Summary
Neuroesferas crecidos como culturas 3D constituyen una poderosa herramienta para estudiar la biología del glioma. Aquí presentamos un protocolo para realizar inmunohistoquímica manteniendo la estructura 3D de glioma neuroesferas a través de la inclusión en parafina. Este método permite la caracterización de propiedades de desarrolló de glioma como troncalidad y diferenciación de los nervios.
Abstract
Análisis de expresión de proteínas en glioma es relevante por varios aspectos en el estudio de su patología. Se han descrito numerosas proteínas como biomarcadores con aplicaciones en diagnosis, pronóstico, clasificación, estado de progresión del tumor y estado de diferenciación celular. Estos análisis de biomarcadores también son útiles para caracterizar el tumor neuroesferas (NS) generados a partir de pacientes de glioma y modelos de glioma. Tumor NS proporcionan un modelo valioso en vitro para evaluar diversas características de tumor de que se derivan y pueden más exactamente espejo glioma biología. Aquí describimos un método detallado para analizar biomarcadores en tumor NS mediante inmunohistoquímica (IHQ) en tumor de parafina-encajado NS.
Introduction
Los gliomas son los tumores sólidos primarios del sistema nervioso central clasificados por sus características fenotípicas y genotípicas según la Organización Mundial de la salud1. Esta clasificación incorpora la presencia o ausencia de mutaciones del conductor, que representan una atractiva fuente de biomarcadores2. Biomarcadores son características biológicas que pueden ser medidas y evaluadas para indicar procesos normales y patológicos, así como la respuesta farmacológica a una intervención terapéutica3. Biomarcadores se pueden detectar en el tejido del tumor y las células derivadas de glioma, lo que permite su caracterización biológica en diferentes aspectos. Algunos ejemplos de biomarcadores de glioma mutado Isocitrato deshidrogenasa 1 (IDH1), una enzima del mutante de gliomas de bajo grado asociados a mejor pronóstico4. IDH1 transformada se expresa con frecuencia en combinación con el síndrome de la alfa-talasemia/retraso mental X-ligado (ATRX) y TP53-hacer inactivo mutaciones, definiendo un glioma específico subtipo4,5. ATRX inactivar mutaciones también se producen en el 44% de gliomas de alto grado pediátrica2,6 y han sido asociadas con tumores agresivos e inestabilidad genómica6,7. Además, los gliomas del pontine intrínsecos difusos pediátricos (DIPG) se distinguen en subgrupos según la presencia o ausencia de una mutación de K27M en el gene de histona H3 H3F3A, o en el gen HIST1H3B/C1,6. Por lo tanto, la introducción de caracterización molecular permite la subdivisión, estudio y tratamiento de los gliomas como entidades separadas, que se permite el desarrollo de más objetivo terapias para cada subtipo. Además, puede utilizarse el análisis de biomarcadores para evaluar diferentes procesos biológicos tales como apoptosis8autofagia9, de la progresión del ciclo celular10, proliferación de la célula11y diferenciación celular12 .
Modelos animales modificados genéticamente que albergan las lesiones genéticas presentes en los cánceres humanos son críticos para el estudio de la señalización de las vías que median la progresión de la enfermedad. Nuestro laboratorio ha implementado el uso del sistema transposasa belleza durmiente (SB) para el desarrollo de modelos de ratón modificados genéticamente de glioma abrigar mutaciones específicas que recapitulan glioma humano subtipos13,14. Estos modelos de ratón modificados genéticamente se utilizan para generar tumor derivado NS, que permiten estudios en vitro en un sistema 3D, espejadas características presentan en los tumores in situ15. Además, el trasplante de orthotopical de NS en ratones puede generar tumores secundarios que retienen características del tumor primario y mímico las características histopatológicas, genómicas y fenotípicas del tumor primario correspondiente15.
En cultivo libre de suero, las células del tumor cerebral con propiedades de células madre pueden ser enriquecidas y en presencia de factores de crecimiento epidérmicos (EGF) y factores de crecimiento de fibroblasto (FGF), pueden cultivarse como solo colonias derivadas de células como las culturas NS. En este sistema de cultivo selectivo, mayoría diferenciadoras o diferenciadas de las células mueren rápidamente, mientras que células madre se dividen y forman los grupos celulares. Esto permite la generación de una cultura de NS que mantiene glioma tumor características16,17,18. Glioma NS puede utilizarse para evaluar varios aspectos de la biología del tumor, incluyendo el análisis de biomarcadores que tienen aplicaciones en diagnosis, pronóstico, clasificación, estado de progresión del tumor y estado de diferenciación celular. Aquí detallamos un protocolo generar glioma NS e integrar las culturas 3D en parafina para ser utilizado para la tinción de IHC. Una ventaja de fijación y embebido glioma NS es que la morfología del NS se mantiene mejor en comparación con el cytospin convencional método19, en que glioma NS son sometido a manipulación estresante para disociación celular y ser aplanado. Además, incrustar apaga cualquier expresión endógena fluoróforo de tumor genéticamente NS, lo que permite la tinción a través de los espectros fluorescentes. El objetivo general de este método es preservar la estructura 3D de las células del glioma a través de un proceso de inclusión de parafina y caracterización de neuroesferas de glioma usando immunohistochemistry.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el cuidado institucional del Animal y el Comité uso (IACUC) de la Universidad de Michigan.
1. generación de neuroesferas de Tumor cerebral derivado de un modelo de ratón
- Antes del procedimiento de la disección, preparar medios de células madre neurales (NSC medios: DMEM/F12 con 1 x B27 suplemento, suplemento de x N2 1, normocin x 1 y 1 x antibiótico/antimicótico con recombinante humano EGF y basic-FGF a concentraciones de 20 ng/mL de cada una). Llene un tubo de 1,5 mL con 300 μL de medio de NSC y reservamos para más adelante.
- Seleccione un ratón con un tumor grande.
Nota: El tamaño de un tumor puede ser monitoreado por bioluminiscencia si el plásmido o el virus inyectado codifica luciferin. Generalmente, un tumor grande tiene una bioluminiscencia de > 106 fotones/s/cm2/sr. - Eutanasia el ratón con una sobredosis de isoflurane: infundir un papel con isoflurano e introducir el tejido en una cámara euthanization, evitando el contacto directo con los ratones para evitar irritación. Espere hasta que los ratones no muestran un reflejo pedal (generalmente 5-10 min). Decapitar el ratón y diseccionar el cerebro como se describe en Calinescu et al. 13.
- Si los tumores son fluorescentes, usar un microscopio de disección equipado con una lámpara fluorescente para identificar la masa del tumor dentro del cerebro. Con pinzas finas, disecar el tumor (generalmente 5-7 mm de diámetro) del tejido normal del cerebro.
- Coloque el tumor disecado en el tubo de 1,5 mL con medios de NSC (paso 1.1). Homogeneizar el tumor con un mortero plástico desechable que se adapta a las paredes del tubo de microcentrífuga aplicando una presión suave.
- Para disociar los grumos de células, añadir 1 mL de medio de disociación enzima libre e incubar por 5 min a 37 ° C.
- Filtrar la suspensión de células a través de un tamiz de célula μm 70 y lavar el filtro con 20 mL de medio de NSC.
- Centrifugar a 300 x g durante 5 min, decantar el sobrenadante y resuspender el pellet en 6 mL o 15 mL de medio de NSC, dependiendo del tamaño de la pelotilla.
- Placa de la suspensión de células de tumor en un matraz de cultivo T-25 o T-75 y el cultivo a 37 ° C en una incubadora de cultivo de tejidos con una atmósfera de 95% aire y 5% CO2.
- Después de 3 días, transferir el NS suspendido sano y les placa vuelva a introducirlos en un matraz de cultivo de tejidos T-25 o T-75. Si es necesario, agregue más medios de NSC a la cultura.
Nota: Normalmente habrá una población mixta de células, algunos estarán muertos, algunos habrán adherido y algunos formando NS que va flotando en los medios de comunicación
2. mantenimiento y pases el NS
Nota: Evitar el crecimiento excesivo y mantener las células en la relativamente alta densidad. Confluencia se determina por el tamaño de las esferas (centros negro de sobrecrecimiento medias esferas grandes). La tasa de crecimiento de la NS dependerá de los oncogenes para generar tumores.
- Una vez que la cultura NS llega a confluencia, recoger la cultura en un tubo de centrífuga estéril y el NS a 300 x g durante 5 min de la pelotilla.
- Descartar el sobrenadante, agregar 1 mL de la solución de separación celular y pipeta para Resuspender el pellet.
- Incubar a 37 ° C por 5 min, agitando el tubo cada 2 min para ayudar a la disociación celular.
Nota: Cuando NS llega a confluencia, puede normalmente verse macroscópicamente como pequeñas esferas blancas. Para asegurar la disociación celular, por lo menos todos lo NS visible debe haber desaparecido. - Añadir 5 mL de HBSS 1 x y pipeta varias veces. Células de pellets a 300 x g por 5 min descartar el sobrenadante. Resuspenda el sedimento en 5 mL de medio de NSC complementado con recombinante EGF y FGF básico.
- Añadir 1 mL de células a 15 mL de NSC medios y cultura en un matraz T-75 a 37 ° C en una incubadora de cultivo de tejidos con una atmósfera de 95% aire y 5% CO2.
- Añadir factores de crecimiento (EGF y FGF básico) cada 3 días. Si los medios de comunicación se convierte en luz naranja y las células aún no están confluentes, cambiar los medios de comunicación. Para ello, centrifugar el NS a 300 x g durante 4 min y resuspender en medios NSC suplementados con factores de crecimiento.
Nota: Dependiendo del tamaño del precipitado formado, las células deba dividirse en frascos más.
3. NS de congelación para el almacenamiento a largo plazo
- Cuando la cultura NS llega a ser confluente, disociar las células como se describe en los pasos 2.1-2.4. Una vez que el sedimento ha sido suspende de nuevo en HBSS, quite una alícuota y contar las células.
- Centrifugar las células a 300 x g durante 4 min y quitar tanto como sea posible del sobrenadante.
- Resuspenda el sedimento en medios (SFB inactivado con calor, 10% DMSO) de congelación. Se recomienda congelar entre 1 x 106 y 3 x 106 células por vial por mL.
- Se dividen las células suspendidas de nuevo en crioviales tantas como sea necesario y poco a poco enfriar los frascos por primera transferencia a hielo, luego a-20 ° C, entonces a-80 ° C y finalmente al día siguiente a un contenedor de almacenamiento de nitrógeno líquido.
4. fijación de Tumor NS
- Tumor de cultura NS en un matraz T-25 durante 2-3 días hasta que las células son confluentes (~ 3 x 106 células). Recoger tumor NS en un tubo cónico de 15 mL de un frasco confluente T-25 uno menos. De pellets a 300 x g durante 5 minutos.
- Vuelva a suspender el sedimento en 1 mL de formol al 10% y mantener a temperatura ambiente (RT) por 10 minutos añadir 5 mL de 1 x HBSS y sedimenten las células como en el paso 3.2. Repita este paso una vez más.
- Coloque el tubo cónico de 15 mL que contiene el precipitado en el hielo.
5. parafina fijación de Tumor NS
- Resuspenda el sedimento lavado de NS en 500 μl de agarosa líquida caliente 2% y mezclar suavemente por pipeteo.
- Coloque inmediatamente el NS agarosa incrustada en hielo hasta que la agarosa se polimeriza. Retire la pieza de agarosa que el NS. Coloque la pieza de agarosa polimerizada con el NS en el cartucho para el tejido procesado (figura 2).
- Continuar con el proceso de tejido (con un procesador de parafina automático) y parafina inclusión (mediante una estación de inclusión).
6. secciones de parafina-encajado NS
- Ajuste el baño de agua a 42 ° C y coloque la aspa en el micrótomo cuidadosamente con dos pinceles para asegurarse de que está nivelado. Utilice esta hoja para recortar.
- Coloque el bloque de parafina en el micrótomo. Con la mano no dominante, presione hacia abajo la palanca situada en el lado izquierdo que controla el espesor de cada sección. Pulse para la segunda parada que indica un espesor de 30 μm.
- Empiece a recortar el bloque (es decir., quitar exceso parafina) girando la rueda de mano gruesas con la mano derecha hasta llega a la superficie de la muestra. En este punto, suelte la palanca que controla el espesor de corte 10 μm o 5 μm. Dejar de cortar cuando se llega a la superficie de la muestra.
- Llenar una nevera con hielo y agregar suficiente agua para que cuando el bloque de parafina se coloca en el hielo, el agua actúa como una película alrededor del bloque de parafina, protege de tocar directamente el hielo. Incubar en hielo por 20 min el bloque de parafina.
- Deseche la hoja vieja e inserte uno nuevo para seccionamiento. Bloque seco con una gasa, colocarla en el micrótomo.
- Con la mano no dominante, obtener un par de fórceps curvos que se utiliza para tirar de la cinta de parafina. Mantener un pincel húmedo cerca de la mano derecha, que se utilizará para la transferencia de la cinta de la parafina a baño María. Empezar sección girando la rueda de mano gruesas con la mano derecha a un rápido ritmo. Use las pinzas en la mano izquierda para sostener la cinta de parafina.
- Utilice el pincel húmedo para transferir la cinta de la parafina a baño María.
- Utilice la curva de las pinzas para romper aparte las secciones superficialmente colocando la pinza entre dos secciones de la parafina y luego empujando suavemente las dos secciones a.
Nota: Este movimiento debe ser totalmente en la superficie de la sección de la parafina. No presione hacia abajo en la sección. - Utilice el pincel húmedo para empujar las secciones de parafina separados sobre portaobjetos de adhesión cargado positivamente.
- Deje que los portaobjetos se seque durante la noche dentro de una campana química antes de almacenarlas en cajas de portaobjetos. El almacenamiento de portaobjetos depende del tipo de mancha que se realiza.
7. inmunohistoquímica (IHQ) de parafina-encajado NS
- Derretir la parafina por colocar los portaobjetos en un estante del metal e incubar a 60 ° C por 20 min.
- Desparafinizar el portaobjetos por la incubación en un tren de rehidratación en RT: 3 x xileno durante 5 min, etanol de 2 x 100% por 2 min, etanol al 95% 2 x 2 min, etanol al 70% 1 x durante 2 minutos y 1 x agua desionizada durante 2 minutos Hereon, guardar las diapositivas de agua del grifo hasta recuperación de antígeno , como secar causará Unión de anticuerpos no específicos.
- Incubar los portaobjetos en tampón de citrato (ácido cítrico de 10 mM, 0.05% de detergente no iónico, pH 6) a 125 ° C por 30 s y a 90 ° C durante 10 s. Dejarlos enfriar, luego enjuague los portaobjetos 5 veces con agua destilada.
- Incube los portaobjetos en RT en 0.3% H2O2 durante 30 minutos.
- Lave los portaobjetos 3 veces en buffer (0.025% detergente en TBS) por 5 min con suave agitación de lavado.
- Incubar los portaobjetos en RT con bloqueo de solución (suero de caballo 10%, 0.1% de BSA en TBS) durante 30 minutos.
- Incube los portaobjetos durante la noche a 4 ° C en una cámara humidificada con anticuerpo primario preparado en la solución de dilución (0.1% de BSA en TBS). Lave los portaobjetos 3 veces en buffer por 5 min con suave agitación de lavado.
- Incubar los portaobjetos a temperatura ambiente durante 1 h con anticuerpo secundario biotinilado preparado en solución de dilución. Lave los portaobjetos 3 veces en buffer por 5 min con suave agitación de lavado.
- Incubar los portaobjetos a temperatura ambiente en oscuridad durante 30 minutos con la avidina biotinilado peroxidasa complejo. Lave los portaobjetos 3 veces en buffer por 5 min con suave agitación de lavado.
- Incube los portaobjetos con DAB-H2O2 substrato marcas aquí durante 2-5 min a TA.
- Enjuagar 3 veces con agua del grifo. Inmersión (1-2 s) las diapositivas de hematoxilina en solución de contratinción y enjuagarlos bien en agua del grifo hasta el claro.
- Deshidratar el portaobjetos como sigue: incubar en agua destilada durante 2 minutos, 3 veces la inmersión en etanol al 80%, incubar en etanol al 95% 2 veces por 2 minutos, incubar en etanol al 100% 2 veces por 2 minutos cada uno y finalmente en xileno 3 veces por 3 minutos cada uno.
- Cubreobjetos portaobjetos con un medio de montaje con xileno y deje secar sobre una superficie plana, a temperatura ambiente hasta que estén listas para la proyección de imagen. Nota: En caso de 3, 3'-diaminobenzidina (DAB) de tinción, las diapositivas pueden almacenarse a TA. Sin embargo, si se realiza tinción de inmunofluorescencia, diapositivas deben almacenarse en la oscuridad a-20 ° C para reducir el blanqueo de foto.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Para monitorear el desarrollo de tumores y evaluar si el tumor ha alcanzado el tamaño necesario para generar NS, analizamos la luminiscencia emitida por tumores mediante bioluminiscencia. Esto permite el estudio de la eficiencia de la transducción de señales en los cachorros y la progresión del tumor por la señal de luminiscencia de luciferasa (figura 1A y 1B). Cuando el tamaño de tumor alcanza una señal de 1 x 107 fotones/s/cm2/sr (figura 1B), el cerebro puede ser procesado para la generación de NS. Otra ventaja de este sistema es que la secuencia de codificación de diversas proteínas fluorescentes se puede añadir a la plásmidos utilizada para la generación de entrega y tumor de gene. Luego podemos confirmar la expresión de las alteraciones genéticas insertadas, utilizando un microscopio de disección equipado con una lámpara fluorescente (figura 1C). El NS generado de wt-IDH1 (figura 1D) y mIDH1 (figura 1E) los tumores se identifican por la característica morfología esférica y la expresión de fluoróforos asociados con la lesión genética específica ( es decir,., GFP asociado con shATRX y shp53 y Katushka asociada a mIDH1; Figura 1 D y 1E). Para proceder a la IHC en NS, las células son fijos, entonces incrustadas en agarosa y parafina (figura 2). Incrustar el NS en bloques de parafina tiene varias ventajas, incluyendo la preservación de estructuras 3D de la NS y permitiendo para almacenamiento a largo plazo. El NS integrado puede mancharon para biomarcadores específicos de glioma. Usando esta técnica, se analizó la expresión de ATRX, Ki67 y OLIG2 (marcador de diferenciación de oligodendrocyte) (figura 3A-3_C). Confirmamos que los niveles de baja expresión de la proteína ATRX en nuestras culturas de NS (figura 3A), que es una característica de la glioma IgG subtipo actualmente siendo estudiado4. Asimismo, Ki-67, un biomarcador bien-descrito de la proliferación celular, fue positivo en el NS de mIDH1 (figura 3B), demostrar proliferación activa, lo cual es una característica clave de las células tumorales. Curiosamente, localizadas en el centro de los más grandes clusters de NS de glioma de células eran negativas para Ki-67 (figura 3B), indicando que ellos no proliferaban, a diferencia de las células de Ki-67 positivo localizadas en la periferia. Este fenómeno puede ser debido a que las células periféricas no tienen acceso a nutrientes de los medios de crecimiento. Cuando alcanzan este tamaño más grande, el glioma NS debe ser disociado y pasado. Por último, wt-IDH1 NS eran positivos para Olig2, un factor de transcripción que participan en la diferenciación de oligodendrocyte (figura 3C).
Figura 1 : Glioma neuroesferas generadas de GFP y Katushka-positivo dormir tumor cerebral de belleza (SB). (A) la señal luminiscente de un ratón recién nacido inyectada plásmidos SB transposasa en combinación con los plásmidos que lesiones genéticas para inducir glioma (ANR/shP53/shATRX/IDH1-R132H). (B) luminiscencia que indica un desarrollo de tumores en 132 días posterior a la inyección (PPP). (C) un campo brillante y fluorescente imagen de un cerebro de un ratón que había llegado el punto final. El área del tumor es positivo para los reporteros fluorescentes, GFP y Katushka y delineado por la línea punteada. (D y E) Tumor neuroesferas generadas de los tumores cerebrales SB expresando GFP asociado a shP53 y shATRX; y Katushka asociados a IDH1-R132H. Barra de escala = 100 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Representación del flujo de trabajo para el glioma de parafina-encajado NS. NS son recogido de un matraz T-25 en un tubo cónico de 15 mL y fijado en formalina al 10%. Entonces, NS son lavado con HBSS e incrustado en agarosa al 2%. Agarosa polimerizada con glioma NS se colocan en un cassette para el procesamiento de tejido y de inclusión en parafina. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Resultados representativos de la inmunohistoquímica con la detección de biomarcadores de HRP-DAB. (A-C) IHC en parafina-encajado mIDH1 glioma NS manchado por ATRX (A) y Ki67 (B), y wt-IDH1 glioma NS mancharon para OLIG2 (C). Flechas rojas indican las células positivas para la tinción de biomarcadores. Barra de escala = 50 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En este artículo detallamos un método reproducible y versátil para realizar inmunohistoquímica en parafina-encajado glioma NS, que mantienen la característica estructura 3D de las células del tumor en el cerebro in situ. Esta técnica posee las siguientes ventajas sobre usar células plateadas en superficies de plástico o vidrio: i) preservación de la estructura 3D del NS; II) evitando de la tensión de disociación celular antes del análisis de expresión de la proteína; III) amortiguamiento de cualquier expresión de fluoróforo endógena de tumor genéticamente NS, lo que permite la tinción a través de los espectros fluorescentes; y iv) almacenamiento a largo plazo.
Un paso fundamental de esta técnica es asegurar que las células se resuspendió en agarosa para asegurarse de que están homogéneamente distribuidos y no agrupadas. Una limitación de esta técnica es el tiempo relacionados con el cultivo celular y NS antes de la IHC procedimiento de tinción. Una segunda limitación es el alto número de células necesarias para ejecutar este método. Si el número de células es inferior a 1 x 106 células, habrá demasiado pocas células por campo de visión NS racimos en cada sección. Por lo tanto, podría ser difícil de alcanzar el número ideal de células si el cultivo de células de glioma es de crecimiento lento. Se utilizó un frasco de T-25 confluente que contenga por lo menos 3.0 x 106 células. Puede modificarse el número de células utilizadas como deseado; sin embargo, es necesario obtener un pellet de NS de tamaño adecuado para el procedimiento de inclusión. Después de esto, el NS integrado puede ser manipulado como un bloque de parafina regular, y entonces puede proceder a seccionar y IHC tinción para analizar la expresión de proteínas por inmunofluorescencia o IHC utilizando tinción de DAB.
Después de la sección de los bloques y siguiendo el protocolo para IHC, secciones deben ser contratinción con hematoxilina (azul). Si tejido expresa la proteína diana, una señal marrón debe ser visible (figura 3). Si después de IHC las secciones también marrón (gran fondo), puede ser oportuno 1) inespecífica del anticuerpo secundario, 2) un Temple incompleto de la peroxidasa endógena o bloqueo 3) insuficiente. Estos problemas pueden resolverse por 1) con una diapositiva de control negativo (incubada con un anticuerpo secundario) para comprobar la Unión inespecífica del anticuerpo secundario, 2) aumentando la peroxidasa apagando el tiempo o 3) aumentando el período de incubación bloqueo. Por otro lado, si no se detecta ninguna señal, es posible que los epitopos son todavía enmascarados, que puede estar relacionado con el tipo de buffer utilizado para la recuperación de antígeno. En nuestra experiencia, hemos tenido satisfactoria coloración usando tampón citrato, pero este puede ser tejido - y dependiente de anticuerpos, y diferentes formulaciones para los búferes de recuperación de antígeno pueden utilizarse como 0.1 M Tris-HCl (pH 8,0) buffer21. Estos son algunos de los problemas más comunes relacionados con tinción IHQ, pero si se presenta otra dificultad, solución de problemas debe llevarse a cabo como con cualquier otro IHC (es decir., tratando diferentes diluciones de los anticuerpos primarios y secundarios, bloqueando diferentes reactivos, diferentes tiempos de bloqueo, etcetera).
Un método alternativo para evaluar la expresión de la proteína utilizando células de parafina-encajado fue descrito previamente por Hasselbach et al. 20. este método no incluye los pasos de agarosa, que en el presente Protocolo permiten adecuada distribución especial de los grupos celulares 3D. También describimos un método preciso para NS cultivo, pases y congelación para el almacenamiento a largo plazo. Este método también muestra cómo recoger, fijar y incrustar NS sin alterar estructura 3D (figura 2).
Puesto que el NS se puede generar tejido de glioma obtenidos de pacientes y modelos animales de glioma, esta técnica constituye una poderosa herramienta que puede utilizarse para analizar la expresión de biomarcadores en glioma diferentes suptypes y validar los modelos originales. Aquí describimos la técnica con NS originadas de ratones transgénicos usando el sistema de la transposasa de SB (figura 1). Sin embargo, esta técnica también puede utilizarse para analizar proteínas en células de glioma humano parafina-encajado que crecen como cultivos 3D sin necesidad de modificaciones en el protocolo, que no sean las condiciones de cultivo celular. Por lo tanto, este método puede aplicarse también a culturas 3D obtenidas de modelos animales transplantables, modelos humanos de PDX y otros modelos genéticamente. Por último, este método puede ser usado con otros tipos de cáncer, tanto en modelos de ratón como en cánceres humanos, además de los gliomas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por los institutos de salud nacional Instituto Nacional de desórdenes neurológicos y derrame cerebral (NINDS/NIH) subvenciones R37-NS094804, NS074387 R01, R21-NS091555 a M.G.C.; NIH/NINDS becas R01-NS076991, NS082311 R01 y R01-NS096756 de P.R.L.; NIH/NINDS R01-EB022563; 1UO1CA224160; el Departamento de Neurocirugía; Corazones felices de Leah a M.G.C. y P.R.L.; y RNA biomedicina Grant F046166 a M.G.C. F.M.M. es apoyado por un F31 NIH/NINDS-F31NS103500. J.P. fue apoyado por Fulbright Argentina Ministerio de deportes y educación beca.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Coated microtome blade HP35 | Thermo Scientific | 3150734 | |
| Microtome RM 2135 | Leica | MR2135 | |
| Formalin solution, neutral buffered, 10% | Sigma-aldrich | HT501128-4L | |
| Rabbit polyclonal anti-ATRX, | Santa Cruz Biotechnology | sc-15408 | IHC, 1:250 dilution |
| Rabbit polyclonal anti-Ki-67 | Abcam | Ab15580 | IHC, 1:1000 dilution |
| Rabbit polyclonal anti-OLIG2 | Millipore | AB9610 | IHC, 1:500 dilution |
| Goat polyclonal anti-rabbit biotin-conjugated | Dako | E0432 | IHC, 1:1000 dilution |
| Vectastain Elite ABC HRP kit | Vector Laboratories Inc | PK-6100 | |
| BETAZOID DAB CHROMOGEN KIT | Biocare medical | BDB2004 L/price till 12/18 | |
| N-2 Supplement | ThermoFisher | 17502048 | |
| N-27 Supplement | ThermoFisher | A3582801 | |
| Accutase® Cell Detachment Solution | Biolegend | 423201 | |
| AGAROSE LE | GoldBio | A-201-1000 | |
| Genesee Sc. Corporation | Olympus 15 ml | 21-103 | |
| Genesee Sc. Corporation | TC-75 treated Flask | 25-209 | |
| Genesee Sc. Corporation | TC-25 treated Flask | 25-207 | |
| DMEM/F12 | Gibco | 11330-057 | NS media |
| HBSS | GibcoTM | 14175-103 | balanced salt solution |
| C57BL/6 | Taconic | B6-f | C57BL/6 mouse |
References
- Louis, D. N., et al. The 2016 World Health Organization Classification of Tumors of the Central Nervous System: a summary. Acta Neuropatholica. 131 (6), 803-820 (2016).
- Hochberg, F. H., et al. Glioma diagnostics and biomarkers: an ongoing challenge in the field of medicine and science. Expert Review of Molecular Diagnosis. 14 (4), 439-452 (2014).
- Ziegler, A., Koch, A., Krockenberger, K., Grosshennig, A. Personalized medicine using DNA biomarkers: a review. Human Genetics. 131 (10), 1627-1638 (2012).
- Ceccarelli, M., et al. Molecular Profiling Reveals Biologically Discrete Subsets and Pathways of Progression in Diffuse Glioma. Cell. 164 (3), 550-563 (2016).
- Cancer Genome Atlas Research, N., et al. Comprehensive, Integrative Genomic Analysis of Diffuse Lower-Grade Gliomas. The New England Journal of Medicine. 372 (26), 2481-2498 (2015).
- Mackay, A., et al. Integrated Molecular Meta-Analysis of 1,000 Pediatric High-Grade and Diffuse Intrinsic Pontine Glioma. Cancer Cell. 32 (4), 520-537 (2017).
- Koschmann, C., et al. ATRX loss promotes tumor growth and impairs nonhomologous end joining DNA repair in glioma. Science Translational Medicine. 8 (328), (2016).
- Ward, T. H., et al. Biomarkers of apoptosis. British Journal of Cancer. 99 (6), 841-846 (2008).
- Gil, J., Pesz, K. A., Sasiadek, M. M. May autophagy be a novel biomarker and antitumor target in colorectal cancer. Biomarkers in Medicine. 10 (10), 1081-1094 (2016).
- Williams, G. H., Stoeber, K. The cell cycle and cancer. Journal of Pathology. 226 (2), 352-364 (2012).
- Preusser, M., et al. Ki67 index in intracranial ependymoma: a promising histopathological candidate biomarker. Histopathology. 53 (1), 39-47 (2008).
- Trepant, A. L., et al. Identification of OLIG2 as the most specific glioblastoma stem cell marker starting from comparative analysis of data from similar DNA chip microarray platforms. Tumour Biology. 36 (3), 1943-1953 (2015).
- Calinescu, A. A., et al. Transposon mediated integration of plasmid DNA into the subventricular zone of neonatal mice to generate novel models of glioblastoma. Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).
- Wiesner, S. M., et al. De novo induction of genetically engineered brain tumors in mice using plasmid DNA. Cancer Research. 69 (2), 431-439 (2009).
- Xie, Y., et al. The Human Glioblastoma Cell Culture Resource: Validated Cell Models Representing All Molecular Subtypes. EBioMedicine. 2 (10), 1351-1363 (2015).
- Vescovi, A. L., Galli, R., Reynolds, B. A. Brain tumour stem cells. Nature Reviews Cancer. 6, 425 (2006).
- Dirks, P. B. Brain tumor stem cells: bringing order to the chaos of brain cancer. Journal of Clinical Oncology. 26 (17), 2916-2924 (2008).
- Lenting, K., Verhaak, R., Ter Laan, M., Wesseling, P., Leenders, W. Glioma: experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 263-282 (2017).
- Koh, C. M. Preparation of cells for microscopy using cytospin. Methods in Enzymology. 533, 235-240 (2013).
- Hasselbach, L. A., et al. Optimization of high grade glioma cell culture from surgical specimens for use in clinically relevant animal models and 3D immunochemistry. Journal of Visualized Experiments. (83), e51088 (2014).
- Pileri, S. A., et al. Antigen retrieval techniques in immunohistochemistry: comparison of different methods. The Journal of Pathology. 183 (1), 116-123 (1997).
