Polyvinylklorid (PVC) dimensjoner i Figur 4 resultat i en ramme som opprettholder rhizobox på en ca 55 ° vinkel til benken.

  1. Klippe 13 stykker av 1,3 cm diameter PVC per boks: 2 × 44 cm lengder, 3 × 42 cm lengder, 2 × 36,3 cm lengder, 2 × 25,4 cm lengder og 4 × 3,8 cm lengder (se Tabell for materiale).
    Merk: En hogge så anbefales sterkt for effektivitet og selv kutt.
  2. Bruk 4 × 2-veis albuer, 2 × 3-veis albuer og 4 T-leddene (se Tabell of Materials) til å montere boksen som vist i Figur 4.
    Merk: Bilder må være stabil uten ekstra lim, men PVC lim kan brukes om nødvendig.

Figure 4
Figur 4: ramme å støtte rhizoboxes. Den lette rammen er konstruert av PVC kuttet til angitte lengder og tilkoblet med felles typene angitt. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

5. Sy beskyttende tilfeller å reflektere lyset og heten

Merk: Røtter unngå lys, så disse tilfellene ekskludere lys for å sikre det observert rot plastisitet svar er drevet av næringsstoffer kilden i flekker og ikke lett å unngå. Lys deprivasjon stoff reduserer også temperaturen inne rhizoboxes, bidrar til å unngå varmestress.

  1. Klippe lys deprivasjon stoffet (spesialiserte materiale som er hvite på den ene siden og svarte på den andre) i stykker ca 95 cm bred og 69 cm lange (se Tabell for materiale). Det kreves én brikke per boks.
  2. Brett hver brikke i to langs langsiden å danne en 47,5 cm x 69 cm ermet. Bruker en symaskin nål denim, heavy-duty quilting tråden, og en smal søm, sy sammen bunnen og ¾ av veien opp siden på hvert erme. Feste de øverste hjørnene med en sikkerhetsnål.

6. forberedelse 1:1 (V/V) jord: Sand substrat fylle Rhizoboxes

  1. Samle ca 1000 cm3 feltet jord (fra stedet av interesse) per boks. Tørr jord til konstant vekt i grunne skuffer på 60 ° C.
    Merk: Jord for dette eksperimentet ble samlet inn umiddelbart etter innhøsting i et organisk administrerte korn felt fra 0\u201210 cm dybde.
  2. Grind jorda med en morter å gå gjennom en sil for 2 mm. Måle bulk tettheten av jord ved veiing et kjent volum av jord.
  3. Få sand (for eksempel spille sand, som kan kjøpes billig fra en jernvarehandel, se Tabellen for materiale) og måle bulktetthet.
  4. Måle ut like volum sand og i en bøtte og bland godt. Bruke en trakt for å fylle boksen sakte og jevnt 2,5 cm fra toppen, uten risting boksen å forårsake underlaget å avgjøre. Måle dette volumet av underlaget; Det bør være ca 1,272 cm3.
  5. Multiplisere bulk tettheten av sand med halve volumet å få masse sand nødvendig for hver boks. Gjør det samme med bulk tettheten av jord å få masse jord nødvendig for hver boks.
    Merk: For feltet jord og sand i dette eksperimentet, dette var 976 g av sand og 774 g av jord, men disse beløpene vil variere avhengig av bulk tettheten av jord brukes.
  6. Merke en stor glidelås plast pose per rhizobox, veie den aktuelle massen av sand og inn i pose og homogenize grundig.
  7. Analysere denne 1:1-jord- og underlaget for næringsinnhold og naturlige overflod av 15N (ses15N).

7. substrat forberedelse til behandling og kontroll oppdateringer

  1. Merk to små glidelås-plastposer per rhizobox, én for behandling oppdateringen og én for kontroll oppdateringen. Veie 30 g av jord: sand substrat fra hver store bag (trinn 6.6) i to tilsvarende små poser.
  2. Bland underlaget med en 15N-merket nitrogen kilde for behandling oppdateringen. For dette veie ut 1 g 15N-merket plante rester eller andre N-kilden (beløpet kan justeres som ønsket) til hver behandling bag (liten glidelås bag), og bland godt.
    Merk: For dette eksperimentet, en blanding av 15N-merket kløver og vikker rester ble brukt. Kløver og vikker frø ble plantet i en 1:1 blanding av vermikulitt og sand og dyrket under drivhus forhold. Planter ble vannet daglig med deionisert vann og to ganger ukentlig med 1/100 styrke Long Ashton løsning13 som inneholder 15N-merket nitrogen kilder. Alle aboveground biomasse ble slaktet på fire uker etter planting, tørket og bakken for å gå gjennom en sil for 2 mm. Hvis du velger en annen næringsstoffer, spesielt hvis dette elementet er mobile i jord, er piloten eksperimenter for å teste for utvasking oppmuntret. Slow-release former for næringsstoffer kan brukes eller en annen rhizobox design kan være valgt å begrense utvasking (f.eks med separate seksjoner10) om nødvendig.

8. lasting Rhizobox med underlaget og etablere behandling og kontroll oppdateringer

  1. Veie hver Tom rhizobox og ta opp vektene for senere bruk.
  2. Sett inn to oppdateringen avstandsstykker (se trinn 3.2) i en rhizobox til skruen hindrer dem fra videre. Merk dybden på den nederste kanten med et lett merke på siden av rhizobox (Figur 3) og fjern avstandsstykker.
  3. En trakt med en stilk åpning som er så smale som den rhizobox, fylle rhizobox fra den tilsvarende stor posen med substrat til merket dybden. Flytte trakten og tilbake sakte og jevnt slik at underlaget fyller jevnt og skaper ikke fortrinnsrett flyt kanaler.
  4. Når substrat nivået når merket dybden, sett avstandsstykkene tilbake i 5 cm fra hver side av boksen. Fortsette å fylle boksen til underlaget er ca 5 cm fra toppen av boksen (det bør være substrat igjen i posen).
  5. Våt grundig rundt hver avstand.
    Merk: I dette eksperimentet, var dette oppnås ved å levere 50 mL vann gjennom drypp emittere settes inn mellom ytterkanten av hver avstand og siden av rhizobox og helle 50 mL vann jevnt mellom to avstandsstykkene. Langsom vanning er nødvendig for jevn fukting.
  6. Fjern avstandsstykker jord er våt, forlate en tom hulrom for flekker.
  7. Tape en transparentfilm på utsiden av hver rhizobox (se Tabell for materiale). Merke en side som behandling og en som kontroll, og fylle patcher riktig poser med trakten. Spor grensene for hver oppdatering på åpenhet med permanent markør.
  8. Fyll rhizobox jevnt med gjenværende underlaget. Spor toppen av underlaget på åpenhet.
  9. Gjenta for de resterende rhizoboxes. Lagre alle poser for innhøsting.

9. selv vanning til 60% vann-Holding Capacity

Merk: Denne mengden av fuktighet i jorda ble funnet for å hindre planter opplever tørke stress mens forebygge utviklingen av anoksisk forhold eller alger vekst.

  1. Måle vann-holding capacity (muskelens Vannbindingsevne) av de substrat14.
  2. Beregne den ideelle vekten av hver boksen. Her definert som summen av vekten av Tom rhizobox kombinert med vekten av underlaget på 60% vann-holding capacity.
  3. Multiplisere WHC (gram vann / gram tørr substrat) av 0,6 å få masse vann holdt i underlaget på 60% WHC. Legg til denne massen masse tørr substrat og masse 15N kilden.
  4. Legge til tomme vekten av hver boks hvor fikk over.
  5. Veie boksene når de er fylt. Trekk vekten av hver boks (i g) på dette punktet fra sin ideelle vekt (i g) beregnet i trinn 9.2. Vann med dette volumet (i mL) av de ionisert (DI) vann sakte og jevnt.
    Merk: Dette trinnet kan gjøres ved hjelp av drypp vanning eller vanne for hånd. Hvis vanne for hånd, Tillat vannet å sive helt før du legger til mer å unngå heterogene grunnforhold fuktighet og fortrinnsrett flyt kanaler.

10. frø spiring og transplantasjon

  1. Hvis bruker unplanted kontroller, satt de rhizoboxes.
  2. Overflate-sterilisere mais frø av omrøring for 1 min 5% NaOCl, og skyll grundig i DI vann.
    Merk: I dette eksperimentet, frø av seks ulike mais genotyper ble brukt for å undersøke genotypic forskjeller i roten plastisitet.
  3. Spire sterilisert frø ved å plassere dem på en våt laboratorium vev (f.eks Kimwipe) inne Petri retter og dekke med en fuktig vev. Det bør ikke være noen stående vann. Sted Petri retter i et mørkt sted 48\u201272 h til radicle bare begynner å dukke opp.
  4. Bruk en smal slikkepott til å grave et hull til 2,5 cm dyp på midten av hver rhizobox. Transplantere et spirer frøet i hullet, at radicle er orientert direkte nedover.
    Merk: Hvis radicle er vinklet mot enten oppdateringen, sammenligning av rot vekstrater vil være partisk.
  5. Spore plasseringen av frø på åpenhet.
  6. Dekke frø og vann med opptil 50 mL DI vann.

11. planter vekst

  1. Dyrke planter for 25 dager (eller så lenge ønsket), opprettholde 60% muskelens Vannbindingsevne gjennom vekstperioden. Overvåke akselerere veksten av røtter-sporing.
  2. Veie hver boks hver 3\u20124 dager og vann til det er innenfor 5 g av sin ideelle vekt. Stopp vanning av rhizoboxes fire dager før innhøsting å lette atskillelse panelene. Fjerne ugress hånd ofte slik at bare planterøttene rundt finnes.
  3. Spore synlige røtter hver 3\u20124 dager med et permanent markør med klart kan skilles farger for hver sporing dag.
    Merk: Ulik diameter indikatorer kan brukes for primære og lateral røtter, om ønskelig. Det kan være nyttig å definere kriterier for rot sporing i utgangspunktet siden en grad av subjektivitet er involvert, spesielt hvis flere forskere vil være sporing røtter eller hvis røttene av forskjellige ordrer eller diameter skilles med forskjellige indikatorer. I dette eksperimentet, nøyaktigheten av sporing synlige røtter på én side av boksen er testet av sporing synlige røtter på begge sider og sammenligne totalt rot lengde måles på skannede transparentene totalt rot lengde målt ved vask og skanning røtter. Sammenhengen mellom spores og skannede rot lengde var betydelig uansett om bare tilbake gjennomsiktigheten eller begge transparenter ble brukt. Det er derfor mulig å bare spore synlige røtter på bakpanelet.

12. innhøsting skyter, og få rot og jordprøver for analyse

  1. Lå de første rhizobox flat og fjerne alle skruer.
  2. Høste skyte prøvene. Klippe skudd på basen skyll noen jord med DI vann og tørk på 60 ° C. Grind skyter med en morter å gå gjennom en sil for 2 mm og veie underutvalg i tinn kapsler for isotop analyse (se avsnitt 14).
  3. Bruke gjennomsiktighet som en guide, skjær rundt patcher behandling og kontroll med en barberhøvel. Bruk skjeen eller spatula for å øse røttene og overholde rhizosphere jord i respektive behandling eller kontroll posen.
    Merk: Mens mange metoder finnes separate rhizosphere jord, jord under påvirkning av plante røtter15, og rhizosphere kan betraktes som en forløpning i stedet for en strengt kodedel sonen16, denne metoden følger de brukte definisjon av jord som følger for å plante røtter etter risting17.
  4. Scoop gjenværende røtter og jord i tredje posen.
  5. Pass behandling, kontroll, og bulk prøver gjennom en 2 mm sil skille røtter fra underlaget, fjerne alle synlige røtter eller fragmenter > 1 cm i lengde med fine pinsett. Holde disse prøvene atskilt fra hverandre for totalt tre rot og tre substrat prøver.

13. validering av Tracings og beregning av relativ rot vekstrater

  1. Skanne behandling, kontroll, og bulk prøver og beregne hvor roten.
    1. Arbeider med ett utvalg samtidig, skyll røtter med DI vann for å fjerne gjenværende substrat. Ordne prøvene i en klar skuffen slik at røttene ikke overlapper.
    2. Skanne prøver ved å bruke en skanner som er kompatibel med roten analyseprogramvare (f.eks WinRhizo). Sikre at programvaren er kalibrert pålitelig skille røtter fra bildebakgrunnen.
    3. Bruke programvaren til å måle totalt rot lengde og rot lengde i diameter klasser av interesse (f.eks < 0.2 mm, 0.2\u20120.4 mm, 0.4\u20120.8 mm, 0.8\u20121.6 mm, > 1,6 mm).
  2. Beregne rot lengde tetthet (RLD) for behandling og kontroll og for hver rhizobox som helhet.
    1. Beregne volumet av behandling og kontroll ved å multiplisere området spores på hver transparent (se trinn 8.1) x 0.635 cm, dybden av boksen. Bruk disse volumene beregne rot lengde tetthet i behandling og kontroll oppdateringer med hvor totalt rot i hver patch (se trinn 13.1.3).
      Equation 1
    2. Beregne volumet av underlaget i hver rhizobox ved å multiplisere området spores på åpenhet (se trinn 8.1) av 0.635 cm. Beregn RLD for behandling og kontroll patcher.
      Equation 2
  3. Validere roten sporing metode ved å sammenligne skannede rotsystem og sporet bilder.
    1. Skanne hver transparent og beregne totalt rot lengde ved hjelp av programvaren. Lagre det skannede bildet for vekst rate beregninger.
    2. Summere totalt rot lengde målinger av behandling, kontroll, og bulk prøver for hver boks (se trinn 13.1.3).
    3. Teste skannede og spores målinger av totalt rot lengden se om sammenhengen er statistisk signifikant.
      Merk: Så, metoden sporing valideres, og relativ vekst kan beregnes på hvert tidspunkt. Hvis ikke, bare skannede rotsystem dataene gir en nøyaktig angivelse av rot vekst. Dette kan være tilfellet hvis sporing metodikk var inkonsekvent eller røtter ikke var like synlig for alle genotyper, for eksempel.
  4. Hvis metoden sporingen ble validert, beregne relative rot vekstrater for hver rhizobox.
    1. Bruk rot analyseprogramvare kalibrert for å skille mellom valgte sporing fargene å måle totalt rot lengde i behandling, kontroll, og bulk eksempler på hvert tidspunkt. Beregne kumulative totalt rot lengden på hvert tidspunkt.
    2. Beregne relative rot vekstrater (RGR-rot) for hver rhizobox samt behandling og kontroll oppdateringer for hver tid intervall t1-t2 som følger.
      Equation 3
      Merk: Her L1 er totalt rot lengde i patch (kumulativ sum fra 11.3) t1 dager etter transplantasjonen (DAT) og L2er totalt rot lengde i patch t2 DAT.

14. analyse av 15N partisjonering blant rot, skyte og behandling jordprøver

  1. Tørr røtter på 60 ° C veie biomasse og male for å gå gjennom en sil for 2 mm.
  2. Tørr underutvalg behandling jord på 60 ° C.
  3. Pakke røtter og behandling i tinn kapsler som med skuddene.
    Merk: Perfekt eksempel vekt per kapsel skal beregnes separat for skudd, røtter og jord basert på den estimerte c/n ratio av å oppnå målet mengden totalt N for analyse. Kontakt stabil isotop anlegget der prøvene skal sendes for mer informasjon. For dette eksperimentet var prøve forberedelse instruksjoner og prøve vekt kalkulator fra UC Davis stabil isotop anlegget fulgte18.
    FORSIKTIG: Ta spesiell bekymre å blande prøver jevnt før emballasje i kapsler og forberede flere kapsler per prøve. Hvis eksemplene ikke er jevnt blandet, kan tilsynelatende utvinning av 15N overstige opprinnelig til stede.
  4. Analysere totale N, δ15 og 15N innhold hver skyte, rot og behandling jordprøve.
    Merk: I dette eksperimentet, plante prøver ble analysert via forbrenning med en PDZ Europa ANCA-GSL elementær analyzer interfaced til en PDZ Europa 20-20 isotop forholdet masse spectrometer på UC Davis stabil isotop anlegget (UCD SIF). Jordprøver ble analysert med en Elementar Vario EL kube elementær analyzer interfaced til en PDZ Europa 20-20 isotop forholdet masse spectrometer på UCD SIF.
  5. Beregne beløpet 15N fra etiketten i anlegget skyte og roten prøver.
    1. Først beregne mengden 15N over atmosfæriske 15N i hvert utvalg, 15P *:
      Equation 4
      hvor 15P er 15N innholdet i atomic % av utvalget av interesse.
    2. Andre beregne mengden 15N over atmosfæriske 15N i etiketten, 15L *:
      Equation 5
      hvor 15L er 15N innholdet i atomic % merket N kilde.
    3. Tredje beregne mengden totalt N i hver pool, Np:
      Equation 6
      der mp er massen av bassenget (f.eks total tørr skyte eller rot biomasse) og %p er prosentandelen av av det bassenget.
    4. Endelig bruke resultatene av 14.5.1\u201214.5.3 i Ndff ligning19 for å beregne mengden av N innhentet fra plateselskap, Nl:
      Equation 7
      Merk: Ndff ligningen brukes til å bestemme mengden av N fra en merket kilde som er utvunnet av planter. Det forutsetter at ingen isotopanrikning diskriminering oppstår under N opptak av anlegget og generelt gjelder for N kilder beriket ~1\u201210%19.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Røtter vokste fortrinnsvis mot baksiden av boksen som forventet. Totalt sporet rot lengde på baksiden av boksen varierte fra 400 1,956 cm, sammenlignet med 93-758 cm på forsiden av boksen. Parvis Pearson korrelasjonskoeffisienter ble beregnet mellom skannede rot lengden og spores rot lengden på forsiden av boksen baksiden av boksen og summen av foran og bak ble brukt til å avgjøre om sporing nøyaktig reflekterte totalt rot lengde (n = 23, som anlegget i én boks døde under eksperimentet). Skannede totalt rot lengde var signifikant korrelert med spores rot lengde på baksiden av boksen (figur 5A, p = 0.0059), foran boksen (figur 5B, p = 0.022), og summen av frem og tilbake (figur 5C, p = 0.0036). sporing bare baksiden av boksen er dermed godkjent som gir et representativt mål på roten veksten halvere tiden det tar å spore røtter. Det bemerkes imidlertid at sporing fanger bare 21,6-54,6% av totalt rot lengde. Mens røtter vokser fortrinnsvis mot overflaten av rhizobox, kan fin lateral røtter spesielt ikke være synlig for sporing. Sporing er velegnet til relative sammenligninger av rot lengde over tid, særlig tidlig i utviklingen, men høsting og skanning rotsystem anbefales hvis målet er å tallfeste nøyaktig totalt rot lengde.

Figure 5
Figur 5: sammenhenger mellom sporet og skannet rot lengde data. A) Traced rot lengde var signifikant korrelert med skannede rot lengde når bare foran boksen ble sporet. B) spore røtter på baksiden av boksen, der flertallet av røttene var synlig, forbedret R2 verdien av regresjon mot skannede rot lengde sporing forsiden av boksen. korrelasjon ble betydelig. C) den mest nøyaktige metoden er å spore røtter på begge sider av boksen, som vist av den høyeste R2 verdien av tre metoder og betydelig sammenhengen med skannet rot lengde. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Root vekstrater over tid var lik blant bokser, som vist av konsekvent bakken når plotting naturlig loggen over totalt rot lengde mot tiden (figur 6). Mens liten variasjon er å forvente, indikerer konsekvent vekstrater at eksperimentelle forhold var uniform for alle bokser. Dramatisk ulike løyper skulle tilsi at plantene vokste på forskjellige rater, foreslå å finne forskjellene i variabler for eksempel temperatur eller fuktighet.

Figure 6
Figur 6: Root vekst over tid. Lignende bakken av roten lengde vs tid blant rhizoboxes indikerer at røttene vokste på samme priser. Non-uniform bakkene kan indikere at eksperimentelle forhold varierer blant rhizoboxes. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Røttene til alle mais genotyper proliferated i flekker som inneholder 15N-merket cover beskjære rester. Toveis VARIANSANALYSE med oppdateringen type og genotype som fast faktorer (n = 23) avslørte at roten lengde tetthet høyere behandling enn kontroll oppdateringer ved hjelp av skannede rot data (figur 7a, p = 0.013) samt spores rot data (figur 7b, p = 0.005). RLD var ikke signifikant forskjellig blant genotyper uansett.

Figure 7
Figur 7: Root lengde tetthet av genotype og rot datatypen. en) Skannet rot data viste at alle genotyper (A-F) proliferated i behandling (T) patch, og genotypic forskjellene var ikke betydelig. b) høstes og skannede rot data bekreftet betydelig effekten av legume rester, men ikke anleggspreg (A-F)videre root lengde tetthet i flekker. Bokstavene A-F representerer seks ulike genotyper og feilfelt representerer standardfeil. C: kontroll; T: behandling. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Root diameter kan brukes til å trekke slutninger om rot-funksjonen og omsetning. Fin røtter er mer sannsynlig å være lateral røttene som raskt utvikler og sprer svar på ressurs hotspots, mens større grov røtter er mer sannsynlig å være varige, slow-til-svare aksial røtter. Skannet rotsystem ble analysert for andelen røtter i hver diameter klasse: < 0.2 mm, 0,2-0,4 mm, 0.4 0,8 mm, 0,8-1.6 mm, og > 1,6 mm, og hver størrelsesklasse ble testet for genotypic forskjeller. Genotyper med flere fine røtter i behandling flekker kan tyde på en mer effektiv spredning reaksjon. Enveis VARIANSANALYSE med genotype som en fast faktor (n = 23) avslørte at genotyper ikke ulik rot lengde i hver størrelsesklasse for rot systemet generelt (figur 8a), behandling patcher (figur 8b), eller kontrollere patcher (Figur 8 c). Et flertall av røttene var fin røtter (< 0.2 mm).

Figure 8
Figur 8: andelen røtter i forskjellige diameter klasser av genotype og plassering. en) i hver rhizobox (unntatt behandling og kontroll), fleste av røttene var fin (< 0.2 mm i diameter). Genotyper avvike ikke i forhold til røtter i hver diameter klasse. b) i behandling patcher, rot lengde per mellomklassen likeledes redusert med økende diameter over genotyper. c) kontroll oppdateringer var preget av de samme mønstrene. Bokstavene A-F representerer seks ulike genotyper og feilfelt representerer standardfeil. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Etiketten N var høyere i skyte enn roten prøver over genotyper ifølge toveis VARIANSANALYSE med eksempel type og genotype som fast faktorer (n = 23, figur 9), viser at 77-81% n tatt opp fra behandling oppdateringen ble translocated fra røttene til skudd under eksperimentet. Enveis ANOVA (n = 23) viste at ses15N av rot og skyte prøver ikke varierer med genotype.

Figure 9
Figur 9: Nitrogen innhentet fra Belgfrukt rester i røtter og skyter på innhøstingen. Alle genotyper var like effektive til å ta opp N fra oppdateringen som inneholder 15N-merket Belgfrukt rester. Fleste N tatt opp fra oppdateringen ble translocated fra røttene til skudd. Bokstavene A-F representerer seks ulike genotyper og feilfelt representerer standardfeil. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Rhizoboxes beskrevet i denne protokollen kan brukes til å svare på varierte spørsmål i rot og rhizosphere, og har funnet mangfoldig bruker andre steder10,20,21,22,23 , 24 , 25. andre forskere har fanget time-lapse bilder rhizoboxes21,25,26, noen bruker automatiserte systemer22,27. Disse metodene kan brukes for kvantitative analyser av rot lengde og arkitektur ikke mulig med sporingsmetodene. Rhizoboxes har også blitt brukt til å visualisere mikrobielle samfunn med teknikker som fluorescerende i situ hybridisering (fisk) og mikro-autoradiography (mars)21,22eller fange romlig eksplisitt mønstre av vann og næringsstoffer ressurser med RGB tenkelig24 eller ekstracellulær enzym aktivitet med zymography11,30. Rhizoboxes presenteres her er unik fra forrige design i at de er relativt stort, noe som gjør det mulig å studere arter med omfattende rotsystem; har en enkel endelt design; Bruk lett tilgjengelig, billig materiale. og som er spesiallaget for å studere lokaliserte oppdateringene. Allsidigheten til denne rhizobox protokollen kan tillate det tilpasses for en rekke andre programmer i roten plastisitet og rhizosphere vekselsvirkningene. Andre næringsstoffer kan erstatte nitrogen i flekker. Immobile næringsstoffer som fosfor vil underlagt til mindre utvasking, trolig gjør dem passe godt for denne tilnærmingen. Rhizoboxes er også velegnet til sammenligninger av bulk og rhizosphere jord, sonen rot innflytelse (en langvarig definisjon for rhizosphere15) kan være mer tydelig avgrenset enn i potten studier og atskilt fra bulk jord med en barberhøvel på innhøstingen. Tilpasse denne metoden for å studere rhizosphere prosesser åpner opp en ny rekke måter for å utvide den protokollen, inkludert studie av både abiotiske og biotiske interaksjoner23.

Metoden rhizobox presenteres her er velegnet for måler relative forskjeller blant genotyper eller arter i roten vekst tidlig i utviklingen, karakteriserer relasjoner mellom rot trekk, og utforske effekten av jord egenskaper på roten vekst . Enkelte trinn av protokollen er spesielt viktig fordi de påvirker faktorer med uforholdsmessig stor innflytelse på roten vekst: jord fuktighet, bulktetthet og skråningen. Vanning jevnt og like over boksene er viktig gitt påvirkning av fuktighet i jorda på roten vekst mønster1,31. Piloten eksperimenter viste at vannet leveres gjennom drypp emittere ble jevnt fordelt etter 24-48 h skyldes kapillar handling. men var variasjon blant emittere i volumet av vann levert i en gitt vanning periode for høy til å anbefale denne metoden å bruke vår ordning. Hånd vanning sakte og jevnt var best av teknikker testet, men andre vanning metoder er absolutt mulig. Vanning en tidligere beregnet vekt sikrer at alle boksene opprettholde samme jord fuktighetsinnhold, forebygge variasjon i roten vekst på grunn av vann stress32. Vekten av Tom rhizoboxes kan variere betydelig, så beregne ideelle vekter for boksene er viktig.

Som med fuktighet, etablere selv bulktetthet av underlaget gjennom rhizobox er viktig å måle rot spredning svar. Røttene vokser mer omfattende mindre tett jord33 og komprimering kan opprette kanaler for fortrinnsrett vannstrømmen, videre påvirker ressurs distribusjon og rot vekst mønstrene34. Tørking og sikting feltet jord, grundig blande sand og og flytte trakten og tilbake sakte og jevnt bidra til å skape en homogen matrise for rot vekst.

En rekke komponenter i dette eksperimentet vil avhenge problemstillingene i tillegg jord type og plante arter utnyttet i studien. Forholdet mellom sand jord må justeres for jord av annen tekstur, slik at underlaget wets jevnt uten klumper. Piloten eksperimenter viste at en 1:1 (v/v) jord: sand blanding var overlegen 1:2 eller 1:3 blandinger for jord i dette eksperimentet, en veldig fin sandholdig leirjord. Dimensjonene av rhizoboxes og varigheten av forsøket kan justeres avhengig av problemstilling, rot trekk, og plantearter rundt. Mais er en relativt raskt voksende plantearter; Vi valgte derfor større rhizobox dimensjoner sammenlignet med andre rhizobox studier20,35 å skaffe et tilstrekkelig antall jord som tillater å fortsette for optimal varigheten som planter blitt stadig rootbound over tid. Til slutt, montering av statistiske modeller for å vises og spores rot vekst må bestemmes for hver studie og arter av interesse, kanskje med piloten eksperimenter. Synlig akselerere veksten kan følge en mette kurve i stedet for en lineær modell25,36, og skråningen av regresjon av synlig på høstet røtter varierer fra plante arter21.

Røtter har en iboende tendens til å forfølge tyngdekraften og unngå lys37, men hensyn må tas for å sikre at gravitropism og lett unngå ikke skjevhet rot vekst data. Hvis drivhus benker er tilted litt, for eksempel vil røtter vokse nedover skråningen i stedet for å svare på Næringsinnhold oppdateringer. Tilsvarende føre lys graderinger i drivhuset skift i skyte vekst og røttene å vokse fortrinnsvis på én side hvis rhizoboxes er ikke helt mørkt. Lys deprivasjon sakene i protokollen er en effektiv måte å redusere hendelsen lys, men andre metoder som innpakning av rhizoboxes i aluminiumsfolie fungerer også.

Metoden ikke-destruktive rhizobox presenteres her muliggjør sporing av røtter i situ over tid38 og kan implementeres av en graduate student med en grunnleggende kjennskap til elektroverktøy. Som sådan, tilbyr det fordeler over ødeleggende høsting metoder som shovelomics6, som er bedre egnet til å studere eldre root arkitektur, men tillater ikke gjentatte målinger av samme rotsystem over tid, og MRI eller X-ray beregnet tomografi39,40, som gir høy kvalitet tenkelig rot-underlaget samhandlinger men krever dyrt utstyr. Men er det ikke uten begrensninger. Byggingen av rhizoboxes kan være tidkrevende, og sikre at faktorer som fuktighet, bulktetthet, skråningen og lys som uniform som mulig, som beskrevet ovenfor, er ikke-triviell. Likevel, gitt nok tid og oppmerksomhet på detaljer, rhizoboxes levere pålitelige resultater og kan gjenbrukes for mange eksperimenter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne ønsker å erkjenne anonyme vurderinger for deres tilbakemeldinger, samt JC Cahill og Tan Bao første retningslinjer for utvikling av rhizobox-protokollen. Midler ble gitt av Foundation for mat og landbruk forskning, oss Department of Agriculture (USDA) National Institute for mat og jordbruk, landbruket eksperiment stasjon prosjektet CA-D-PLS-2332-H, til A.G. og UC Davis avdeling av anlegget Vitenskap gjennom en fellesskap til JS

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.27 cm diameter PVC pipe JM Eagle 530048 305 cm per box, cut into lengths as specified in the protocol
PVC side elbows Lasco 315498 2 per box
PVC 90-degree elbows Charlotte PVC 02300 0600 4 per box
PVC T joints Charlotte PVC 02402 0600 4 per box
Extruded acrylic panes TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 40.5 cm wide x 61 cm long
HDPE spacers (sides) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 57 cm long
HDPE spacers (bottom) TAP Plastics N/A 1 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 40.5 cm long
HDPE spacers (patch) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 3.8 cm wide x 28 cm long
Polyester batting Fairfield #A-X90 2.5 cm x 40.5 cm strip per box
20-thread screws N/A N/A 3.2 cm long, 0.64 cm diameter
Washers N/A N/A 0.64 cm internal diameter
Hex nuts N/A N/A sized to fit the screws
Light deprivation fabric Americover, Inc. Bold 8WB26.5 1 piece 95 cm wide and 69 cm long per box
Sand Quikrete No. 1113
Field soil N/A N/A
Transparencies for tracing FXN FXNT1319100S One per side of the box to be traced

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
  2. Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
  3. Melino, V. J., Fiene, G., Enju, A., Cai, J., Buchner, P., Heuer, S. Genetic diversity for root plasticity and nitrogen uptake in wheat seedlings. Functional plant biology. , Available from: http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 (2015).
  4. Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
  5. Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
  6. Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
  7. Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
  8. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
  9. Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
  10. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  11. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  12. Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
  13. Hewitt, E. J. Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , Commonwealth Bureau. London. (1966).
  14. Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
  15. Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013 (2013).
  16. McNear, D. H. Jr The Rhizosphere - Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  17. Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
  18. UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation. , Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018).
  19. Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
  20. Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
  21. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
  22. Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
  23. Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
  24. Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
  25. Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
  26. Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
  27. Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44 (2018).
  28. Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
  29. Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
  30. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation - Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
  31. Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
  32. Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
  33. Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
  34. Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
  35. Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
  36. Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1 (2013).
  37. Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
  38. Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. Root Methods: A Handbook. , Springer Science & Business Media. (2000).
  39. van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
  40. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17 (2015).

Tags

Miljøfag problemet 140 isotop merking nitrogen Nærings-opptak plastisitet spredning rhizobox rhizosphere rot
En optimalisert Rhizobox protokollen å visualisere rot vekst og respons på lokaliserte næringsstoffer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin,More

Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin, A. C. M. An Optimized Rhizobox Protocol to Visualize Root Growth and Responsiveness to Localized Nutrients. J. Vis. Exp. (140), e58674, doi:10.3791/58674 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter