Summary
Cordón umbilical humano (UC) puede obtenerse durante el período perinatal como consecuencia de la prematuro, término y entrega de postterm. En este protocolo, describimos el aislamiento y la caracterización de UC-derivados de células madre mesenquimales (MSCs-UC) de fetos/neonatos en 19-40 semanas de gestación.
Abstract
Las células madre mesenquimales (MSCs) tienen un potencial terapéutico considerable y atraen creciente interés en el campo biomédico. MSCs son originalmente aislados caracterizados de la médula (BM), y adquirió de tejidos incluyendo el tejido adiposo, membrana sinovial, piel, pulpa dental y apéndices fetales tales como placenta, sangre del cordón umbilical (UCB) y del cordón umbilical (Cu). MSCs son una población heterogénea de células con capacidad para (1) adherencia al plástico en condiciones de cultivo estándar, expresión de marcadores (2) superficie de CD73+/CD90+/CD105+/CD45 /CD34––/CD14 /CD19– Fenotipos de /HLA-DR– –y (3) diferenciación del trilineage en adipocitos, osteocitos y condrocitos, tan definidos por la sociedad internacional de terapia celular (ISCT). Aunque el BM es la fuente más usada de MSCs, la naturaleza invasiva de aspiración BM éticamente limita su accesibilidad. Capacidad de proliferación y diferenciación de MSCs obtenidos del BM generalmente disminuir con la edad del donante. Por el contrario, MSCs fetales obtenidos de la UC tienen ventajas como la vigorosa proliferación y capacidad de diferenciación. No hay ninguna preocupación ética para el muestreo de la UC, como normalmente se considera como desechos médicos. UC humano comienza a desarrollarse con un continuo crecimiento de la cavidad amniótica en 4-8 semanas de gestación y sigue creciendo hasta llegar a 50-60 cm de longitud, y puede ser aislado durante el período de entrega de todo recién nacido. Para ganar la penetración en la patofisiología de enfermedades intratables, hemos utilizado deriva de UC MSCs (UC-MSCs) de los niños entregados diferentes edades gestacionales. En este protocolo, describimos el aislamiento y la caracterización de UC-MSCs de fetos/recién nacidos 19-40 semanas de gestación.
Introduction
Las células madre mesenquimales (MSCs) son originalmente aisladas y caracterizado de la médula (BM)1,2 pero también puede obtenerse una gran variedad de tejidos incluyendo el tejido adiposo, membrana sinovial, piel, pulpa dental y apéndices fetales 3. MSCs son reconocidos como una población heterogénea de células que puede proliferar y diferenciarse en adipocitos, osteocitos y condrocitos. Además, MSCs poseen la capacidad de migrar a sitios de lesión, inhiben y modulan la respuesta inmune y remodelar y reparar lesiones. En la actualidad, MSCs de diferentes fuentes han atraído un interés creciente como fuente para terapia celular contra un número de enfermedades intratables, como injerto - versus - host disease, infarto de miocardio, infarto cerebral4,5 .
Aunque el BM es la fuente más bien caracterizada de MSCs, la invasividad de la aspiración de BM éticamente limita su accesibilidad. Capacidad de proliferación y diferenciación de MSCs obtenidos del BM generalmente disminuir con la edad del donante. En cambio, MSCs fetales obtienen de apéndices fetales tales como placenta, sangre del cordón umbilical (UCB), y del cordón umbilical (Cu) tienen ventajas como menos éticos preocupaciones con respecto a la toma de muestras y robusta la proliferación y diferenciación capacidad6 , 7. entre los apéndices fetales que normalmente se desechan como residuos, UCB y UC se consideran un órgano fetal, mientras que la placenta se considera del fetomaternal. Además, placenta y UCB deben ser muestreados y recogidos en el momento exacto de la entrega del recién nacido, mientras que la placenta y UC pueden ser recogido y procesado después de la entrega del recién nacido. Por consiguiente, la UC es una fuente prometedora de MSC para celular terapia8,9.
UC humano comienza a desarrollarse con la progresiva expansión de la cavidad amniótica en 4-8 semanas de gestación, crece hasta 50-60 cm de longitud y puede ser aislado durante todo el período de recién nacido entrega10. Para ganar la penetración en la patofisiología de enfermedades intratables, utilizamos derivados del UC MSCs (UC-MSCs) de los niños entregados diferentes edades gestacionales11,12. En este protocolo, describimos cómo aislar y caracterizar MSCs UC de fetos/neonatos en 19-40 semanas de gestación.
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Protocol
El uso de muestras humanas para el presente estudio fue aprobado por el Comité de ética de Kobe posgrado escuela de medicina de la Universidad (homologación Nº 1370 y 1694) y realizado de conformidad con los lineamientos aprobados.
1. aislamiento y cultivo de UC-MSCs
Nota: UC-MSCs se han aislado con éxito, cultivadas, y ampliado (más número de paso 4) de más de 200 UCs sometidos a este protocolo. Entre más de 200 UCs, 100% han mostrado éxito aislamiento UC-MSC, menos del 5% han demostrado contaminación accidental, a menos de 15% presentan detención del crecimiento, y más del 80% han demostrado exitosa expansión de UC-MSC.
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Recoger UC.
- Preparar un tubo de plástico de 50 mL, una tijera aséptico y una botella de 500 mL de alpha modificaron medio esencial mínimo de Eagle (alfa MEM) a 4 ° C.
- Asépticamente corte UC con una tijera quirúrgica en aproximadamente 5-10 cm de longitud y recoger poco después del nacimiento del recién nacido por cesárea.
- Inmediatamente Coloque la UC en un tubo de plástico de 50 mL y agregar 20-30 mL de alfa MEM en el tubo.
- Almacenar la UC a temperatura ambiente (RT) hasta que se transporta al laboratorio.
Nota: UC aséptica puede almacenarse en medio libre de suero a temperatura ambiente hasta por 2 días. Por lo tanto, se puede recoger UC Obtenido de hospitales vecinos si es entregada al laboratorio dentro de 2 días.
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Diseccionar el UC.
- Preparar una bandeja de plástico, esterilizar las tijeras y pinzas, pipetas de 10 mL, pipetas de 25 mL, dos platos de cultivo de tejidos de 60 mm, con tampón fosfato salino (PBS), mezcla de enzima purificada (véase Tabla de materiales, reconstituida con PBS estéril a una concentración de 13 Wünsch unidades/mL y se almacenó a-80 ° C) y una botella de 500 mL de medio con suero reducido (véase Tabla de materiales).
- Calentar el PBS, mezclas de enzima purificada, medio reducido suero y de la cultura media [alfa MEM con 10% suero bovino fetal (FBS) y 1% solución antibiótico-antimicótico (AA) almacenados a 4 ° C] a RT.
- Sacar de la UC desde el tubo y colóquelo en una bandeja de plástico.
- Pesan y diseccionar 5 g de la UC con una tijera esterilizada.
- Vierta 10 mL de etanol al 70% sobre la UC para la esterilización con una pipeta de 10 mL.
- Lave la UC con 10 mL de PBS dos veces con una pipeta de 10 mL.
- Coloque la UC en un plato de cultivo de tejidos esterilizados 60 mm (ver figura 1, paso 1).
- Añadir 10 mL de medio de suero reducido en el plato.
- Agregar 0,5 mL de enzima purificada mezclas para alcanzar una concentración final de aproximadamente 0.62 Wünsch unidades/mL.
Nota: El uso de mezclas de enzima purificada en lugar de colagenasa tradicional se ha demostrado para mejorar el rendimiento y viabilidad de UC-MSCs aislada de UC. - Trocear la UC 2-3 mm con tijeras esterilizadas y pinzas (ver figura 1, paso 2).
Nota: Este proceso tarda unos 30 minutos. - Incubar las piezas de la UC a 37 ° C durante 30 minutos en un incubador de 5% CO2 .
- Cortar las piezas parcialmente digeridos de la UC en trozos más pequeños que fluyen fácilmente a través de una pipeta de 25 mL.
Nota: Este proceso tarda unos 30 minutos. - Incubar los pedazos más pequeños de la UC a 37 ° C durante 15-45 minutos en un incubador de 5% CO2 .
Nota: Incubación debe continuar hasta que los homogenados se vuelven viscosos. El tiempo de digestión total es aproximadamente de 120 min. En caso de utilizar UCs de prematuros, sin embargo, el tiempo de digestión puede ser acortado debido a los fáciles de cortar y digeridos.
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Aislar el UC-MSCs.
- Preparar cuatro tubos de plástico de 50 mL y una botella de 500 mL de medio de cultivo.
- El homogeneizado de la UC se dividen en dos tubos de plástico de 50 mL con una pipeta de 25 mL, con aproximadamente 7,5 mL en cada tubo.
- Añadir 20 mL de medio de cultivo en cada tubo y mezclar bien.
- Filtrar cada homogenado UC 100 μm células colador colocado encima de un nuevo tubo de recogida de 50 mL, utilizando una pipeta de 25 mL para recoger las células derivadas de UC.
Nota: Este proceso tarda unos 15 minutos cada uno, como la solución de comunicaciones unificadas digerida es pegajosa. - Centrifugar dos tubos a 1.000 x g durante 5 minutos.
- Cuidadosamente aspirar el sobrenadante y deséchelo.
- Resuspender el pellet celular en dos tubos con 5 mL de medio de cultivo.
- Transferir la suspensión de células en una nueva placa de 60 mm y la cultura a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 (ver figura 1, paso 3).
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Cultura UC-MSCs.
- Calentar el PBS, tripsina-EDTA (0.25 w/v%) y medio de la cultura (alfa MEM con 10% FBS y 1% AA) a RT.
- Cuando las células se unen a una placa de 60 mm, retire el medio de cultivo y lavado con 5 mL de PBS dos veces para eliminar los residuos y células de sangre rojas.
Nota: Adjunto las células aparecen generalmente en 3-5 días después de la galjanoplastia inicial (ver figura 1, paso 4). - Reemplazar el medio de cultivo dos veces por semana e incubar a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 hasta 90-100% de confluencia.
Nota: Esto toma generalmente 7-14 días después de la galjanoplastia del inicial. - Células de lavado con 5 mL de PBS dos veces, Añadir 0,5 mL de tripsina-EDTA e incuban a 37 ° C durante 5-10 minutos.
- Cuando las células se convierten en redondeados y separado, añadir 9 mL de medio de cultivo y mezclar bien para inactivar la tripsina.
- Transferir la suspensión de células en cultivo a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 y nueva placa de 100 mm (ver figura 1, paso 5).
- Reemplazar el medio de cultivo dos veces por semana e incubar a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 hasta 90-100% de confluencia.
Nota: Esto toma generalmente 4-8 días después de la galjanoplastia del inicial. - Lavar las células con 10 mL de PBS dos veces, añadir 1 mL de tripsina-EDTA e incubar a 37 ° C durante 5-10 minutos.
- Cuando las células se convierten en redondeados y separado, añadir 9 mL de medio de cultivo y mezclar bien para inactivar la tripsina.
- Transferir la suspensión de células en dos nuevas placas de 100 mm y la cultura a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 (ver figura 1, paso 5).
- Repetir subcultivo (1:2 divisiones) hasta el décimo paso (ver figura 1, paso 5).
Nota: Porque las células cultivadas bajo condiciones menos confluentes tienden a llegar a la anterior detención de proliferación, es importante para las células de paso con relación split 1:2. - Utilice las células en el paso de quinta a octava para análisis superficial del marcador de la célula, análisis de la diferenciación de la célula y otros experimentos.
Nota: Para mantener la proliferación vigorosa durante el tiempo que sea posible, las células se cultivan generalmente en más de 70-80% condiciones confluente.
2. marcador superficial expresión de UC-MSCs
- Preparar las células en una placa de 100 mm y disociar con 1 mL de tripsina-EDTA a 37 ° C durante 5-10 minutos.
- Añadir 9 mL de medio de cultivo y centrifugar a 1.000 x g durante 5 minutos.
- Aspirar el sobrenadante y deséchelo.
- Resuspender el pellet celular con 10 mL de PBS y centrifugar a 1.000 x g durante 5 minutos repetir este lavado dos veces.
- Resuspender las células con buffer de flujo cytometry (FCM) (PBS conteniendo EDTA 2 mM y 10% bloqueo reactivo) ~ 1 × 106 células/ml.
- Transferencia de 50-100 μl de la suspensión celular en un tubo de 1.5 mL; Añadir ficoeritrina (PE)-conjugado anticuerpos contra CD14, CD19, CD34, CD45, CD73, CD90, CD105 y HLA-DR; e incubar en hielo durante 45 minutos.
- Células de lavado con FCM búfer doble y añadir 50-100 μl de solución de tinte de viabilidad de 0.2% (véase Tabla de materiales).
- Incubar a RT durante 15 min, células de lavado con tampón de FCM dos veces y células filtrantes a través de un tamiz celular de 70 μm.
- Recorren las células de la FCM y analizar los resultados obtenidos utilizando el software de la FCM según las instrucciones del fabricante.
3. Trilineage diferenciación de MSCs UC
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Realizar la adipogénesis.
- Preparar una suspensión celular en medio de cultivo a una concentración de 5 x 103 células/mL.
- 1 mL de la suspensión celular en una placa de 12 pozos de la placa e incubar a 37 ° C en un incubador 5% CO2 ~ 24 h.
- Reemplazar el medio de cultivo con medio de diferenciación adipogenic (véase Tabla de materiales) e incubar a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 para 2-3 semanas. Cambiar el medio de diferenciación de adipogenic dos veces a la semana.
- Lavar las células con PBS tres veces.
- Incubar las células en una solución de formaldehído 4% durante 30 min a TA.
- Lavar las células con PBS tres veces y con isopropanol 60% tres veces.
- Preparar una solución de 0,5% aceite rojo O disolviendo 84 mg de aceite O rojo en 10 mL de isopropanol al 100% y la adición de 6,7 mL de agua destilada. Se tiñen las células con 1 mL de solución 0,5% aceite rojo O a temperatura ambiente durante 20 minutos.
- Lavar las células con isopropanol 60% tres veces y visualizar al microscopio.
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Realizar la osteogénesis.
- Preparar una suspensión celular en medio de cultivo a una concentración de 1 × 104 células/mL.
- 1 mL de la suspensión celular en una placa de 12 pozos de la placa e incubar a 37 ° C en un incubador 5% CO2 ~ 24 h.
- Reemplazar el medio de cultivo con medio de diferenciación de osteogeneic (véase Tabla de materiales) e incubar a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 1-2 semanas. Cambiar el medio de la diferenciación osteogénica dos veces a la semana.
- Lavar las células con PBS tres veces.
- Incubar las células en una solución de formaldehído 4% durante 30 min a TA.
- Lavar las células con PBS tres veces.
- Preparar 2% rojo de alizarina S solución disolviendo 200 mg de alizarina roja S con 10 mL de agua destilada. Se tiñen las células con 1 mL de solución 2% rojo de alizarina S a temperatura ambiente durante 3 minutos.
- Lavar los pocillos con PBS 3 veces y visualizar al microscopio.
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Realizar la condrogénesis.
- Preparar una suspensión celular en medio de cultivo a una concentración de 1,6 × 107 células/mL.
- Coloque una gota de 5 μl de la suspensión celular en el centro del pozo de una placa de 12 pozos (micromass culturas) e incubar a 37 ° C en un incubador 5% CO2 para 2-3 h.
- Agregar cuidadosamente 1 mL de medio de diferenciación condrogénica (véase Tabla de materiales) e incubar a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 4-7 días. Cambio medio de diferenciación condrogénica dos veces a la semana.
- Lavar las células con PBS tres veces.
- Incubar las células en una solución de formaldehído 4% durante 30 min a TA.
- Lavar las células con PBS tres veces.
- Preparar la solución de azul de toluidina 0,05% disolviendo 250 mg de azul de toluidina con 500 mL de tampón de acetato de sodio de 0.1 M a pH 4.1. Se tiñen las células con 1 mL de solución de azul de toluidina 0,05% a temperatura ambiente durante 30 minutos.
- Lavar las células con PBS tres veces y visualizar al microscopio.
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Representative Results
Los procedimientos de colección de la UC a la cultura MSC se resumen en la figura 1. UC de aproximadamente 5-10 cm de longitud se puede recoger en todos los recién nacidos por cesárea. UC comienza a desarrollarse en 4-8 semanas de gestación y continúa creciendo hasta 50-60 cm de longitud, como se muestra en la figura 2. Hay dos arterias (A), una vena (V), forro de cable (CL) y jalea (WJ de Wharton) en UC, como se muestra en la figura 3 y figura 4. UC-MSCs pueden ser aislados de todas las regiones de la médula o completa13. Porque UC de recién nacidos con edad gestacional es frágil y difícil para la disección en la región de un solo cable, UC-MSCs están aisladas de todo cable11,12. Existen varios métodos para aislar MSCs de la UC, que incluyen el método explante del14 y del método de digestión enzimática15, además de sus derivados16. Debido al largo ciclo de cultivo, menor rendimiento y anterior detención proliferación asociada con el explante método17,18, UC-MSCs son cultivados por el método de digestión enzimática como se ilustra en la figura 5 y Figura 6.
Los criterios mínimos para la definición de MSCs establecieron la ISCT e incluyen su caracterización superficial del marcador del19. Para determinar la expresión superficial del marcador, UC-MSCs de neonatos prematuros y a término son incubadas con anticuerpos conjugados con PE apropiados y analizadas por citometría de flujo. Son positivos para los marcadores de la firma MSC (CD73, CD90, CD105) pero negativo para monocitos/macrófagos (CD14), endotelio (CD34), hematopoyético (CD19, CD45) y los marcadores (HLA-DR) complejo principal de histocompatibilidad, como se muestra en la figura 7.
Según los criterios ISCT19, MSC debe poseer capacidad de diferenciación mesodérmica evaluada por un análisis de la diferenciación del trilineage. Para evaluar la capacidad de diferenciación del trilineage, UC-MSCs de neonatos prematuros y a término son inducidos a se diferencian en osteocitos, adipocitos y condrocitos en condiciones estándar en vitro la diferenciación. Como se muestra en la figura 8, son bien diferenciados en los tres tipos de células mesodérmicas.
Figura 1 : Esquema de aislamiento y de la cultura de la UC-MSCs. Paso 1. 5-10 cm de la UC obtuvieron asépticamente de tejido placentario. Paso 2. Enzima purificada mezcla digerida UC piezas. Paso 3. Cultura de la UC-MSCs a 37 ° C en un incubador de 5% CO2 . Paso 4. UC-MSCs adjuntos aparecieron en 3 días después de la galjanoplastia del inicial. Paso 5. Subcultivo de UC-MSCs. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : UC de fetos/bebés entregados en diferentes edades gestacionales. Se muestran UCs de fetos/recién nacidos en 19-38 semanas de gestación. El tamaño de la UC aumenta con la edad gestacional. Barras de escala = 8 cm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Vista seccional de UC de neonatos prematuros y de término. Hay dos arterias (A), una vena (V), forro de cable (CL) y jalea (WJ de Wharton) en UC de neonatos prematuros y a término. Los tamaños de estos tejidos varían con la edad gestacional. Barras de escala = 2 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Anatomía de la Universidad de California. Niño (A) de la UC del término de 5 cm. (B) sección transversal de la UC. (C) parcialmente había disecado UC. Hay dos arterias (A), una vena (V), forro de cable (CL) y jalea (WJ de Whalton). UC desde infantes de anteriores edades gestacionales es particularmente frágil y difícil de ser disecado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Disección de la UC utilizando mezclas de enzima purificada. (A) 5-10 cm de la UC. (B) piezas de 2-3 mm de la UC. (C) purificada pedazos UC digerido de mezcla de enzima. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6 : Morfología de UC-MSCs de neonatos prematuros y de término. (A y E) UC-MSCs en el número del paso 1 (P1) antes de la sustitución del medio de cultivo (A: X40; E: X200). (B y F) UC-MSCs en P1 después de la sustitución del medio de cultivo (B: X40; F: X200). (C y G) UC-MSCs en P3 (C: X40; G: X200). (D y H) UC-MSCs en P5 (D: X40; H: X200). Barras de escala = 50 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7 : Expresión del marcador de UC-MSCs de la superficie de neonatos prematuros y de término. Cd73, CD90/CD105-positivo y fenotipos CD14/CD19/CD34/CD45/HLA-DR-negativo se encuentran en UC-MSCs de prematuro (gestación de 22 semanas) y recién nacidos a término (37 semanas de gestación). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8 : Trilineage diferenciación mesenquimal de UC-MSCs de neonatos prematuros y de término. UC-MSCs de prematuro (gestación de 22 semanas) y recién nacidos a término (37-40 semanas de gestación) se distinguen en el adipocito (visualizado por aceite O rojo), Osteocito (visualizado por alizarina roja S) y condrocitos (visualizado por azul de toluidina). Imágenes fueron tomadas a 200 x. Barras de escala = 50 μm. Una parte de esta figura ha sido adaptada de Iwatani et al11. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
MSCs pueden aislarse de una variedad de tejidos y son una población heterogénea de células que express no todos los mismos marcadores fenotípicos. Aquí delineamos un protocolo que guía la recolección y disección de la UC de neonatos prematuros y de término y permite el aislamiento y la cultura de la UC-MSCs. Siguiendo este protocolo, hemos aislado con éxito UC-MSCs que cumplan con los criterios ISCT19 de fetos/bebés entregados en 19-40 semanas de gestación y demostrado que representan algunos aspectos de la fisiopatología de la enfermedad durante el desarrollo prenatal11,12.
En MSCs derivados de BM (BM-MSCs), BM-MSCs derivados de donantes más jóvenes generalmente muestran mayor potencial proliferativo y differentiative que contrapartes más viejo y más potencial para celular terapia20,21. Del mismo modo, UC-MSCs prematuros aislados de fetos abortados en 8-12 semanas de gestación se reportaron que exhiben más vigorosa proliferación y diferenciación en comparación con el término UC-MSCs aislados de recién nacidos entregados 37-40 semanas de gestación22. A pesar de las diferencias en edad gestacional y la región de cable, UC-MSCs aislados con este protocolo también revelaron una proliferación más vigorosa de UC-MSCs prematuros de término UC-MSCs12.
Un paso crítico dentro de este protocolo es la disección de la UC con mezclas de enzima purificada que se compone de colagenasa I y II y dispase. Como se indica en los resultados representativos, la rigidez de la UC varió drásticamente con la edad gestacional (figura 2). Para lograr el óptimo disección de la UC, el tiempo de incubación de la enzima purificada mezcla deben ajustarse a la rigidez de la UC individual. En general, generalmente tarda más de término UC que UC prematuro. Entre los métodos existentes para aislar MSCs de UC, elegimos el método de digestión enzimática15 sobre el explante método14 que puede conducir a un ciclo de cultivo más largo, menor rendimiento y proliferación anterior detención de17,18. Una modificación importante del método de digestión enzimática es el uso de mezclas de enzima purificada en lugar de colagenasa tradicional, que permite una disección coherente y eficaz de la UC de fetos/recién nacidos con edades gestacionales variable.
Una limitación de este protocolo es el uso de cable entero para aislar MSCs de UC. Porque UC-MSCs pueden ser aislados de todas las regiones de la médula o completa13, UC-MSCs están aislados de toda cuerda en este protocolo. Esto es debido a la viabilidad de la disección de la UC de prematuros. Sin embargo, la variación de potencial en la proporción de cada región de cable puede limitar la comparación estricta entre UC-MSCs aislados por este protocolo.
UC-MSCs se utilizan cada vez más como fuente de células estromales mesenquimales para estudios clínicos y preclínicos8,9. A pesar de este uso en aumento, un consenso sobre los métodos de aislamiento MSCs UC falta todavía, que puede resultar en diferentes poblaciones celulares se considere las misma UC-MSCs. Este protocolo ayudará en última instancia los investigadores comprender mejor la derivación y características funcionales de UC-MSCs.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por subvenciones de Scientific Research (C) (número: 25461644) y jóvenes científicos (B) (concesión de números: 15 K 19614, 26860845, 17 K 16298) de JSPS KAKENHI.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 50 mL plastic tube | AS One Coporation, Osaka, Japan | Violamo 1-3500-22 | |
| 12-well plate | AGC Techno Glass, Tokyo, Japan | Iwaki 3815-012 | |
| 60 mm dish | AGC Techno Glass, Tokyo, Japan | Iwaki 3010-060 | |
| Cell strainer (100 μm) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | Falcon 35-2360 | |
| Cell strainer (70 μm) | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | Falcon 35-2350 | |
| Alpha MEM | Wako Pure Chemical, Osaka, Japan | 135-15175 | |
| Fetal bovine serum | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | 172012 | |
| Reduced serum medium | Thermo Fisher Scientific, waltham, MA | OPTI-MEM Gibco 31985-070 | |
| Antibiotic-antimycotic | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA | Gibco 15240-062 | |
| Trypsin-EDTA | Wako Pure Chemical, Osaka, Japan | 209-16941 | |
| PBS | Takara BIO, Shiga,Japan | T900 | |
| Purified enzyme blends | Roche, Mannheim, Germany | Liberase DH Research Grade 05401054001 | |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD14 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 347497 | Lot: 3220644, RRID: AB_400312 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD19 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 340364 | Lot: 3198741, RRID: AB_400018 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD34 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555822 | Lot: 3079912, RRID: AB_396151 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD45 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555483 | Lot: 2300520, RRID: AB_395875 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD73 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 550257 | Lot: 3057778, RRID: AB_393561 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD90 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555596 | Lot: 3128616, RRID: AB_395970 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against CD105 | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 560839 | Lot: 4339624, RRID: AB_2033932 |
| PE-conjugated mouse primary antibody against HLA-DR | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 347367 | Lot: 3219843, RRID: AB_400293 |
| PE-conjugated mouse IgG1 k isotype | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555749 | Lot: 3046675, RRID: AB_396091 |
| PE-conjugated mouse IgG2a k isotype | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555574 | Lot: 3035934, RRID: AB_395953 |
| PE-conjugated mouse IgG2b k isotype | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | 555743 | Lot: 3098896, RRID: AB_396086 |
| Viability dye | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | Fixable Viability Stain 450 562247 | |
| Blocking reagent | Dainippon Pharmaceutical, Osaka, Japan | Block Ace UKB80 | |
| FCM | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | BD FACSAria III Cell Sorter | |
| FCM software | BD Bioscience, Franklin Lakes, NJ | BD FACSDiva | |
| Adipogenic differentiation medium | Invitrogen, Carlsbad, CA | StemPro Adipogenesis Differentiation kit A10070-01 | |
| Osteogenic differentiation medium | Invitrogen, Carlsbad, CA | StemPro Osteogenesis Differentiation kit A10072-01 | |
| Chondrogenic differentiation medium | Invitrogen, Carlsbad, CA | StemPro Chondrogenesis Differentiation kit A10071-01 | |
| Formaldehyde | Polyscience, Warrigton, PA | 16% UltraPure Formaldehyde EM Grade #18814 | |
| Oil Red O | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | O0625 | |
| Arizarin Red S | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | A5533 | |
| Toluidine Blue | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | 198161 | |
| Microscope | Keyence, Osaka, Japan | BZ-X700 |
References
- Friedenstein, A. J., Petrakova, K. V., Kurolesova, A. I., Frolova, G. P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 6 (2), 230-247 (1968).
- Caplan, A. I. Mesenchymal stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 9 (5), 641-650 (1991).
- Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).
- Bianco, P., Robey, P. G., Simmons, P. J. Mesenchymal Stem Cells: Revisiting History, Concepts, and Assays. Cell Stem Cell. 2 (4), 313-319 (2008).
- Bianco, P. 34;Mesenchymal" stem cells. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30 (1), 677-704 (2014).
- Baksh, D., Yao, R., Tuan, R. S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem Cells. 25 (6), 1384-1392 (2007).
- Manochantr, S., et al. Immunosuppressive properties of mesenchymal stromal cells derived from amnion, placenta, Wharton's jelly and umbilical cord. Internal Medicine Journal. 43 (4), 430-439 (2013).
- Arutyunyan, I., et al. Umbilical Cord as Prospective Source for Mesenchymal Stem Cell-Based Therapy. Stem Cells International. 6901286, (2016).
- Davies, J. E., Walker, J. T., Keating, A. Concise Review: Wharton's Jelly: The Rich, but Enigmatic, Source of Mesenchymal Stromal Cells. Stem Cells Translational Medicine. 6 (7), 1620-1630 (2017).
- Zhu, D., Wallace, E. M., Lim, R. Cell-based therapies for the preterm infant. Cytotherapy. 16 (12), 1614-1628 (2014).
- Iwatani, S., et al. Gestational Age-Dependent Increase of Survival Motor Neuron Protein in Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Frontiers in Pediatrics. 5, 194 (2017).
- Iwatani, S., et al. Involvement of WNT Signaling in the Regulation of Gestational Age-Dependent Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cell Proliferation. Stem Cells International. , 8749751 (2017).
- Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 916136, (2013).
- Capelli, C., et al. Minimally manipulated whole human umbilical cord is a rich source of clinical-grade human mesenchymal stromal cells expanded in human platelet lysate. Cytotherapy. 13 (7), 786-801 (2011).
- Lu, L. L., et al. Isolation and characterization of human umbilical cord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and other potentials. Haematologica. 91 (8), 1017-1026 (2006).
- Tong, C. K., et al. Generation of mesenchymal stem cell from human umbilical cord tissue using a combination enzymatic and mechanical disassociation method. Cell Biology International. 35 (3), 221-226 (2011).
- Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
- Paladino, F. V., Peixoto-Cruz, J. S., Santacruz-Perez, C., Goldberg, A. C. Comparison between isolation protocols highlights intrinsic variability of human umbilical cord mesenchymal cells. Cell Tissue Bank. 17 (1), 123-136 (2016).
- Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
- Mareschi, K., et al. Expansion of mesenchymal stem cells isolated from pediatric and adult donor bone marrow. Journal of Cellular Biochemistry. 97 (4), 744-754 (2006).
- Choumerianou, D. M., et al. Comparative study of stemness characteristics of mesenchymal cells from bone marrow of children and adults. Cytotherapy. 12 (7), 881-887 (2010).
- Hong, S. H., et al. Ontogeny of human umbilical cord perivascular cells: molecular and fate potential changes during gestation. Stem Cells and Development. 22 (17), 2425-2439 (2013).
