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Genetics

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

doi: 10.3791/58972 Published: December 28, 2018

Summary

Dans ce protocole, nous montrent comment se reproduisent les adultes Astyanax mexicanus , élever les larves et effectuer ensemble monture immunohistochimie post larves de poissons pour comparer les phénotypes de surface et cave morphotypes.

Abstract

Rivière et populations adaptées grotte d’Astyanax mexicanus montrent des différences dans la morphologie, la physiologie et le comportement. Recherche axée sur la comparaison des formes adultes a révélé la base génétique de certaines de ces différences. On connaît moins comment les populations diffèrent stade post-larvaire (au début de l’alimentation). Ces études peuvent donner un aperçu comment agassizii survivre à la vie adulte dans leur environnement naturel. Méthodes permettant de comparer le développement postlarvaire en laboratoire nécessitent normalisés de l’aquaculture et des régimes alimentaires. Ici, nous décrivons comment élever des poissons sur une alimentation riche en nutriments les rotifères dans non-recirculation de l’eau pendant jusqu'à deux semaines après la fécondation. Nous démontrons comment recueillir des larves de poissons de ce système de pépinière et effectuer l’ensemble monture immunostaining. Immunomarquage est une alternative intéressante à l’analyse de l’expression transgénique pour étudier le développement et la fonction du gène chez a. mexicanus. La méthode de la pépinière utilisable également comme un protocole standard pour les populations de même densité établissant pour la croissance des adultes.

Introduction

Le tétra aveugle, Astyanax mexicanus, est d’une seule espèce de poisson qui existe sous forme de populations vivant dans la rivière (poissons de surface) et un certain nombre de populations cavernicoles (agassizii) nommé pour les grottes qu'où ils habitent (c.-à-d. – Tinaja, Molino, Pachón). Un nombre croissant de chercheurs se servent a. mexicanus pour enquêter sur les bases génétiques et du développement comportemental1,2,3,4, métabolique5,6 ,7,8et évolution morphologique9,10,11. Ressources disponibles pour l’étude d’a. mexicanus comprennent un génome séquencé et annoté12; transcriptome13; développement de table intermédiaire14; et méthodes de reproduction15,16,17, créer transgéniques18et éditer des gènes19. Diffusion des outils supplémentaires et des protocoles standard mise à jour permettra d’accélérer la croissance de la communauté de recherche agassizii (voir cette collection de méthodes20).

Notre objectif consiste à ajouter au répertoire des outils existant en fournissant une méthode fiable pour évaluer les gène activité in situ dans de post-larvaire a. mexicanus, d’une manière comparable entre laboratoires. Il y a deux défis pour atteindre cet objectif. Tout d’abord, il y a un besoin de régimes normalisés pour couver et élever le poisson entre laboratoires, comme les différences dans les paramètres tels que l’alimentation et la densité affectent la croissance et la maturation, ainsi un impact sur l’activité des gènes. Deuxièmement, il y a un besoin pour une méthode normalisée mais adaptable à l’examen des tendances de l’activité des gènes chez les poissons post-larvaire. Nous abordons ces questions ici, en établissant des pratiques normalisées pour élever des poissons à l’état larvaire et introduisant un protocole robuste ensemble monture immunohistochimie (IHC) pour évaluer l’expression génique chez a. mexicanus.

Nous démontrons d’abord comment se reproduisent les poissons par reproduction naturelle et identifier les oeufs fécondés. Suivant décrit est comment faire éclore des oeufs fécondés (larves) et les transférer aux conteneurs de pépinière, où ils sont maintenus à une densité de 20 poissons par récipient pendant deux semaines sans recirculation ou en changeant l’eau. À 5 jours après la fécondation, les poissons ont mis au point au stade post-larvaire (n’est plus avoir un approvisionnement de jaune de œuf) et reçoivent des algues nourries Brachionus plicatilis (rotifères) comme source de nourriture riche en nutriments qui ne nécessitent pas de réapprovisionnement quotidien. Cette méthode fournit des paramètres de croissance constante pour le développement larvaire et post-larvaire.

Pour évaluer la fonction des gènes, nous démontrons comment retirer le poisson de conteneurs du pépinières et effectuer l’ensemble monture IHC. La méthode IHC présentée est une adaptation de protocoles mis au point pour une utilisation avec des Danio rerio21 et est efficace pour l’examen des antigènes dans tous les tissus d’a. mexicanus testés, y compris le cerveau, intestin et le pancréas. IHC est une alternative plus rapide pour générer des animaux transgéniques pour l’examen de l’expression des gènes et la localisation des protéines. Ce protocole sera utile pour les études visant à a. mexicanus de plus en plus et en comparant les phénotypes des poissons de surface et agassizii stade post-larvaire.

Protocol

Les procédures décrites dans le présent protocole ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à la Harvard Medical School.

1. la reproduction

Remarque : Il existe plusieurs méthodes publiées pour15,16,17,20 , qui pourraient aussi servir à cette étape de la reproduction. Avant la reproduction, les poissons adultes sont maintenus sur un 10:14 jour : nuit cycle à 23 ° C et soumis à une diète de pellet (voir Table des matières) une fois par jour. Des poissons peuvent être élevés dans un système à recirculation avec une filtration mécanique et stérilisation UV. Reproduction peut également être exécutée dans des réservoirs statiques (non-recyclage), mais les poissons ne doit pas dans un réservoir statique pendant plus de 3 jours, comme la qualité de l’eau se dégrade rapidement.

  1. Remplir un réservoir de 5 gallons d’eau de poisson prête (déchlorée ajusté à l’eau : pH = 7.1 +/-2, conductivité = 900 +/-150 µS, température = 23 ° C).
  2. Placer le plastique dans le fond de la cuve de maille (voir documentation). Si se reproduisant dans les réservoirs statiques, apposer un chauffe-eau à la paroi de la cuve. Si se reproduisant dans un système à recirculation, placer un chauffe eau dans le puisard du système.
    Remarque : La maille en plastique empêche adultes de consommer des oeufs.
  3. Femelle de place un et deux mâles a. mexicanus de poisson supérieure à 1 an dans le réservoir. Laisser le poisson s’acclimater pendant 30 min.
  4. Régler la température du radiateur à 24 ° C (ou 1 ° C plus chaude que la température de départ).
  5. Après 24h, augmentez la température de 1 ° C.
  6. Après 24h, augmentez la température de 1 ° C. Vérifier les réservoirs tous les jours pour les oeufs en faisant une lampe de poche dans le fond de la cuve. Retenir le poisson provenant des aliments au cours de cette période de 3 jours.
  7. Si frai n’a pas été induit après 3 jours, éteignez l’appareil et laisser l’eau revenir à température ambiante (RT) avant de passer les poissons à leur réservoir d’origine.

2. l’éclosion des oeufs fécondés

  1. Une fois que les œufs sont identifiés dans un réservoir d’élevage, retirer les adultes et la maille en plastique et réduire l’eau jusqu'à une profondeur de 10 cm à l’aide d’un bol ou une tasse.
    Remarque : Pour estimer le moment de la ponte, utiliser une pipette de transfert pour placer plusieurs oeufs dans une boîte de Pétri et les visualiser avec un stéréomicroscope afin de déterminer l' étape14 et estimer le temps de la fécondation.
  2. Déplacer le réservoir d’une surface de travail pratique et enlever les oeufs opaques ou fèces, laissant seulement les oeufs fertiles, translucides dans le réservoir.
    Remarque : Le nombre de œufs fertiles peut être enregistré en ce moment.
  3. Remplir le réservoir de poissons-prêt de l’eau (voir étape 1.1) et ajouter 6-7 gouttes de bleu de méthylène dans le réservoir, tandis que l’eau se remplit.
    Remarque : La concentration finale de bleu de méthylène est environ 1,5 ppm.
  4. Ajouter un radiateur et le barboteur d’aquarium (attaché à une pompe à air, avec un régulateur) dans le réservoir.
  5. Régler le chauffage à 24 ° C et réglez le régulateur de courant d’air pour produire un léger courant de bulles.
  6. Placez un couvercle sur le réservoir afin de maintenir la température de l’eau.
    Remarque : Les œufs devraient commencer à couver sous 24h de l’époque du frai.

3. transfert des larves écloses à conteneurs du pépinières

  1. Ajouter 20 g de sel (voir documentation) pour 8 L de poisson prête à l’eau (voir étape 1.1) et remuer jusqu'à dissolution. Remplissez chaque récipient de pépinière 1,5 L (voir documentation) avec 1 L de l’eau préparée.
  2. Utiliser une pipette de transfert pour déplacer les larves écloses dans des contenants de pépinière préparés à une densité de 20 poissons par conteneur.
    Remarque : Un projecteur peut être utile pour localiser et transférer les larves écloses.
  3. Après ont sorti toutes les larves écloses visibles, agiter l’eau dans le réservoir en remuant, et/ou soufflant des jets d’eau sur les bords et les coins de la cuve avec la pipette.
    Remarque : Cela contribuera à révéler des larves qui ont été manqués lors de la première passe.
  4. Débarrassez-vous des larves non utilisées à ce stade s’inspirant des directives de l’Office de laboratoire bien-être (OLAW). Ajouter l’hypochlorite de sodium dans le réservoir pour obtenir une concentration finale de 6,15 %. Attendre au moins 5 min avant de verser dans l’évier.
  5. Étiquetez chaque récipient de pépinière avec la date et l’heure de la fécondation. Découvre tous les jours les conteneurs du pépinières et continuer à éliminer toutes les larves mortes.

4. préparation des aliments pour poissons axée sur les rotifères

  1. Voir Table des matières pour plus d’informations sur l’obtention des rotifères. Suivre le protocole référencé afin de mettre en place, maintenir et récolter des rotifères22.
  2. Préparer le poisson alimentaire en ajoutant 3 mL de mélange d’algues (voir Table des matières) pour 1 L de rotifères récoltés. Ce mélange s’ajoutera directement aux conteneurs pépinières comme un approvisionnement alimentaire.

5. alimentation du poisson post-larvaire

  1. Lorsque les poissons sont de 5 jours après la fécondation (dpf), ajouter 3 mL d’aliments pour poissons (préparé à l’étape 4.2) dans chaque conteneur de pépinière. La densité optimale, rotifères devraient être visible en groupes denses aux coins des conteneurs pépinières et moins apparents au centre du conteneur. Ajouter le mélange de rotifère supplémentaires jusqu'à ce que la densité appropriée a été atteint.
  2. Vérifiez les conteneurs par jour pendant la présence des rotifères et en rajouter si la concentration est épuisée. Continuer à éliminer toutes les larves mortes.
  3. Quand les poissons atteignent 14 dpf, déplacez-les vers un réservoir dotée d’un système à recirculation à une densité de 5 poissons par litre d’eau.
    Remarque : Le nombre de survivants des larves de poissons peut être enregistré en ce moment.

6. ensemble-Mont immunohistochimie des post larves de poissons

  1. Enlever post larves de poissons de la diligence voulue de nourriture pendant 24 h en versant le conteneur de pépinière contenant le poisson à travers un nylon mesh passoire et placer la crépine dans un récipient avec de l’eau propre prête à poisson (voir l’étape 1.1).
    Remarque : Il est indispensable d’éliminer tous les aliments. Même de petites quantités d’aliments dans le tube digestif sont auto-fluorescentes et influeront sur l’imagerie.
  2. Recueillir et euthanasier le poisson.
    Remarque : Le protocole d’euthanasie doit suivre les directives OLAW et être approuvé par votre animalier institutionnel et le Comité d’urbanisme. Nous avons noté que tricaïne seul ne pas euthanasier post larves de poissons, et les poissons commencent à se déplacer lorsque transférée de tricaïne fixateur si le poisson n’est pas aussi gardé sur glace.
    1. Préparer la solution de tricaïne dans un bécher en ajoutant 0,4 g de tricaïne-S et 0,8 g de bicarbonate de sodium à 1 L d’eau déionisée et placez-le sur la glace.
    2. Versez de l’eau contenant du poisson à travers un tamis de maille en nylon pour recueillir le poisson. Doucement, plonger la crépine dans la solution de Tricaïne glacée et laissez-le sur la glace pendant 10 min.
  3. Fixer le poisson euthanasié.
    1. Utiliser une pipette de transfert avec une pointe coupée pour transférer les poissons dans un tube conique.
    2. Enlever la solution de Tricaïne avec une pipette de transfert et remplacer par le fixateur. Incuber à bascule.
      NOTE : Temps de fixateur et la fixation doit être déterminé basé sur l’anticorps utilisé. solution de formol 10 % (4 % de formaldéhyde, voir matériaux) durant la nuit à 4 ° C est suffisante pour les anticorps énumérés dans la Table des matières.
      Attention : Le formol est toxique et inflammable. Porter des équipements de protection individuelle (gants, blouse et anti-éclaboussures) et manipuler sous une hotte chimique. Solutions contenant du formol doivent être éliminées comme déchets dangereux.
    3. Utiliser une pipette de transfert pour retirer délicatement le fixateur sans déranger les poissons. Ajouter 3 mL de phosphate buffered saline-triton solution [PBS avec 0,1 % Triton (PBST), voir matériaux] et incuber pendant 15 min à ta avec bascule.
    4. PBST de supprimer et remplacer par PBST fraîche et incuber pendant 15 min. Répétez cela « laver » un délai supplémentaire.
      Remarque : Les poissons peuvent être stockés dans du PBS contenant 0,02 % d’azide de sodium à 4 ° C pendant plusieurs semaines.
  4. Effectuer ensemble monture immunostaining.
    1. Préparer 50 mL de la solution [PB-0.5% Triton X, 0,2 % d’albumine sérique bovine (BSA), 1 % le diméthylsulfoxyde (DMSO), 0,02 % d’azide de sodium 5 % de sérum d’âne] de blocage.
      Attention : L’azoture de Sodium et de DMSO sont toxiques. Les équipements de protection individuelle (gants, blouse et anti-éclaboussures) doivent être utilisé lors de la manipulation. Toutes les solutions doivent être éliminées comme déchets dangereux.
    2. Utiliser une pipette de transfert pour transférer le poisson dans un flacon en verre de 4 mL avec bouchon bouchon vissé. Utiliser une pipette de transfert pour enlever le PBST et ajouter 3 mL de solution de blocage. Incuber pendant 1 heure à ta avec bascule.
    3. Utiliser une pipette de transfert pour enlever la solution de blocage et ajoutez l’anticorps primaire dilué en bloquant la solution. Incuber une nuit à température ambiante en agitant.
      NOTE : par exemple, ajouter de dilution de 1/250 d’anti-HuC/HuD Neuronal anticorps Monoclonal de souris protéine (voir Table des matières pour obtenir une liste des anticorps qui ont été utilisés avec succès chez a. mexicanus). Un jeu de poissons avec aucun anticorps primaire ajoutés doit être inscrits à cette étape. Volume d’anticorps devrait être suffisant pour couvrir le poisson et laisser pour l’agitation.
    4. Laver le poisson 3 fois avec PBST comme indiqué au point 6.3.4. Remplacer le PBST avec anticorps secondaire dilué en bloquant la solution et incuber une nuit à RT avec agitation.
      Remarque : Les concentrations optimales anticorps primaires et secondaires, le temps d’incubation et température d’incubation doivent être déterminées pour chaque anticorps. Nuit à RT a été efficace pour les anticorps répertoriés dans la Table des matières.
    5. Laver le poisson 3 fois avec PBST, avec chaque lavage une durée de 15 min comme indiqué au point 6.3.4.
    6. Transférer le poisson à PBS pour le stockage à court terme avant de procéder à la dissection, montage, ou la découpe du poisson.

Representative Results

Le tableau 1 indique le succès pendant un an d’élevage de poissons de surface et agassizii – Tinaja, Molino et Pachón en citernes de reproduction statique. Surface et Pachón fraye avec des embryons fertilisés produits toujours éclos larves, alors que Molino et – Tinaja ont échoué de temps en temps (2/6 et 2/18 frai n’a pas produit les larves écloses, respectivement). Il y a variation dans la taille des couvées qui ne semble pas être attribuée à l’âge du poisson parent. Le tableau 2 indique le nombre total de larves résultant de certains des événements frai et l’âge des poissons parent. En général, nous avons constaté que les poissons de surface produisent le plus grand nombre de larves par spawn (moyenne ± 1 550 894, n = 5), suivie par Pachón (en moyenne ± 879 680, n = 6), – Tinaja (moyenne ± 570 373, n = 11) et Molino (moyenne ± 386 276, n = 3). Le nombre de larves produites est généralement plus que sont requises par l’expérience ou pour la croissance des adultes. Généralement, nous avons mis en place 6-18 conteneurs de pépinière (larves de 120-360) et euthanasier les autres poissons.

Pour mesurer le succès du protocole de pépinière, nous avons enregistré le nombre de larves écloses et survivant post-larvaire poissons des événements à succès reproducteurs. Le tableau 3 montre les données de 1 mois d’élevage en cuves à circulation et comprend le nombre de larves transféré dans des conteneurs de pépinière qui a survécu à 14 dpf. Au cours de ce mois, le taux de survie variait entre 41-81 %, résultant en 65-293 poisson disponible pour habitants, dans des expériences ou croissance en adultes.

Pour déterminer si l’ensemble monture immunostaining est couronnée de succès, nous avons comparé la fluorescence des échantillons incubées avec l’anticorps primaire à celles incubées avec l’anticorps secondaire uniquement. Le signal fluorescent n’est visible dans les poissons incubées avec l’anticorps primaire. Nous avons utilisé ce protocole pour étiqueter les neurones10 (Figure 1) et les cellules pancréatiques6 stades jusqu'à 12,5 dpf dans les deux surface et cave morphotypes avec succès.

Figure 1
Figure 1 : neurone étiquetage. Entier-montez immunostaining des a. mexicanus. Image de 12,5 dpf poissons de surface (un) et Pachón agassizii (b). Image de la région du milieu du corps [éclos contour jaune montré en (a) et (b)] des poissons de surface (c) et Pachón agassizii (d) colorées avec des anticorps pan-neuronale (Hu). (e), Confocal image d’une région de neurones entériques montrant intestin de poissons de surface (Hu) et leurs projections (acétylée tubuline). Pour cette image, l’intestin a été disséqué dehors et monté dans un milieu contenant DAPI pour souiller les noyaux. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

population tente frai embrayages
surface 94 23 23
Molino 110 6 4
Pachón 167 13 13
– Tinaja 242 18 16

Tableau 1 : sommaire des données d’une année d’élevage A. mexicanus en citernes statiques. Nombre de reproducteurs tente, résultant d’événements, de frai et numéro du frai qui produit éclore les larves.

population âge de la mère larves écloses
surface 1 an 989
surface 1 an 1050
surface 3 ans 2214
surface 3 ans 432
surface 3 ans 1768
surface 4 ans 2852
Pachón 1 an 1194
Pachón 1 an 1933
Pachón 1,5 ans 371
Pachón 3 ans 480
Pachón 4 ans 1190
Pachón 4 ans 110
– Tinaja 9 mois 259
– Tinaja 9 mois 253
– Tinaja 10 mois 1100
– Tinaja 11 mois 857
– Tinaja 1 an 713
– Tinaja 1 an 853
– Tinaja 1 an 542
– Tinaja 1,5 ans 360
– Tinaja 1,5 ans 58
– Tinaja 1,5 ans 1100
– Tinaja 4 ans 185
Molino 2,5 ans 460
Molino 2,5 ans 619
Molino 3 ans 81

Tableau 2 : approximative âge des femelles et le nombre de larves écloses d’épreuves individuelles de frai des populations indiquées de A. mexicanus.

population tente frai embrayages taille de l’embrayage larves transférés à tasses de pépinière les larves de poissons à 14dpf survie (%)
surface 4 3 2 576 & 1728 360 174 48
Molino 4 2 1 228 159 65 41
– Tinaja 4 1 1 1952 175 93 53
Pachón 4 1 1 1696 360 293 81

Tableau 3 : sommaire des données d’un mois d’élevage a. mexicanus dans un système de recirculation et d’élever les larves. Nombre de tentatives, résultant de la reproduction frai, embrayages qui produit les larves écloses, nombre moyen de larves par couvée, larves transférés aux conteneurs de pépinière et des larves de poissons présents dans les conteneurs du pépinières après 14 jours.

Discussion

En comparant l’activité des gènes entre surface et grotte a. mexicanus nécessite environnement soigneusement contrôlées et méthodes qui peuvent être répliqués à travers des laboratoires. Notre protocole pour élever a. mexicanus fournit contenu nutritionnel conforme au cours du développement post-larvaire. Suite à ce régime alimentaire, la fonction du gène peut être comparée avec confiance entre les populations qui utilisent le protocole d’immunohistochemistry robuste que nous présentons. Ici nous discutons de l’importance de cette méthode ainsi que ses limites et les futures applications.

Pour atteindre la même densité de croissance, nous avons constaté que les larves de poissons peuvent être déclenchés sans recirculation de l’eau pendant deux semaines dans des récipients de 1,5 L à un régime de rotifères. Ce protocole peut également servir pour la pisciculture sur un système de recirculation ; Toutefois, les rotifères doivent être ajoutés tous les jours pour compenser ceux perdus par l’intermédiaire de l’écoulement du réservoir. Nauplies d’artémias fraîchement éclos sont couramment utilisés comme source de nourriture en aquaculture, mais nous avons trouvé que l’utilisation des rotifères a des avantages considérables, y compris : réduit les prix, amélioration de biosécurité, nutrition cohérente et meilleure qualité de l’eau (voir ci-dessous).

Tout d’abord, le coût hebdomadaire en consommables est de 4 dollars pour les rotifères, comparées à 14 dollars pour Artemia. Concernant la biosécurité, les rotifères sont élevés en laboratoire dans des conditions contrôlées, tandis que Artemia sont prélevés dans la nature et sous réserve de variation naturelle microbienne ou pathogène sommaire23. En outre, la composition en éléments nutritifs des nauplii d’Artemia sont déterminés pour l’environnement et par conséquent incompatible. Nauplius prospèrent sur leurs propres réserves énergétiques après l’éclosion ; ils perdent rapidement valeur nutritive qu’ils développent et optimale doivent être communiquées aux poissons en quelques heures. Artemia commence à se nourrir à la maison 12 après l’éclosion, soit la première fois qu’ils pouvaient s’enrichir sur le plan nutritionnel ; Cependant, à ce stade, ils sont devenus trop grands pour 5 poissons dpf à consommer. En comparaison, rotifères nourrissent continuellement de micro-algues marines aboutissant à haute teneur en éléments nutritifs quel que soit le moment où les rotifères sont récoltées. Rotifères sont beaucoup plus petits que les nauplius de Artmeia (160 vs 400 microns), ce qui les rend plus facile pour les poissons à capturer et à avaler. Agassizii et post-larvaire poissons de surface consomme des quantités similaires, ce qui laisse supposer aucune différence de préférence ou de la capacité de capturer les rotifères10les rotifères.

Enfin, nauplii d’Artemia commencent à mourir dans l’eau douce, plusieurs heures après avoir été présenté. Nauplius non consommés décroîtra, diminution rapide de la qualité de l’eau s’ils ne sont pas supprimés manuellement. Enlever les morts Artemia est fastidieux et dangereux pour post larves de poissons qui ne sont pas beaucoup plus grand que Artemia et peuvent être accidentellement supprimé ou blessés. Les rotifères peuvent vivre indéfiniment dans les conteneurs du pépinières et fournir de la nourriture pour les poissons en permanence sans impacter significativement les qualité de l’eau.

Alors qu’à l’aide de rotifères comme une source de nourriture a des avantages considérables, pour maintenir les algues stock, rotifère doit être ajouté pour le système de culture tous les jours. Ceci peut être réalisé avec un chargeur automatique qui distribue des algues liquides dans le récipient de culture de rotifères (voir Table des matières). Les rotifères doivent également être récoltés de ce set-up toutes les 24-48 heures pour maintenir la santé de la culture. Les chercheurs qui se reproduisent les poissons très rarement (une fois par an, par exemple) et ne sont pas chargés de faire des comparaisons entre les populations à l’état larvaire peuvent préférer Artemia comme source de nourriture, étant donné que les embryons enkystés peuvent être mis à couver à tout moment.

Nous vous recommandons de suivre le nombre de larves écloses et survivants à surveiller le succès de l’éclosion et la croissance. Si la plupart des embryons ou des larves meurt, il peut être due à la contamination bactérienne ou fongique. Il est recommandé de surveiller la qualité de l’eau de l’eau prête à poissons et stériliser tout équipement avec l’éthanol à 70 %. Conteneurs du pépinières peuvent être réutilisées après que qu’ils sont nettoyés et stérilisés. Pour minimiser le risque de maladie, il est également essentiel de supprimer n’importe quel poisson mort les conteneurs du pépinières et pas ajouter des rotifères avant dpf 5, lorsque les poissons commencent à manger.

A. mexicanus sont sexuellement matures à environ un an. Il s’agit d’une limitation pour la production transgénique a. mexicanus comparée à Danio rerio (poisson zèbre) qui sont capables de se reproduire à 10-12 semaines24. L’immunohistochimie (IHC) est une méthode alternative pour étudier l’expression des gènes et la localisation des protéines. Le protocole décrit ici peut être adapté à chaque étape et pour détecter les antigènes dans n’importe quel tissu d’intérêt. Il est important de noter, toutefois, que certains tissus peuvent être plus difficiles à visualiser en poissons de surface en raison de la pigmentation (une barrière qui n’existe pas en non pigmentées agassizii), qui peuvent influer sur l’interprétation des études comparatives. Pour résoudre ce problème potentiel, pigment de poissons de surface peut être blanchi après fixation à l’aide de peroxyde d’hydrogène 3 %.

IHC nécessite la fixation du tissu réussie, blocage et la pénétration de l’anticorps. Méthodes pour chacun varient selon le tissu et la protéine d’intérêt. La fois fixateur et fixation doit préserver l’architecture cellulaire tout en conservant l’épitope d’antigène. Pour ce protocole, nous utiliser un fixateur de réticulation (paraformaldéhyde) et omettre un fixateur de dénaturation (comme le méthanol ou l’acétone). Nous avons trouvé que l’incubation dans de l’acétone diminuée signal d’anticorps pour les marqueurs neurones et pancréatiques. L’étape de blocage est indispensable pour éviter des anticorps de se lier aux protéines non visés dans les tissus. Cette méthode utilise une combinaison de sérum normal (5 %) et de la BSA (0,2 %) dans la solution de blocage. La solution de blocage contient des anticorps et des protéines qui se lient aux sites réactifs sur les protéines dans les tissus, diminuant la liaison non spécifique de l’anticorps primaires et secondaires.

Pour obtenir une pénétration anticorps, le tissu doit être perméabilisé. Ceci peut être réalisé avec des détergents ou solvants dénaturation mais doit être optimisée afin de préserver l’épitope d’antigène. Notre protocole utilise une combinaison de Triton et diméthylsulfoxyde (DMSO). Triton et DMSO sont inclus pendant les étapes de l’incubation de blocage et d’anticorps à des concentrations de 0,5 % et 1 %, respectivement. À l’aide de cette concentration, nous avons observé une coloration dans le cerveau, pancréas, intestin et muscle, suggérant qu’il est susceptible de compter pour la pénétration de tous les tissus. La taille des poissons peut-être également influencer la pénétration. Ce protocole n’a pas été testé sur les poissons qui sont supérieurs à 14 jours (environ 7 mm de longueur). Pour résoudre les problèmes de coloration, il est recommandé de modifier les étapes de pénétration de la fixation, le blocage et anticorps. Il est également important d’examiner la conservation de la séquence de l’immunogène avec la protéine a. mexicanus d’intérêt en utilisant le génome disponible25.

A. mexicanus est un excellent modèle pour analyser l’évolution que les populations de la même espèce qui ont évolué dans des environnements radicalement différents peuvent être comparées directement en laboratoire. Des protocoles standard de l’élevage, au sein et entre les laboratoires, sont essentiels à la compréhension des différences biologiques entre les poissons de surface et poulsoni. Notre article fournit une méthode pour examiner le développement et l’activité des gènes chez les poissons post-larvaire exposés aux paramètres d’une croissance constante.

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par des subventions de la National Institutes of Health [HD089934, DK108495].

Materials

Name Company Catalog Number Comments
methylene blue Kordon B016CBHZUS antifungal
heater Finnex 4711457836017 100W Digital Control Heater
airstone Lee's Aquarium & Pet Products 10838125202 disposable air stone
salt Instant Ocean 51378014021 Sea Salt
nursery container IPC 21545-002 40 oz or 1.5 L clear containers
transfer pipette VWR 414004-002 plastic bulb pipettes
compact culture system(CCS) starter kit with Brachionus plicatilis (L-type) rotifers Reed Mariculture na fish food
RGcomplete APBreed 817656016572 32 oz bottle of rotifer food
Programmable Auto Dosing Pump DP-4 Jebao DP-4 automatic feeder for rotifers
Tricane-S Western Chemical MS 222 fish anesthetic
sodium bicarbonate Sigma-Aldrich S5761-500G for tricane solution
nylon mesh strainer HIC (Harold Import Co.) 735343476235 3-inch diameter
Formalin solution, neutral buffered, 10% Sigma-Aldrich HT501128-4L fixative
10X PBS Invitrogen AM9625 buffer, dilute to 1X using distilled water
Triton-x 100 Sigma-Aldrich T8787-250ML detergent
sodium azide Sigma-Aldrich S2002-25G anti-bacterial
bovine serum albumin Sigma-Aldrich A9647-100G blocking reagent
glass vial with screw-top cap 4mL Wheaton 224742 staining vial
plastic mesh screen for breeding tank Pentair N1670 Cut into a rectangle 6mm larger on all edges than the dimensions of the bottom of the breeding tank. Cut a 6mm square from each corner of the rectangle. Bend the edges of the screen down along all four edges.Place a pair of 6mm vinyl-coated disk magnets on either side (top and bottom) of the mesh on each corner. The screen should be as snug as possible to the sides of the tank. The screen can be removed from the tank with a metal fish net.
vinyl-coated disk magnets Kjmagnets D84PC-AST
New Life Spectrum Thera-A pellet fish food New Life International na Adult fish food. A list of retailers for this product is available on the company website
Antibodies
insulin antibody from guinea pig Dako A0564 1:200
glucagon antibody from sheep Abcam ab36215 1:200
acetylated tubulin antibody from mouse Sigma T6793 1:500
HuD/HuC antibody from mouse Life Technologies A-21271 1:500
nitric oxide synthase (nNOS) antibody from rabbit Abcam ab106417 5μg/mL
choline acetyltransferase (ChAT) from rabbit Abcam ab178850 1:2000
seratonin (5HT) from rabbit Immunostar 20080 1:500

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References

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Élever le tétra aveugle <em>Astyanax mexicanus</em> pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie
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Riddle, M., Martineau, B., Peavey, M., Tabin, C. Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (142), e58972, doi:10.3791/58972 (2018).More

Riddle, M., Martineau, B., Peavey, M., Tabin, C. Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (142), e58972, doi:10.3791/58972 (2018).

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