Summary
Nous avons développé une technique qui enregistre simultanément les expression et potentiels de champs locaux en réponse à des stimuli nociceptifs laser de bouger librement des rats. Cette technique aide à établir une relation directe de signaux électrocorticale au niveau macroscopique et mésoscopique qui facilite l’étude de traitement dans le cerveau de l’information nociceptive.
Abstract
Électrocorticale réponses, induites par des impulsions de chaleur laser qui activent sélectivement les terminaisons nerveuses libres nociceptives, sont largement utilisés dans de nombreuses études animales et humaines pour enquêter sur le traitement cortical de l’information nociceptive. Ces potentiels de cerveau induite par laser (LEPs) se composent de plusieurs réponses transitoires qui sont temps-verrouillé à l’apparition de stimuli de laser. Toutefois, les propriétés fonctionnelles des réponses LEP sont encore largement inconnues, en raison de l’absence d’une technique d’échantillonnage qui permet d’enregistrer simultanément des activités neuronales à la surface du cortex (c.-à-d., électrocardiographique [ECoG] et le cuir chevelu électroencéphalogramme [cuir chevelu EEG]) et à l’intérieur du cerveau (c.-à-d., potentiel de champ local [PDD]). Pour résoudre ce problème, nous vous présentons un protocole animaux librement mobiles chez des rats. Ce protocole est composé de trois procédures principales : (1) animale préparation et interventions chirurgicales, (2) un enregistrement simultané de l’ECoG et LFP en réponse à des stimuli nociceptifs laser et d’extraction de données (3), analyse et fonctionnalité. Plus précisément, avec l’aide d’une coque de protection 3D-imprimés, ECoG et le PDD électrodes implantées sur le crâne de rat ont été solidement maintenues ensemble. Au cours de la collecte de données, impulsions laser ont été livrées sur ses pattes de rat par des fentes dans le fond de la chambre lorsque l’animal était dans l’immobilité spontanée. Un bruit blanc continu a été joué afin d’éviter l’activation du système auditif par les ultrasons générés par rayon laser. En conséquence, seules les réponses nociceptives ont été sélectivement enregistrés. En utilisant les méthodes analytiques standards (par exemple, filtrage passe-bande, époque d’extraction et correction de la ligne de base) pour extraire les réponses axées sur la stimulation cérébrale, nous avons obtenu des résultats que LEPs avec un rapport signal sur bruit élevé ont été en même temps enregistré par électrodes ECoG et LFP. Cette méthodologie permet l’enregistrement simultané des activités ECoG et LFP, qui fournit un pont des signaux de l’électrocorticale, au niveau macroscopique et mésoscopique, facilitant ainsi l’enquête relative au traitement de l’information nociceptive dans le cerveau.
Introduction
EEG est une technique d’enregistrement des potentiels électriques et activités cérébrales oscillatoire générées par les activités synchronisées de milliers de neurones dans le cerveau. Il est populairement utilisé dans de nombreuses études fondamentales et applications cliniques1,2. Par exemple, les réponses EEG à laser intense chaleur impulsions (c.-à-d.LEPs) sont largement adoptés pour enquêter sur le traitement centraux et périphérique d’entrée sensorielle nociceptive3,4,5. Chez l’homme, LEPs consistent principalement en trois flèches distinctes : la composante précoce (N1) qui est somatotopique organisée et susceptible de refléter l’activité du cortex somatosensoriel primaire (S1)6et les composants de fin (N2 et P2) qui sont au centre distribuées et plus susceptibles de refléter l’activité du cortex somatosensoriel secondaire, insula et le cortex cingulaire antérieur7,8. Dans les précédentes études9,10, nous avons démontré que rat LEPs, échantillonnée en utilisant ECoG (un type d’EEG intracrânien) d’électrodes placées directement sur la surface exposée du cerveau, aussi se composent de trois flèches distinctes ( c'est-à-dire, somatotopique organisé N1 et N2 centralement distribués et P2). La polarité, l’ordre et la topographie des composants LEP rat sont semblables aux humains LEPs11. Toutefois, en raison de la résolution spatiale limitée du cuir chevelu EEG et sous-dural ECoG enregistrements12, ainsi que de la nature imprécise de l’EEG source analyse techniques13, la contribution détaillée des activités neuronales aux composants LEP fait beaucoup débat. Par exemple, il est peu clair si et la mesure dans laquelle S1 contribue à la première partie de la réponse corticale (N1) provoquée par des stimuli de laser6.
Différente de la technique d’enregistrement à des enregistrements macroscopiques niveau, directs intracrâniennes, l’utilisation de tableaux microwire, aidés par un appareil stéréotaxique et microdrives14,15 pourrait mesurer les activités neuronales (p. ex., LFPs ) des régions spécifiques. LFPs reflètent principalement la sommation des potentiels post-synaptiques inhibitrices ou excitateurs des populations neuronales local16. Étant donné que les activités neuronales LFP retenus dans l’échantillon représentent les processus neuronaux qui se produisent dans des centaines de micromètres autour de l’électrode d’enregistrement, cette technique d’enregistrement est employé couramment pour enquêter sur les informations de transformation du cerveau à l’échelle mésoscopique. Toutefois, il ne met l’accent sur les modifications locales précises des activités du cerveau et ne peut pas répondre à la question de comment sont intégrés les signaux provenant de plusieurs régions (par exemple, comment les composants de la LEP sont intégrés à plusieurs régions du cerveau).
Il est à noter que l’enregistrement simultané de l’ECoG et LFPs corticales de bouger librement des rats puisse faciliter les recherches de corticales informatiques à la fois macroscopique et mésoscopique niveaux. En outre, cette méthode fournit une excellente occasion d’examiner la mesure dans laquelle les activités neuronales des régions cérébrales prédéfinis contribuent aux LEPs. En effet, plusieurs études antérieures ont évalué la cohérence entre les pointes, LFP corticale, ECoG signaux et17,18 et démontré que la LFP19,20 adjacent à l’électrode EEG contribue à la formation des réponses axées sur la stimulation cérébrale. Cependant, la technique existante est habituellement utilisée pour enregistrer les réponses du cerveau des animaux anesthésiés en raison de l’absence d’une coque de protection pour empêcher les électrodes ne soit endommagé par la collision. En d’autres termes, il manque encore la technique qui pourrait construire le pont d’électrocorticale de signaux dans les mésoscopique (LFP corticale) et macroscopiques (EEG et ECoG) en se déplaçant librement des rats.
Pour résoudre ce problème, nous avons développé une technique qui a pu enregistrer un ECoG et LFPs corticales dans plusieurs régions du cerveau en même temps de se déplaçant librement des rats. Cette technique aide à établir la relation directe de signaux de l’électrocorticale, au niveau macroscopique et mésoscopique, facilitant ainsi l’enquête de traitement dans le cerveau de l’information nociceptive.
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Protocol
Rats Sprague-Dawley mâles adultes (pesant 400-450 g) ont été utilisées pour l’expérience. Toutes les procédures chirurgicales et expérimentales suivi le Guide d’entretien et d’utilisation des animaux de laboratoire de la National Institutes of Health. Les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique de recherche à l’Institut de psychologie, Académie chinoise des Sciences.
1. Implantation de l’électrode
- Anesthésier le rat dans une chambre avec 5 % isoflurane et un débit d’air de 1 L/min avant la chirurgie.
- En utilisant un appareil stéréotaxique, fixer la tête du rat avec son nez placé dans le masque d’anesthésie. Administrer l’isoflurane via le masque anesthésique à une concentration de 2 % avec un débit d’air de 0,5 L/min pour maintenir la profondeur anesthésique pendant la chirurgie. Notez que la tolérance chirurgicale est réalisée lorsque le rat ne répond pas aux orteils-pincement.
- Appliquer pommade ophtalmique sur les yeux afin d’éviter un séchage cornéenne.
- Raser le dessus du cuir chevelu rat à l’aide d’un rasoir standard.
- Stériliser le cuir chevelu à l’aide de l’alcool médical iodophore désinfectant solution et 75 % pour éliminer l’iode.
- Injecter le cuir chevelu pour l’analgésie locale de lidocaïne (2 %). Administrer de l’atropine (0,2 mL i.p.) pour inhiber l’hypersécrétion respiratoire.
- Faire une incision médiane d’environ 2-3 cm sur le cuir chevelu à l’aide d’un scalpel. Couper et enlever une partie du cuir chevelu le long de la ligne médiane et exposent le crâne. Utilisez l’electrocoagulator pour arrêter le saignement, lorsque cela est nécessaire.
- Marquer l’emplacement des électrodes ECoG selon les coordonnées stéréotaxiques prédéfinies (placées selon la position de Bregma) et l’emplacement des électrodes de référence et au sol sur la ligne médiane (placée à 2 et 4 mm direction caudale pour le Lambda, respectivement).
- Percer des trous (diamètre : 0. 5 mm) pour les vis de l’ECoG, en utilisant une perceuse crânienne sur le crâne dans les sites marqués, sans détruire la dure-mère.
- Une vis en acier inoxydable (diamètre extérieur : 0,6 mm), qui relie le fil de cuivre enduit isolation, dans le trou d’une profondeur d’environ 1 mm sans pénétrer la dure-mère sous-jacente. Ces vis servent de ECoG, référence et électrode de masse pendant l’expérience.
- Placer une coque protectrice à la base sur le crâne. Fixer le fond avec ses vis adjacentes sur le crâne à l’aide d’acrylique dentaire. Utilisez le coton médical qui pourrait être retiré par la suite afin de protéger la zone qui est destinée à être utilisé pour l’implantation de fil de profondeur du couvert.
Remarque : La coque de protection est un produit sur-mesure imprimés 3D polylactique, qui se compose de trois parties : un socle, un mur et une casquette. Le mur est couvert par des cônes en cuivre pour construire une cage de Faraday. - Marquer les emplacements des électrodes fil profondeur selon les coordonnées stéréotaxiques prédéfinies.
- Percer de petits trous (diamètre : 0. 2 mm) sur le crâne autour des sites marqués pour l’implantation de fil et retirer délicatement le lambeau osseux pour exposer la dure-mère. Laver la craniotomie fréquemment, à l’aide de sérum physiologique. La figure 1 décrit la mise en place avant l’implantation des électrodes fil profondeur.
- À l’aide d’une aiguille, soulever et couper le dura sans endommager la surface du néocortex, les vaisseaux et la pie-mère.
- Abaissez les électrodes de fil de profondeur à la surface du néocortex et, puis, lentement, pénètrent dans le cerveau à la profondeur de la cible. Arrêter fréquemment en descendant les électrodes pour la résilience de la corticale. Dans la présente étude, la profondeur de l’extrémité du fil est de 0,5 mm sous la surface corticale.
- Sceller la craniotomie avec un mélange d’huile de paraffine et de cire pour s’assurer que les électrodes de fil de profondeur peuvent être déplacés pour des manipulations expérimentales ultérieures.
- Fixer l’appareil électrode à l’aide d’acrylique dentaire sur le crâne.
- Soudez chaque fil de cuivre qui se connecte à la vis ECoG sur le canal correspondant sur le module de connecteur. Couvrir les taches résiduelles argile pour éviter le contact éventuel entre les différents canaux de soudage.
- Assembler la paroi de la coque de protection à la base et souder les électrodes de référence et au sol pour les canaux correspondants.
- Fixation du capuchon de la coque de protection à l’aide de cassettes pour éviter la contamination.
- Injecter le rat avec de la pénicilline (60 000 U, i.p.) immédiatement après la chirurgie pour prévenir les infections post-opératoires.
- Single-maison du rat dans une température et humidité-contrôlée cage et gardez-le dans un cycle jour/nuit de 12 h après la chirurgie, avec de la nourriture et d’eau ad libitum pendant au moins une semaine avant l’expérience de la LEP.
Remarque : Pour enregistrer simultanément ECoG et activités corticales de LFP, un appareil a été utilisé ici qui a été assemblé avec deux types d’électrodes reliées à un module de connecteur, qui contenait plusieurs microdrives attachés pour les tableaux de fil de tungstène. Les broches en or ont été utilisés pour connecter les fils de tungstène à la carte d’interface électrode (BEI) du module connecteur en appuyant sur les fils dans de petits trous métalliques de la BEI. Deux trous de métal sur la BEI ont été soudées avec des fils de cuivre revêtus, et l’extrémité libre de chaque fil de cuivre a été soudée avec du fil de cuivre correspondant relié à vis ECoG. Les détails de fabrication ont été décrites ailleurs21.
2. collecte des données
- Chatouiller le rat au moins 1 x par jour pendant trois jours consécutifs avant l’expérience pour s’assurer que le rat devient familier avec l' expérimentateur22.
- Placez le rat dans la chambre de comportement pendant au moins 1 h avant l’expérience pour assurer que le rat ambiant dans l’environnement de l’enregistrement.
Remarque : La chambre est un cube en plastique d’une longueur de côté de 30 cm. Le fond de la chambre est fait d’une grille de fer avec des écarts de ~ 8 mm. - Connecter la tête d’enregistrement avec le module électrode doucement, pour éviter d’effrayer le rat et endommager le module de l’électrode.
- Mettre en place le générateur laser, raccorder la fibre optique et ajuster la taille de tache du laser selon le manuel de l’opérateur de l’équipement. Connecter la sortie numérique de la génératrice de déclencheur au port d’entrée numérique de la carte d’enregistrement.
Remarque : prendre soin de ne pas pour boucler la fibre optique excessivement pour éviter la rupture de la fibre. Avant l’enregistrement, s’assurer que les signaux de déclenchement sont affichés et enregistrés par le logiciel d’enregistrement. Dans ce protocole, des stimuli de chaleur radiant sont générés par un infrarouge neodymium yttrium aluminium perovskite (Nd : YAP) laser avec une longueur d’onde de 1,34 μm. Le diamètre de la taille du spot laser est fixé à environ 5 mm de lentilles de focalisation. Un laser à He-Ne a souligné la zone stimulée, ce qui est définie selon l’objectif de l’expérience. En outre, l’énergie de stimulation des impulsions laser est déterminée selon le protocole expérimental. La durée de l’impulsion laser est 4 ms. - Réglez la vidéo sous l’angle de la chambre expérimentale pour enregistrer en continu les comportements nociceptifs du rat lorsque sa patte reçoit des stimuli nociceptifs laser. Ajustez la position et l’orientation de la caméra pour s’assurer que les comportements nociceptives sont complètement enregistrés tout au long de l’expérience.
Remarque : Une caméra haute vitesse dispositif à couplage de charge (CCD) est fortement recommandée, car il peut fournir les signaux d’exploitation à la carte principale du système d’enregistrement à enregistrer l’heure de début et la durée du comportement nociceptive précisément. Comportements nociceptives sont évalués par l’expérimentateur après chaque impulsion laser, selon des critères définis précédemment basés sur les mouvements des animaux23,24, comme suit : aucun mouvement (score = 0), tourner la tête (y compris les secousses ou élévation de la tête ; score = 1), broncher (c'est-à-dire, un petit corps de brusque secousses mouvement ; score = 2), retrait (c.-à-d., rétraction de la patte de l’impulsion laser ; score = 3), mouvement léchant et confiné (score = 4). - Livrer en cours bruit blanc (50 dB SPL) via un haut-parleur en haut de la chambre.
Remarque : Comme indiqué dans précédentes études10,25, stimulation laser livrée sur la peau génère des ultrasons qui peuvent être détectées par le système auditif de rat. Pour cette raison, un bruit blanc en cours est joué tout au long de l’expérience afin d’éviter l’activation du système auditif en réponse à ultrasons générés par rayon laser. Cette procédure permet l’enregistrement sélectif des réponses de cerveau liées à l’activation du système nociceptif. - Collecter les données électrophysiologiques de l’ECoG et les fils-électrodes profondeur, en utilisant le système d’enregistrement selon le manuel de l’opérateur de l’équipement.
Remarque : Les signaux d’utilisation de la caméra et le déclenchement de signaux d’impulsions laser sont échantillonnées simultanément les données électrophysiologiques de la même fréquence d’échantillonnage (toutes les données sont amplifiées et numérisés à l’aide d’une fréquence d’échantillonnage de 20 000 Hz), qui veille à ce que toutes les données sont synchronisées dans le temps. - Livrer les impulsions de laser à la plantaire de la patte du rat à travers les ouvertures dans le fond de la chambre.
Remarque : L’impulsion laser est livrée uniquement lorsque le rat est l’immobilité spontanée pendant plus de 2 s basée sur l’observation de l’expérimentateur, pour minimiser la contamination de signal des artefacts liés à la circulation. Pour éviter la fatigue des nocicepteurs ou sensibilisation, la cible du rayon laser est déplacée manuellement après chaque stimulus, et l’intervalle interstimulu n’est jamais moins de 40 s. ECoG et LFP signaux peuvent être enregistrés plusieurs fois de chaque rat. Le rat doit être placé dans la chambre expérimentale 1 h avant chaque session d’enregistrement. Sessions d’enregistrement après tout, le rat a été profondément anesthésié et perfusé transcardially solution saline tamponnée au phosphate glacée suivie de paraformaldéhyde à 4 %. Le cerveau a été séparée du crâne et sectionné afin d’identifier les emplacements des électrodes.
3. analyse des données
- Filtrer les données continues avec un filtre passe-bande entre 1 et 30 Hz.
- Époque les données à l’aide d’une fenêtre d’analyse de 3 s, étendue de 1 s avant à 2 s après l’apparition de stimuli de laser. Correction de base est effectuée en soustrayant l’amplitude moyenne dans l’intervalle prestimulus.
- Manuellement, rejeter les époques qui sont contaminées par des artefacts bruts.
- Calculer les formes d’onde moyenne de LEP qui sont temps-verrouillé à l’apparition de stimuli laser pour chaque condition expérimentale.
- Calculer que la cohérence de transformation par ondelettes (WTC) de formes d’onde LEP enregistré de ECoGs et de la profondeur de fils-électrodes.
NOTE : WTC est une technique pour réaliser la cohérence entre les paires d’électrodes en fonction du temps et de fréquence. Le WTC entre deux signaux peut être calculé pour n’importe quel point du temps-fréquence, qui a l’avantage de générer des valeurs de cohérence pour l’ensemble du spectre de temps-fréquence. Les détails de la méthodologie ont été décrites ailleurs26.
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Representative Results
Dans l’expérience de représentant, les données électrophysiologiques des cinq rats ont été enregistrées. Les stimuli laser ont été livrés à la patte droite de chaque rat 20 fois avec > interstimulus intervalles de 40 s. Le cerveau induite par laser, les réponses ont été enregistrées en utilisant les vis ECoG et profondeur fils et les fils de profondeur ont été implantés dans les bilatérales cortex somatosensoriel primaire (S1) et cortex primaire de moteur (M1).
Qui sont résumées dans la Figure 1, deux ECoGs (marquées en noir) et la profondeur de fil électrodes (marqués en couleur, cinq fils pour chacune des quatre régions) ont été placés selon des coordonnées stéréotaxiques dans les positions suivantes (exprimées en ce qui concerne le Bregma, dans mm ; positif de valeurs des axes X et Y indiquent les emplacements droite et antérieurs, respectivement) : dans la gauche ECoG, X = -1,5 et Y = 1,75 ; dans la droite ECoG, X = 1,5 et Y = 1,75 ; dans le S1 gauche, X = -4 et Y = 0,5 ; dans le S1 droite, X = 4 et Y = 0,5 ; dans la gauche M1, X = -3 et Y = 3 ; dans la droite M1, X = 3 et Y = 3.
La figure 2 montre les données brutes électrophysiologiques de toutes les électrodes (deux vis ECoG, plus quatre de cinq fils de tungstène, cinq fils de tungstène dans chaque région du cerveau), avec l’apparition du stimulus laser marquée par un pointillé vertical. Veuillez noter que les réponses claires LEP sont détectables après le début de l’impulsion laser.
La figure 3 montre les ondes LEP groupe-niveau-en moyenne de six électrodes (deux ECoG vis plus tungstène quatre fils, un fil de tungstène représentatif dans chaque région du cerveau) de cinq rats. Quel que soit le site d’enregistrement, les réponses de la LEP se composent d’une déviation négative dominante (N1 vague). La latence et l’amplitude de l’onde de N1 sont les suivants (moyenne ± SEM) : pour la gauche ECoG, 143 ± 9 ms et -51 ± 4 µV ; pour la droite ECoG, 145 ± 9 ms et -47 ± 4 µV ; pour le S1 gauche, 149 ± 9 ms et -86 ± 7 µV ; pour le S1 droite, 168 ± 10 ms et -71 ± 6 µV ; pour le M1 gauche, 179 ± 12 ms et -74 ± 7 µV ; pour la droite M1, 185 ± 11 ms et -63 ± 6 µV. important, latences N1 dans les signaux de ECoG et LFP bilatérales enregistrés de la S1 controlatéral sont semblables, qui sont nettement plus courtes que celles enregistrement depuis l’ipsilatéral S1 et M1 bilatéraux. En revanche, les amplitudes de N1 sont rang en S1 controlatérale et plus petit en ECoGs bilatérale.
La figure 4 illustre le WTC entre LEPs échantillonnés à l’aide des vis d’ECoG (les signaux de deux vis ECoG ont fait la moyenne) et les fils de la profondeur à différentes régions du cerveau (droite M1, S1 droite, M1 gauche et gauche S1). Notez que la controlatérale S1 (gauche) et M1 ont montré une cohérence plus élevée que les ipsilatéral S1 (à droite) et de la M1 à la bande de fréquence gamma (50-100 Hz).
Figure 1 : configuration d’implantation électrode. Avant l’implantation des électrodes fil profondeur, une base de coque de protection est placée sur le crâne, et les vis utilisées comme ECoG électrodes sont enfoncés dans les trous prédéfinis et fixés par acrylique dentaire. Quatre trous sont percés pour l’implantation d’électrodes de fil de profondeur (par exemple, les tableaux de fil de tungstène) aux positions sur le dessus de la droite et de gauche S1 et M1, respectivement. Les vis utilisées comme électrodes de référence et le sol sont placés 2 et 4 mm direction caudale pour le Lambda et fixe avec la base de coque de protection. Le panneau sur la gauche montre la photo de la chirurgie après l’implantation d’une coque de protection de base. Le panneau de droite montre le diagramme de la chirurgie, qui a montré la forme générale de la base de coque de protection. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : données électrophysiologiques brutes d’un rat représentatif. Les signaux affichés sont enregistrés chez un rat représentant avec deux ECoGs et 20 profondeur fils-électrodes (cinq électrodes dans chaque région du cerveau), à l’aide de l’électrode situé 2 mm direction caudale pour le Lambda comme référence. Le début de l’impulsion laser est marqué à l’aide d’un pointillé vertical. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : formes d’onde moyenne niveau-groupe LEP. Les signaux en moyenne affichées sont enregistrés des cinq rats à deux ECoGs et quatre électrodes de fil de profondeur (une électrode représentative dans chaque région du cerveau), à l’aide de l’électrode situé 2 mm direction caudale pour le Lambda comme référence. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : la cohérence de transformation par ondelettes. L’affichage des résultats montrent la cohérence de transformation par ondelettes entre LEPs échantillonnés à l’aide de vis ECoG et fils de profondeur à différentes régions du cerveau (droite M1, S1 droite, M1 gauche et gauche S1). La cohérence a été normalisée au niveau de référence respectif (0,5 s avant l’apparition de stimulation laser). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Dans la présente étude, nous avons décrit une technique pour enregistrer simultanément des ECoGs et des réponses LFP corticales déclenchées par des stimuli nociceptifs laser de bouger librement des rats. Les résultats ont montré que les réponses LEP peuvent détecter clairement après l’apparition de stimuli laser en signaux ECoG et le PDD. L’enregistrement simultané de l’ECoG et signaux corticaux de LFP permettra aux scientifiques d’étudier leurs relations pour mieux comprendre la contribution des activités neuronales aux composants LEP.
Cinq étapes cruciales dans la technique proposée est à noter. Tout d’abord, il est important de s’assurer que la surface du crâne est propre et sèche avant de fixer la coque de protection base là-dessus, à l’aide d’acrylique dentaire. Cette étape permet que la base de coque de protection est solidement fixée. Deuxièmement, étant donné que le diamètre des vis ECoG est légèrement supérieur à ce que des trous, le vissage initiale permettra d’élargir le trou pour former le filetage. Dans la présente étude, la distance entre les trous pour les fils de tungstène et le trou pour la vis ECoG est très faible (par exemple, inférieur à 0,3 mm). Si tous les trous sont forés avant l’ECoG visser au volant et l’insertion des câbles profondeur, le crâne autour des trous ECoG serait fragile, et qu’elle ne supporterait pas la charge mécanique de l’élargissement du trou pendant le vissage. Pour cette raison, les vis ECoG doivent être chassés dans les trous pour former le filetage avant le trou de perçage pour l’insertion de fil de tungstène. Si les vis ECoG insérées obstruent la vue lorsque vous percez les trous pour les fils de tungstène, il est recommandé qu’ils doivent être chassés et entraîné à nouveau après l’étape 1.14 du protocole. Troisièmement, lorsque vous insérez les électrodes de fil de profondeur, l’expérimentateur est supposé faire attention à la résistance à la pointe des fils de tungstène, qui indique généralement que les fils de profondeur sont bloqués par le bord du trou sur le crâne ou la dure-mère qui n’a pas été complètement enlevée. Si c’est le cas, les fils de profondeur doivent être soulevées, et les obstacles possibles doivent être nettoyés avant de réintroduire les électrodes20. Quatrièmement, lors du remplissage des trous de craniotomie avec le mélange d’huile de paraffine et de cire après l’implantation d’électrodes, les fils implantés ne devraient pas être enfoncées par des forces extérieures. Par conséquent, il est préférable de faire fondre le mélange placés à proximité, à l’aide d’electrocoagulator. Cinquièmement, il est important de s’assurer que la distance entre l’embout du laser et le site cible sur le rat est maintenue à environ 1 cm afin de garantir que les énergies de laser perçus sont compatibles entre les différents essais10,25.
En effet, pour s’assurer que la coque de protection peut couvrir et protéger l’appareil entier, la taille de la coquille est conçue pour être relativement importante (un cube avec des côtés de longueur 3.5 mm) par rapport à la tête du rat. Afin de minimiser l’influence de l’appareil sur la tête sur mouvement du rat, nous recommandons d’utiliser des rats qui pesait plus de 400 g dans l’expérience. Pour cette raison, cette technique ne peut servir à étudier les comportements sophistiqués dans le modèle de rat et ne devrait pas être adoptée dans d’autres modèles de petits animaux (p. ex., souris). Notamment, la technique proposée permet de combiner avec d’autres techniques, s’étendant ainsi à beaucoup d’autres applications. Par exemple, cette technique peut être facilement appliquée aux réponses de cerveau record évoquées par des stimuli des sensations différentes (p. ex., auditives et visuelles)27,28 et appliquée en identification cérébrales caractéristiques des maladies psychiatriques ( par exemple, l’épilepsie)29 en se déplaçant librement des rats, ce qui permettrait de promouvoir l’étude de leurs mécanismes neurones. En outre, l’implantation de l’électrode peut résister à l’épreuve pendant environ un mois, qui prévoit la possibilité d’effectuer une étude longitudinale à l’avenir.
Au total, nous fournissons une technique valable simultanément record activités ECoG et PDD de bouger librement des rats. Cette technique nous permet d’étudier la traitement dans le cerveau à l’échelle mésoscopique et macroscopique de l’information. C’est important pour les études translationnelles de données animales expérimentales de document pour une meilleure compréhension de la physiologie humaine et la physiopathologie.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à déclarer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par CAS touche laboratoire de la santé mentale, Institut de psychologie, la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31671141 et 31822025), le 13ème Plan d’informatisation du plan quinquennal de l’Académie chinoise des Sciences (XXH13506), et le projet de la Fondation scientifique de l’Institut de psychologie, Académie chinoise des Sciences (Y6CX021008).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Male Sprague-Drawley rats | Vital River | ||
| Isoflurane | RWD Life Science | ||
| Small animal isoflurane anaesthetic system | RWD Life Science | Including the anesthesia gas mask for rats | |
| Stereotaxic apparatus | RWD Life Science | ||
| The apparatus with combined ECoG and LFP electrodes | The apparatus is home-made, which assembles the ECoG and depth wire electrodes to a connector module | ||
| 3D-printed protective shell | The texture of shell is polylactic, and the shell is home-made and contains three parts: a base, a wall and a cap. The wall is covered by copper tapers to construct as a Faraday cage | ||
| Tungsten wires (diameter: 50 mm) | California Fine Wires Company | The electrodes for cortical LFP recording | |
| Stainless steel screws (diameter: 0.6 mm) |
The electrodes for ECoG recording | ||
| Electric cranial drill | RWD Life Science | ||
| Drill bit (diameter: 0.5 mm) | RWD Life Science | The drill is used for drilling the holes of ECoG screws | |
| Drill bit (diameter: 0.2 mm) | RWD Life Science | The drill is used for drilling the holes of depth wires | |
| Dental arylic powder | SNC dental | ||
| Dental arylic liquid | SNC dental | ||
| Paraffin | Fisher Scientific | The mixture is used for seal the craniotomy to ensure the following movement of micro-wire arrays | |
| Mineral Oil | Fisher Scientific | ||
| Electrocoagulator | Bovie medical Corporation | ||
| RHD2132 Amplifier Boards | Intan Technologies | A 32-channel headstage | |
| RHD2000 systerm | Intan Technologies | The data acquisition systerm | |
| Infrared neodymium yttrium aluminum perovskite (Nd:YAP) laser generator | Electronical Engineering | ||
| Matlab R2016b | The MathWorks |
References
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