Summary
Cet ouvrage décrit le clonage d’une souche de cheval de Troie Ustilago maydis pour la prestation in situe des protéines sécrétées de maïs en trois différents types de tissus de maïs.
Abstract
Inspiré par le mythe de cheval Troie Homer´s, nous avons conçu le pathogène maïs Ustilago maydis pour fournir des protéines sécrétées dans l’apoplaste maïs permettant une analyse phénotypique in vivo. Cette méthode ne s’appuie pas sur la transformation de maïs, mais exploite la génétique microbienne et des capacités sécrétoires des agents pathogènes. Il permet aux présentes, inspection in vivo livré des protéines sécrétées à haute résolution spatio-temporelle à différents types de tissus et de sites d’infection. La stratégie du cheval de Troie peut être utilisée en complément transitoirement maïs phénotypes de perte de fonction, afin de caractériser sur le plan fonctionnel des domaines protéiques, pour analyser les effets de la protéine hors cible, ou d’étudier un surdosage onside protéine, ce qui en fait un outil puissant études de protéine dans le système de récolte de maïs. Cet ouvrage contient un protocole précis sur la façon de générer une souche de cheval de Troie suivie de protocoles normalisés de l’infection à appliquer cette méthode à trois types de différents tissus de maïs.
Introduction
Le pathogène biotrophe Ustilago maydis est l’agent causal du maïs charbon maladie1. Il infecte tous les parties aériennes de maïs ayant pour résultat les grosses tumeurs qui renferment des spores mélanisées, noir. Au niveau mondial, U. maydis est estime susceptible de causer une perte annuelle d’environ 2 % du rendement du maïs, tandis que les tumeurs sont appréciés comme un délice gastronomique au Mexique. Infection des plantes est initiée par un appressorium qui sécrète des enzymes lyse de la paroi cellulaire pour pénétrer dans la première couche de cellules épidermiques de maïs. Partir d’un site d’infection primaire, U. maydis se développe dans les cellules et entre les cellules, envahir les cellules d’une à deux couches chaque jour1,2. Résultats infection réussie dans l’hypertrophie de plante qui se transforme en tumeurs visibles sur cinq jours après l’infection1,3,4. Durant tous les stades de l’infection, les hyphes fongiques invaginent la membrane de cytoplasme de plante sans aucun contact direct au cytoplasme hôte1,2. L’espace apoplasme serré entre les hyphes infectant et la membrane plasmique de la plante est réputé être le site interactif de l’hôte/pathogène, appelé la zone d’interaction biotrophe. Afin de surmonter le système immunitaire inné de plante, U. maydis sécrète un tableau des protéines effectrices dans biotrophe interaction zone1. Certains effecteurs sont absorbés par les cellules végétales, tandis que d’autres restent dans l’interaction biotrophe zone5,6,7,8. Un effecteur apoplastique est UmPit2, qui interagit avec des protéases apoplastique maïs pour éviter la sortie de la signalisation du peptide ZmZIP1 de ZmPROZIP par apoplastique protéase activité9,10.
Au cours des dernières décennies, U. maydis est devenu non seulement un modèle pour la génétique des champignons dans l’interaction plante-pathogène, mais aussi un outil précieux en matière de biotechnologie en raison d’un cycle de vie bien compris, facilité d’accès génétique et expression hétérologue de sécrétée protéines11,12,13. Signaux pour la sécrétion de ces deux protéines conventionnelles et non conventionnelles ont été déterminées en permettant le contrôle des modifications post-traductionnelles14. Récemment, U. maydis a été employée comme un outil de cheval de Troie pour étudier petit, sécrétée protéines de maïs en situ15. L’approche d’un cheval de Troie a été utilisé avec succès pour analyser la fonction de la protéine de petite, sécrétée ZmMAC1 qui est impliqué dans le développement de l’anthère. ZmMAC1 induit la division Péricline de cellules pluripotentes et la spécification des cellules nouvellement formé15sort des cellules. Selon la même méthode, la fonction biologique du peptide associés aux dommages maïs ZmZIP1 a été révélée. U. maydis sécrétant le maïs que zmzip1 entraîné avec facultés affaiblies tumeur formation10. Ainsi, le cheval de Troie approche représente un itinéraire alternatif précieux à la protéine de situ études à haute résolution spatio-temporelle qui ne fait ni exiger génération de lignes de transformation de maïs stable ni infiltration des tissus avec façon hétérologue protéines exprimées et purifiées. En particulier, la stratégie du cheval de Troie permet la sécrétion d’une protéine hétérologue dans l’apoplaste maïs et une comparaison directe des infectés contre les cellules végétales non infectés dans le même tissu.
Ce protocole illustre les principales étapes pour générer une souche de cheval de Troie d’u. maydis afin d’étudier une protéine d’intérêt. Il comprend également des informations précises sur les procédures de l’infection de trois types de différents tissus de maïs (les feuilles adultes, les glands et les oreilles) avec U. maydis, qui est une condition sine qua non pour l’étude de la fonction spatio-temporelle de l’infection de progression et de protéines dans ces tissus de cible. Aucune précisions ne sont donnée sur maïs amplification génique et microscopiques imaging techniques, étant donné que ces étapes sont spécifiques à la cible et instrument-dépendante. Ainsi, le présent protocole s’adresse aux utilisateurs expérimentés des techniques standard de biologie moléculaire.
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Protocol
1. construction d’un cheval de Troie maydis U.
Remarque : Voir la Figure 1.
- Amplifier un gène d’intérêt de maïs cDNA utilisant des amorces spécifiques de gènes et une relecture ADN polymérase. Cloner le principal produit PCR et transformer la construction de e. coli en suivant les instructions du fournisseur plasmide. Vérifiez le gène correct de la séquence d’intérêt par avant séquençage Sanger à utiliser pour les prochaines étapes de clonage.
Remarque : Spécifications de PCR doivent être optimisées en raison des amorces séquence spécificités et conditions optimales ADN polymérase de la réaction. - Conception des amorces pour amplifier le gène d’intérêt de maïs sans la séquence codant pour un peptide signal (SP).
- Étendre l’extrémité 5´ du primer inverse avec le motif RSIATA et un sous-officierje coupe site (tableau 1).
- Amplifier le gène d’intérêt de maïs avec une relecture ADN polymérase utilisant la PCR construction générée en 1.1 comme le modèle de la PCR.
- Double-digest du produit PCR et le plasmide de transformation U. maydis , p123-PUmpit2-SpUmpit2- Zmmac1-mCherry-Ha15, avec XbaI et Nco I. purifier le produit PCR digéré et les plasmide.
- Ligaturer le produit PCR digéré dans le p123-PUmpit2-SpUmpit2- Zmmac1-mCherry-Ha modèle à l’aide de T4 DNA ligase suivant les instructions de manufacturer´s. Transformer le produit de ligation dans e. coli et vérifier le gène correct de la séquence d’intérêt par Sanger séquençage.
- Linéariser la p123-PUmpit2-SpUmpit2Zm -gène d’intérêt-mCherry-Ha avec l’enzyme de restriction SspI et transformation ADN dans la de solopathogenic U. maydis souche SG20016. Isoler U. maydis transformants par sélection carboxin et confirmez isolés transformants par Southern blot analyse16.
Remarque : Pour chaque protéine d’intérêt, au moins trois indépendants U. maydis transformants devraient être isolés et analysés pour estimer les effets du phénotype des mutations aléatoires fond.
2. les milieux de Culture
- Préparer YEPSlight liquide moyen16: extrait de levure 1,0 % (p/v), 0,4 % (p/v) Bacto-Peptone et 0,4 % (p/v) de sucrose. Dissoudre tous les composants de ddH2O et stériliser à 121 ° C pendant 15 min ; autoclave à une température plus élevée, pour une plus longue période de temps ou à plusieurs reprises réduirait la qualité du milieu.
- Préparer les pommes de terre-dextrose-agar (PD-agar)20: gélose dextrosée à la pomme de terre de 3,9 % (p/v) et 1,0 % (p/v) 1 M Tris-HCl pH 8,0 (c.f. 0,01 M). Mélanger tous les composants directement dans la bouteille pour l’autoclavage et ajouter ddH2O, plus une barre magnétique remuer. Autoclave à 121 ° C pendant 15 min ; autoclave à une température plus élevée, pour une plus longue période de temps ou à plusieurs reprises réduirait la qualité du milieu.
- Préparer les PD-fusain agar20: gélose dextrosée de 3,9 % (p/v) de pommes de terre, charbon de bois de 1 % (p/v) et 1,0 % (v/v) 1 M Tris-HCl pH 8,0 (c.f. 0,01 M). Mélanger tous les composants directement dans la bouteille pour l’autoclavage et ajouter ddH2O, plus une barre magnétique remuer. Autoclave à 121 ° C pendant 15 min ; autoclave à une température plus élevée, pour une plus longue période de temps ou à plusieurs reprises réduirait la qualité du milieu.
3. Infection des plantes
- Effectuer une analyse de maïs la division cellulaire en réponse à un cheval de Troie livré des protéines (p. ex., axée sur la microscopie cellulaire compter) au préalable. U. maydisinduite par la prolifération des cellules de maïs et de la formation de tumeurs ultérieures commence autour de 4-5 jours après l’infection. Les évaluations quantitatives de la maladie dépendent du tissu et doivent être effectuées de 6 à 14 jours après l’infection.
Remarque : Des cultivars de maïs distinctes montrent différents niveaux de sensibilité à l’infection d’u. maydis . Maïs cvs W23, A188, silex de Gaspé, Early Golden Bantam ou Va35 montrent une sensibilité envers ce pathogène et sont donc des cultivars adaptés pour les études de cheval de Troie. - Préparation de l’inoculum maydis U.
- Inclure la souche progénitrices SG200 comme témoin négatif dans toutes les expériences de cheval de Troie afin d’estimer les effets secondaires sur l’infection par la souche transgénique. Ici, utilisez une souche U. maydis exprimant une version non-sécrétée de la protéine d’intérêt comme témoin négatif. Toutefois, pour des raisons de praticabilité (p. ex., des projections plus grandes), la souche de l’ancêtre peut être le choix plus facile du contrôle.
- Avant de commencer l’expérience, estimer ce qui revient de la culture de l’infection est nécessaires. N’oubliez pas que l’infection de chaque plante nécessite 1 à 1,5 mL de suspension d’u. maydis dépendant du type de tissus de maïs.
Remarque : Environ 1 mL d’une culture d’une nuit ne suffit pas pour la dilution à une OD600 de 0,2 à 20 mL de milieu delumière d’Yep, et 25 mL d’une culture de l’u. maydis avec un OD600 de 0,8 à 1,0 ne suffisent pas pour l’infection des plantes 13-16. - Gratter U. maydis d’une gélose de PD sur plaque à l’aide d’une pipette Pasteur stérile, ensemencer dans 5 mL de milieu delumière d’Yep et laisser la culture pousser à 28 ° C sous agitation constante à 200 tr/min pendant 16 h.
- Avant l’infection, examiner la culture de l’inoculation d’u. maydis par microscopie optique standard pour une bonne croissance et contamination bactérienne à un grossissement de X 400.
Remarque : Dans une culture adéquate, seulement le champignon en forme de cigare est visible (Figure 2). - Mélanger 900 µL d’Yep fraîchelumière avec 100µl de la culture au jour le jour et mesurer l' OD600 utilisant Yeplumière milieu comme un vide dans l’analyse du spectrophotomètre.
- Diluer la culture au jour le jour avec un milieu frais Yeplumière à une OD600 de 0,2 et laisser la culture pousser à 28 ° C sous agitation constante à 200 tr/min jusqu'à atteindre la phase de croissance logarithmique indiquée par une OD600 nm de 0,8 à 1,0.
Remarque : U. maydis cellules dupliquer toutes les 2 h dans ces conditions, donc le désiré de l’OD600 est atteint après 4-5 h de culture. - Récolter les cellules à OD600 de 0,8 à 1,0 par rotation à 3 000 x g pendant 10 min et éliminer le surnageant.
- Laver le culot cellulaire une fois avec les ddH2O. Pour cela, ajouter un volume de culture de ddH2O, spin avec 3000 x g pendant 10 min et éliminer le surnageant.
- Resuspendre le culot cellulaire soigneusement dans ddH2O à l’aide d’une pipette de verre de 20 mL, ajustant ainsi la finale de l’OD600 à 3.0 (pour un dosage de cheval de Troie) ou 1.0 (pour la notation de la maladie).
- Vérification le cheval de Troie : planta la sécrétion de la protéine de fusion maïs
- Infecter les jeunes plants de maïs avec un cheval de Troie souche17.
- Effectuer une imagerie microscopique des plantules infectées à 2 ou 3 jours après l’infection à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser. À cette fin, l’accise un morceau rectangulaire de la feuille 1 cm en dessous du point d’injection, placez l’échantillon sur une lame de microscope et ajouter une goutte de ddH2O. Pour visualiser la protéine de fusion mCherry, exciter le spécimen à λ = 561 nm et l’émission record à λ = 580-630 nm.
- Infection des feuilles de maïs adultes
- Cultiver des plants de maïs au stade des feuilles adultes (quelle feuille d’au moins 7 se développe au sein de la tige).
Remarque : Ce stade est atteint après quatre semaines après semis en serre de 28 ° C jour/10 h, 14 h, rythme de nuit de 22 ° C à l’aide de CV W23. Durée peut varier selon les conditions maïs du cultivar et à effet de serre. - Transférer la culture U. maydis (voir 3.2.9) dans une seringue de 3 mL avec une seringue hypodermique 20 x 1.
- Appuyer sur la tige avec précaution pour localiser le tissu méristématique dans la tige. La base du méristème se distingue par une transition de tige plus difficile pour les tissus plus doux.
- Marquer le méristème sur la tige à l’aide d’un stylo.
- Injecter 1,5 mL de la culture U. maydis 1 cm au-dessus du méristème caulinaire ou le méristème de l’inflorescence.
- Le taux de symptômes de la maladie à 6 et 12 jours après l’infection.
- Cultiver des plants de maïs au stade des feuilles adultes (quelle feuille d’au moins 7 se développe au sein de la tige).
- Infection des glands
- Cultiver les plants de maïs jusqu'à atteindre le stade de gland.
Remarque : Une chronologie détaillée du développement anthère et gland en maïs CV W23 a été précédemment décrit1819. Glands contenant pré méiotiques anthères sont très vulnérables à l’infection d’u. maydis ; dans le CV de maïs W23 glands sont la taille de 4 à 7 cm. - Appuyer sur la tige avec précaution pour localiser le gland à la tige.
- Marquer la pointe et la base de la frange sur la tige à l’aide d’un stylo.
- Transférer la culture U. maydis (voir 3.2.9) dans une seringue de 3 mL avec une seringue hypodermique 20 x 1.
- Injecter 1,5 mL de l’inoculum autour du gland. Afin d’assurer une distribution uniforme de l’inoculum, lentement verser 0,5 mL de chaque à la pointe, la partie centrale et la base de la panicule marquée avec le stylo.
- Taux de symptômes de la maladie à 10 jours après l’infection.
- Cultiver les plants de maïs jusqu'à atteindre le stade de gland.
- Infection des oreilles
Remarque : développement des tissus de l’oreille est différente dans les différents cultivars de maïs et de conditions de serre et doit être soigneusement observé avant l’inoculation. Oreilles commençant à dépasser les soies sont très sensibles à l’infection par U. maydis .- Transférer la culture U. maydis (voir 3.2.9) dans une seringue de 3 mL avec une seringue hypodermique 20 x 1.
- Injecter l’aiguille de l’inoculation dans l’espace entre les feuilles de balle aussi profondément que possible sans blesser l’oreille.
- Communiqué de 1,5 mL de l’inoculum autour de l’oreille.
- Retirer la seringue et l’aiguille et masser soigneusement la cob pour distribuer la solution U. maydis également.
- Taux de symptômes de la maladie à 14 jours après l’infection.
- Confirmer la viabilité de l’inoculum maydis U.
- Déposer 10 µL de l’inoculum sur une gélose au fusain de PD et incuber à température ambiante pendant 2 jours.
Remarque : Si le respectifs la culture U. maydis est capable de forment des filaments, mycélium blanc moelleux devient visible (Figure 5)
- Déposer 10 µL de l’inoculum sur une gélose au fusain de PD et incuber à température ambiante pendant 2 jours.
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Representative Results
Des constructions pour des expériences de cheval de Troie U. maydis sont clonées dans le plasmide p123-PUmpit2-SpUmpit2-gène d’intérêt-mCherry-Ha. Le maïs gène d’intérêt est fusionné à un journaliste de fluorescence mCherry et un épitope HA-tag. L’expression de la protéine de fusion est sous contrôle du promoteurpit2 U. maydis mu qui est spécifiquement activé au cours de l’infection,21. À sécrétion directe de la protéine de peptide d’intérêt dans la zone d’interaction biotrophe, la région codante est fusionnée à la séquence de peptide signal d’Um U. maydis pit221 (Figure 1). Suite d’une transformation d’u. maydis , le transgène est inséré dans SG200 ip-locus par recombinaison homologue et insertion de génome ciblée peut être vérifiée par l’analyse par transfert Southern. La sécrétion de la protéine de fusion est confirmée par confocale à balayage laser, imagerie microscopique en semis feuilles infectée par une souche de cheval de Troie (Figure 3). À titre d’exemple, semis infectés avec soit la souche de cheval de Troie d’u. maydis SG200Zmmac1 qui sécrètent un ZmMAC1-mCHERRY ou un cheval de Troie non - contrôle de la souche exprimant noSP-Zmmac1-mCHERRY qui n’est pas le MUpit2- SP et par la suite n’est pas la protéine secret le ZmMAC1-mCHERRY-HA, sont présentées dans la Figure 315. Hyphes sécrétant des ZmMAC1 sont entourés d’un signal fluorescent mCherry (Figure 3 a). En revanche, hyphes non excrétant montrent seulement le signal de fluorescence dans le cytoplasme fongique (Figure 3 b).
En particulier, infection du gland avec U. maydis s’appuie sur inoculation tissu approprié, comme indiqué au point 3.5. Localisation de gland incorrecte ou une répartition inégale de l’inoculum peut entraîner non infectés gland (Figure 4 a) ou seulement partielle infection de la panicule (Figure 4 b). Pour assurer la répartition égale, l’inoculum doit être libérée lentement de l’aiguille de l’inoculation de contracter de tissus ensemble (Figure 4). Viabilité de l’inoculum peut être vérifiée en plaçant une goutte sur une gélose PD-charbon de bois. Souches infectieuses forment des filaments apparaissant comme écrire des peluches sur la plaque comme indiqué pour le solopathogenic cheval de Troie souche de progéniteurs SG200 (Figure 5 a) alors que la souche d’u. maydis que FB1 nécessite l’accouplement avant la formation des filaments infectieux ( Figure 5 b).
| Nom | Ajout de l’apprêt | Séquence (5´→3´) |
| Vers l’avant | Gène XbaI-maïs | GCTCTAGA... |
| Marche arrière | Gène NCOL-RSIATA-maïs | CATGCCATGGAGGCGGTGGCGATCGAGCG... |
Tableau 1 : Séquences d’ajouts d’apprêt pour ajouter les côtés de la restriction et le motif RSIATA codage séquence au maïs gène d’intérêt.
Figure 1 : Un aperçu schématique de le U. maydis cheval de Troie plasmide stratégie de clonage. ZMmac1 (gris clair) est libéré par double digest de p123-PUmpit2-SpUmpit2- Zmmac1-mCherry-Ha. En parallèle, le gène d’intérêt (jaune) est amplifié par PCR. Pour le clonage à but, amorces et inverses sont conçus incluent XbaI et s/offj’ai clonage sites et un éditeur de liens RSIATA (violet). Le produit PCR est digéré avec XbaI et s/offj’ai. Après la ligature, le cheval de Troie plasmide contient les éléments suivants : entraînée par la messagerie unifiéepit2 promoteur, une messagerie unifiéepit2-SP (bleu) est fusionnée en position N-terminale à un maïs gène d’intérêt ORF (jaune). À l’extrémité C-terminale, un éditeur de liens RSIATA, un gène rapporteur de mCHERRY (rouge) et une balise d’épitope HA (vert) sont fusionnées suivie d’un codon stop. Avant U. maydis transformation, le plasmide de cheval de Troie est digéré avec Sspj’ai pour permettre l’intégration homologue dans le U. maydisip-locus (gris). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Examen microscopique à la lumière de U. maydis la culture de l’inoculation. Plusieurs cigares en forme d’u. maydis sporidies sont visibles, dont certains subissent en herbe (indiquée par des astérisques). Aucune autre cellule n’est présents, ce qui indiquerait une contamination de la culture. Echelle = 20 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : In planta confocal laser scanner imagerie microscopique d’un Ustilago Cheval de Troie souche. Imagerie de la protéine de maïs fusionnés avec le mCherry ZmMAC1 après l’infection de semis de maïs à l’aide de la souche d’un cheval de Troie SG200Zmmac1 (A) ou d’une souche non-cheval de Troie SG200Zmmac1- noSP manque le Umpit2-SP (B). ZmMAC1-mCHERRY-HA fusion protéine sécrétée est situé sur la surface d’u. maydis hyphes (A)15, indiqué par les flèches. En SG200Zmmac1- noSP seulement localisation cytoplasmique de ZmMAC1 est visible (B), indiqué par l' astérisque 15. Barreaux de l’échelle = 5 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Gland infectionà Maydis U.. Infructueuse infection du gland avec U. maydis (A), infection de gland partielle (B) et l’infection de gland complet (C) 12 jours après l’infection sont indiqués. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Analyse de viabilité de inoculum sur agar de PD-fusain. La souche solopathogenic SG2001 a été utilisée pour la production d’un cheval de Troie. SG200 est un stimulant et forme des filaments infectieuses sur une gélose au PD-charbon de bois (A). L’haploïde U. maydis souche FB1 nécessite de s’accoupler avec une souche compatible avant la croissance filamenteuse (B)22. Barreaux de l’échelle = 2 mm. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Recherche sur les cultures modernes exige des protocoles pour l’analyse moléculaire sur la génétique et des niveaux de protéine. L’accessibilité génétique par transformation n’est pas disponible ou inefficaces et fastidieuse pour la plupart des espèces de cultures telles que le maïs. En outre, des outils génétiques fiables tels que les systèmes de journaliste promoteur sont rares, ce qui rend difficile d’étudier la fonction des protéines in situ avec une haute résolution spatio-temporelle à sites tissulaires distinctes. Apoplastique protéines peuvent être étudiés par l’infiltration de façon hétérologue exprimées et purifiés des protéines dans les tissus. Cependant, malgré les progrès réalisés dans l’expression des protéines hétérologues, infiltration ciblée dans les tissus de la récolte demeure difficile et souvent inefficace pour l’analyse fonctionnelle des protéines. La stratégie du cheval de Troie est une autre approche qui ne nécessite pas de transformation ou infiltration de la protéine. En utilisant l’appareil de la sécrétion de l’agent pathogène maïs U. maydis, livraison du théoriquement n’importe quelle protéine d’intérêt dans l’apoplaste usine de tissu infecté peut être atteint. Au sujet de la taille d’une protéine d’intérêt, les limites de cette technique doivent encore être explorés. Lors d’essais de l’anciens, l’effecteur d’u. maydis 290 acides aminés que cmu1 fondue à mCherry a été avec succès sécrétées7. L’applicabilité de la méthode de cheval de Troie aux protéines plus grands reste toutefois à être testé. Si les ajouts des modifications post-traductionnelles à la protéine d’intérêt sont indésirables, sécrétion non conventionnelle peut-être servir comme une voie alternative à la sécrétion classique via SP14.
U. maydis est employé comme un outil standard en biotechnologie de protéine en raison de repliement des protéines fiable, modification post-traductionnelle et sécrétion efficacités11,12,13. Néanmoins, la sécrétion de protéines pour chaque nouvelle souche d’un cheval de Troie doit être soigneusement analysée comme décrit dans l’étape 3. Il est recommandé d’effectuer un test initial de chaque souche nouvellement généré un cheval de Troie en infectant les plantules qui sont faciles à infecter et à inspecter par imagerie microscopique.
SG200 est une souche de solopathogenic qui ne nécessite pas d’accouplement avant les expériences de cheval de Troie et est donc plus facile à gérer. Bien que l’efficacité de l’infection par des souches compatibles comme FB1 et FB2 est supérieure de23, l’efficacité du SG200 suffit pour un cheval de Troie des expériences. Certaines protéines effectrices d’u. maydis sont absorbés par les cellules de l’hôte, tandis que d’autres restent dans l’apoplaste. La différenciation entre les deux groupes semble être un processus contrôlé et spécifique ; Cependant, les mécanismes sous-jacents demeurent insaisissables8 et ne peut pas être tenus compte lors de la conception d’une expérience. Protéines d’intérêt qui doivent être intégrées dans la paroi cellulaire ou qui doivent agir dans les cellules ne sont donc aucuns des candidats appropriés pour l’approche d’un cheval de Troie.
U. maydis étant omnipotent en infectant des divers tissus aériens de maïs, la méthode de cheval de Troie peut être appliquée pour les protéines multiples, dans les tissus distincts et aux stades de développement différents végétaux, tels que les feuilles de la plante, les feuilles adultes, glands, et oreilles. Pour ne citer quelques applications utiles, le cheval de Troie permet de tester un surdosage local, les effets de la protéine hors-jeu ou caractérisation fonctionnelle des domaines protéiques distinctes.
Maintenir un non contaminée U. maydis culture est cruciale pour toutes les expériences décrites puisque la co-infection avec une grande quantité de bactéries déclenche la réponse immunitaire de la plante et modifie sa réaction à la protéine d’intérêt, ce qui rend toute résultats non concluants. Cheval de Troie des études chez les adultes les feuilles, glands et les oreilles doivent être effectuées avec la culture de l’infection au maximum 1,5 mL car des volumes plus élevés peuvent entraîner des lésions tissulaires. Infections de gland et de l’oreille peuvent être formées à l’aide alimentaire teinté couleur l’eau au lieu d’Ustilago inoculum.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs aimeraient remercier Thomas Dresselhaus, Martin Parniske, Noureddine Djella et Armin Hildebrand pour la fourniture de matériel de laboratoire espace et. Le œuvre originale sur la méthode de cheval de Troie était soutenue par une bourse post-doc de Leopoldina et projet NSF IOS13-39229. Le travail présenté dans cet article a été soutenu par SFB924 (projets A14 et B14) de la DFG.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | B. Braun | 4606027V | |
| 23 G x 1 1/4 hypodermic needle | B. Braun | 4657640 | |
| Bacto Peptone | BD | 211677 | |
| cDNA from maize | from maize tissue expressing the gene of interrest | ||
| Charcoal | Sigma-Aldrich | 05105 | |
| Confocal laser scanning microscope | use locally available equipment | ||
| Cuvette (10 mm x 4 mm x 45 mm) | Sarstedt | 67742 | |
| Incubator-shaker set to 28 °C, 200 rpm | use locally available equipment | ||
| Light microscope with 400-fold magnification | use locally available equipment | ||
| Nco I | NEB | R0193 | |
| p123-PUmpit2-SpUmpit2-Zmmac1-mCherry-Ha | please contact the corresponding author | ||
| Pasteur pipet (glass, long tip) | VWR | 14673-043 | |
| pCR-Blunt-II-TOPO | Thermo Fisher Scientific | K280002 | can be exchanged for other basic cloning vectors like pENTR or pJET |
| Potato Dextrose Agar | VWR | 90000-745 | |
| Sharpie pen | use locally available equipment | ||
| Spectrophotometer | use locally available equipment | ||
| Ssp I | NEB | R0132 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | |
| T4 DNA ligase | NEB | M0202 | |
| TRIS | Sigma-Aldrich | TRIS-RO | |
| Xba I | NEB | R0145 | |
| Yeast extract | BD | 212750 |
References
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