Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Genetics

Повышение мексиканской Tetra Астианакт гракл для анализа Post-larval фенотипов и целом гора иммуногистохимии

doi: 10.3791/58972 Published: December 28, 2018

Summary

В этом протоколе мы продемонстрировать как породы Астианакт гракл взрослых, поднять личинки и выполнять целом гора иммуногистохимия на пост личинок рыб для сравнения фенотипов поверхности и пещера Морфотипы.

Abstract

Реки и пещеры адаптированных популяций Астианакт гракл показывают различия в морфологии, физиологии и поведения. Исследования сосредоточены на сравнении взрослых форм выявило генетическую основу некоторых из этих различий. Меньше известно о отличиях населения на пост личиночных стадиях (в начале кормления). Такие исследования могут обеспечить проницательность в как cavefish выжить до зрелого возраста в их естественной среде. Методы для сравнения развития после личинок в лаборатории требуют стандартизированных аквакультуры и кормления режимов. Здесь мы опишем, как привлечь рыбу на диете коловраток питательн-богатые люди в воде циркуляционные для до двух недель пост оплодотворения. Мы продемонстрируем собирать после личинок рыб из этого питомника системы и выполнять иммуноокрашивания целом гора. Иммуноокрашивания является привлекательной альтернативой трансген выражение анализа для изучения развития и функции гена в A. гракл. Питомник метод может также использоваться как стандартный протокол для установления соответствия плотности населения для роста в взрослых.

Introduction

Мексиканский тетра, гракл Астианакт, является один вид рыб, который существует как река жилого популяций (поверхности рыбы) и ряд местонахождения троглофильных населения (cavefish) с именем пещеры, которые они населяют (т.е. Tinaja, Молино, Pachón). Растущее количество исследователей используют A. гракл расследовать генетические и развития основы поведенческих1,2,3,4, метаболические5,6 ,,78и морфологической эволюции9,10,11. Имеющиеся ресурсы для исследования A. гракл включают последовательности и аннотированный генома12; транскриптом13; развития промежуточной таблице14; методы для разведения15,16,17, создавая мутация18, и редактирования генов19. Распространение дополнительных инструментов и обновленные стандартные протоколы ускорит рост cavefish научно-исследовательского сообщества (см. Этот методы сбора20).

Наша цель – чтобы добавить существующие Справочника инструментов, обеспечивая надежный метод оценки гена деятельность на местах в постсоветском личиночной A. гракл, в аналогии между лабораториями. Есть две проблемы для достижения этой цели. Во-первых существует необходимость для стандартизированных режимов для штриховки и разведение рыбы между лабораториями, как различия в параметрах, таких как питание и плотность влияют на рост и созревание, таким образом влияющие на активность гена. Во-вторых существует необходимость для метода стандартизированных еще адаптированы для изучения моделей активности генов в постсоветском личинок рыб. Мы эти вопросы здесь, создания стандартной практики для разведение рыбы на пост личиночной стадии и внедрения надежной иммуногистохимия целом гора (IHC) протокол для оценки экспрессии генов в A. гракл.

Мы сначала продемонстрировать как развести рыбу через естественный нерест и идентифицировать оплодотворенных яиц. Описано далее, как Люк оплодотворенных яиц (личинки) и перенести их в питомник контейнеров, где они поддерживаются на плотность 20 рыб в контейнере в течение двух недель без рециркуляции или меняя воду. В 5-дневный пост оплодотворение рыба разработали после личиночной стадии (не имеющих желток питания) и предоставляются кормили водоросли Brachionus складчатое (коловраток) в качестве источника пищи питательн-богатые люди, которые не требуют ежедневного пополнения. Этот метод обеспечивает стабильный рост параметры для развития личинок и пост личинок.

Для оценки функции гена, мы демонстрируем как удалить рыбы из питомника контейнеров и выполнять IHC целом гора. IHC метод представил заимствован из протоколов, разработанных для использования с данио рерио21 и эффективна для изучения антигены во всех тканях A. гракл испытания, включая мозг, кишечника и поджелудочной железы. IHC является более быстрой альтернативой создания трансгенных животных для изучения экспрессии генов и белков локализации. Этот протокол будет полезным для исследований, направленных на рост A. гракл и сравнивая фенотипов поверхности рыбы и cavefish на пост личиночных стадиях.

Protocol

Процедуры, описанные в этот протокол были одобрены институциональный уход животных и использование Комитет (IACUC) при Гарвардской медицинской школе.

1. Разведение

Примечание: Существует несколько опубликованных методов для разведения15,16,17,20 , которые также могут быть использованы на этот шаг. Перед селекции, взрослых рыб ведутся на 10:14 свет: темные цикла при 23 ° C и откармливаются Пелле (см. таблица материалов) один раз в день. Рыбы могут быть разводят в рециркуляционные системы с механической фильтрации и УФ стерилизации. Разведение также может быть достигнуто в статические (без рециркуляции) танков, но рыбы не следует оставлять в статической танк для более чем 3 дней, как быстро ухудшает качество воды.

  1. Заполнить бак 5 gal с водой рыбы готовые (дехлорированию воды, с учетом: рН = 7.1 + / 2, проводимость = 900 + / 150 мкс, температура = 23 ° C).
  2. Поставить пластиковые сетки (см. материалы) в нижней части бака. Если разведение в статических танков, аффикс подогреватель воды в сторону танка. Если разведение в системе рециркуляции, место подогреватель воды в колодце системы.
    Примечание: Пластиковая сетка препятствует взрослых потребления яиц.
  3. Место одна женщина и два мужчины A. гракл рыбы более чем 1 год в бак. Разрешить рыбу, чтобы акклиматизироваться на 30 мин.
  4. Установите температуру нагревателя до 24 ° C (или 1 ° C теплее, чем стартовой температуры).
  5. После 24 часов повышение температуры на 1 ° C.
  6. После 24 часов повышение температуры на 1 ° C. Проверьте танков ежедневно для яиц, светит фонариком в нижней части бака. Удержать рыбу от пищи в этот 3-дневный период.
  7. Если нереста не индуцированных после 3 дней, выключите прибор и дайте воде вернуться к комнатной температуре (RT) до переезда рыбы в их оригинального танка.

2. Кроме того, штриховку оплодотворенные яйца

  1. После того, как яйца определены в баке размножения, удалите взрослых и пластиковые сетки и уменьшить воду на глубину до 10 см, с помощью стакан или чашку.
    Примечание: Чтобы оценить время нереста, используйте передачи пипетку поместить несколько яиц в чашку Петри и просматривать их с стереомикроскопом для определения стадии14 и оценить время оплодотворения.
  2. Переместить танк удобную рабочую поверхность и удалите все непрозрачные яйца или калом, оставляя только полупрозрачные, плодородные яйца в баке.
    Примечание: В это время может быть записано количество оплодотворенных яиц.
  3. Заполните бак с рыбы готовые воды (см. шаг 1.1) и добавить 6-7 капель метиленового синего в бак, как вода наполняет.
    Примечание: Конечная концентрация метиленовым синим — примерно 1,5 ppm.
  4. Добавьте нагреватель и барботер аквариум (прилагается к воздушный насос, с регулятором) в бак.
  5. Установите обогреватель до 24 ° C и Отрегулируйте регулятор airstream производить нежный поток пузырьков.
  6. Поместите крышку на баке, чтобы помочь поддерживать температуру воды.
    Примечание: Яйца следует начать штриховки в течение 24 часов время нереста.

3. Передача вылупившиеся личинки питомник контейнеров

  1. Добавить 20 г соли (см. материалы) до 8 L рыбы готовые воды (см. шаг 1.1) и перемешать до растворения. Заполните каждый контейнер питомник 1,5 Л (см. материалы) с 1 Л подготовленной воды.
  2. Используйте передачу пипетки для перемещения вылупившиеся личинки в подготовленных питомник контейнеры на плотность 20 рыб в контейнере.
    Примечание: Фара может быть полезным для обнаружения и передачи вылупившиеся личинки.
  3. После того, как были удалены все видимые вылупившиеся личинки, агитируйте воду в баке, помешивая, и/или пенообразующих струи воды в края и углы танка с пипеткой.
    Примечание: Это поможет выявить личинки, которые были упущены на первом проходе.
  4. Распоряжаться неиспользуемых личинок на данном этапе, с использованием руководящих принципов управления лаборатории благосостояния (OLAW). Добавьте гипохлорита натрия в бак для достижения окончательного 6,15% концентрации. Подождите по крайней мере 5 минут перед льется в раковину.
  5. Этикетке каждого контейнера питомник с указанием даты и время оплодотворения. Просмотреть контейнеры питомник ежедневно и продолжить удаление любых погибших личинок.

4. Подготовка на основе коловратки рыб

  1. Посмотреть Таблицу материалы информацию о получении коловраток. Выполните указанный протокол к устанавливать, поддерживать и урожай коловраток22.
  2. Подготовить рыбу пищи, добавив 3 мл смеси водорослей (см. Таблицу материалы) до 1 Л заготовленной коловраток. Эта смесь добавляется непосредственно в питомнике контейнеры снабжения продовольствием.

5. питание после личинок рыб

  1. Когда рыба что 5 дней после оплодотворения (dpf), добавьте 3 мл корма для рыб (подготовленных на шаге 4.2) для каждого контейнера, питомник. При оптимальной плотности коловраток должны быть видны в плотных группах на углах контейнеров, питомник и менее очевидными в центре контейнера. Добавьте дополнительные коловратки смесь, пока не будет достигнуто соответствующей плотности.
  2. Проверка контейнеров ежедневно на наличие коловраток и добавить больше, если концентрация получает истощены. Продолжить удаление любых погибших личинок.
  3. Когда рыбы достигают 14 dpf, переместите их в бак, подходят с системой рециркуляции на плотности 5 рыб/л воды.
    Примечание: Количество выживших после личинок рыб могут быть записаны в это время.

6. всего гора иммуногистохимия пост личинок рыб

  1. Удалить после личинок рыб желаемого этапа от пищи в течение 24 ч, поливая питомник контейнер, содержащий рыбу через нейлон сетки сито и размещение ситечко в контейнер с водой чистой рыбы готовые (см. шаг 1.1).
    Примечание: Важно, чтобы удалить все питание. Даже небольшое количество пищи в кишечнике авто люминесцентные и будут влиять на изображение.
  2. Собирать и усыпить рыбы.
    Примечание: Протокол эвтаназии должны следовать руководящим принципам OLAW и утвердил свой институциональный уход животных и использования Комитетом. Мы отметили, что tricaine только не усыпить пост личинок рыб и рыб начинают двигаться при передаче из tricaine фиксатором если рыба не также хранятся на льду.
    1. Готовят раствор tricaine в стакан, добавляя 0.4 g tricaine-S и 0,8 г бикарбоната натрия 1 Л деионизированной воды и поместите его на льду.
    2. Залейте водой, содержащей рыбы через сетчатый нейлон собирать рыбу. Аккуратно погружаться ситечко в ледяной решения Tricaine и оставить его на льду за 10 мин.
  3. Исправьте Усыпленных рыбы.
    1. Используйте передачу пипетки с наконечником, вырезать для передачи рыбы Конические трубки.
    2. Удаление решения Tricaine с передачей пипетки и Замените фиксатор. Проинкубируйте с качания.
      Примечание: Фиксатор и фиксация времени должен определяться на основании антитела, используемые. 10% раствор формалина (4% формальдегида, просмотреть материалы) на ночь при 4 ° C для антител, перечисленных в Таблица материалов.
      Предупреждение: Формалин токсичными и легковоспламеняющимися. Носить средства индивидуальной защиты (перчатки, лаборатории пальто и всплеск очки) и обрабатывать в химические вытяжки. Растворы, содержащие формалин должны удаляться как опасные отходы.
    3. Используйте передачу пипетки для осторожно снимите фиксатор не нарушая рыбы. Добавить 3 мл фосфата буфер солевой раствор Тритон решение [PBS с 0.1% Тритон (PBST), смотрите материалы] и Инкубируйте 15 мин на RT с качания.
    4. Удаление PBST и замените свежим PBST и инкубировать на 15 мин повторить это «стирка» одно дополнительное время.
      Примечание: Рыба может храниться в PBS, содержащие азид натрия 0,02% при температуре 4 ° C на несколько недель.
  4. Выполните иммуноокрашивания целом гора.
    1. Подготовка 50 мл блокирования решения [PB-0.5% Тритон X, 0,2% бычьим сывороточным альбумином (БСА), 1% диметилсульфоксида (ДМСО), азид натрия 0,02%, 5% сыворотки осел].
      Предупреждение: Азид натрия и ДМСО являются токсичными. Средства индивидуальной защиты (перчатки, лаборатории пальто и всплеск очки) должны использоваться при обработке. Любые решения должны удаляться как опасные отходы.
    2. Используйте передачу пипетки для передачи рыбы 4 мл стеклянный флакон с винтом верхней крышкой. Использование пипетки передачи для удаления PBST и добавить 3 мл, преграждая разрешение. Инкубируйте 1 час на RT с качания.
    3. Использование пипетки передачи Удалить блокирующий решение и добавить основное антитело, разбавленный преграждая разрешение. Инкубируйте на ночь при комнатной температуре с перемешиванием.
      Примечание: К примеру, добавить разведение 1: 250 анти ЮК/HuD нейрональных белков мыши моноклональные антитела (см. Таблицу материалы список антител, которые были успешно использованы в A. гракл). Набор рыб с не основное антитело добавил должны быть включены на этом шаге. Количество антител должно быть достаточно для покрытия рыбы и агитации.
    4. Промойте рыбу 3 раза с PBST, как описано в шаге 6.3.4. Замените PBST на вторичные антитела, разбавленный преграждая разрешение и Инкубируйте на ночь на RT с перемешиванием.
      Примечание: Концентрации оптимальных первичных и вторичных антител, время инкубации и температуры инкубации должна определяться для каждого антитела. Ночевка в РТ было эффективным для антител, перечисленных в Таблице материалов.
    5. Промойте рыбу 3 раза с PBST, с каждого мытья, продолжительностью 15 мин, как описано в шаге 6.3.4.
    6. Передача рыбы в PBS для краткосрочного хранения перед рассечения, монтаж, или секционирование рыбы.

Representative Results

Таблица 1 показывает успех в течение одного года размножения поверхности рыбы и Tinaja, Молино и Pachón cavefish в цистернах статических размножения. Поверхность и Pachón нерестится с оплодотворенной всегда зародышей вылупились личинки, в то время как Molino и Tinaja были неудачными, некоторое время (2/6 и 2/18, нереста события не производят вылупившиеся личинки, соответственно). Есть различия в размере сцепления, как представляется, не объяснить возраст рыбы родительского. Таблица 2 показывает общее количество вылупившиеся личинки, результатом некоторых из нереста событий и возраст рыбы родительского. В целом, мы обнаружили, что поверхности рыбы производят наибольшее количество личинок на икру (средняя 1550 ± 894, n = 5), а затем Pachón (средняя 879 ± 680, n = 6), Tinaja (среднее ± 570 373, n = 11) и Молино (средняя 386 ± 276, n = 3). Количество личинок производится обычно больше, чем необходимо на эксперимент или для роста в взрослых. Мы обычно созданы 6-18 питомник контейнеры (120-360 личинки) и усыпить оставшихся рыбы.

Чтобы измерить успех Протокола питомника мы записали количество вылупившиеся личинки и выживших после личинок рыб от успешного нереста событий. Таблица 3 показывает данные от 1 месяца разводить в рециркуляционных танков и включает в себя количество личинок, переданы питомник контейнеры, которые дошли до 14 dpf. В течение этого месяца выживаемость варьировались от 41-81%, что приводит к 65-293 рыбы доступны на населения для экспериментов или роста в взрослых.

Чтобы определить, если иммуноокрашивания целом гора является успешным, мы сравнили флуоресценции образцы инкубировали с основное антитело для тех, кто инкубировали с вторичное антитело только. Флуоресцентного сигнала видна только в рыбе, инкубировали с основное антитело. Мы использовали этот протокол для успешно нейронов10 (рис. 1) и клеток поджелудочной железы6 label на этапах до 12,5 dpf в обе поверхности и пещера Морфотипы.

Figure 1
Рисунок 1: маркировка нейрон. Целом гора иммуноокрашивания из A. гракл. Изображение 12,5 dpf поверхности рыбы () и Pachón cavefish (b). Изображение области середине тела [насиженным желтой канве, показано в (a) и (b)] поверхности рыбы (c) и Pachón cavefish (d) окрашенных с Пан нейронов антитела (Ху). (e) Confocal образ региона поверхности рыбы кишки показаны кишечных нейронов (Ху) и их прогнозов (ацетилированный тубулин). Для этого изображения кишечника был расчлененный и монтируется в среде, содержащей DAPI пятно ядер. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

населения попытки нереста события муфты
поверхность 94 23 23
Molino 110 6 4
Pachón 167 13 13
Tinaja 242 18 16

Таблица 1: резюме данных из одного года селекции A. гракл в статических танков. Количество размножения попыток, нереста события, в результате и количество нереста события, которые произведены вылупившихся личинок.

населения возраст родителей Вылупившиеся личинки
поверхность 1 год 989
поверхность 1 год 1050
поверхность 3-х лет 2214
поверхность 3-х лет 432
поверхность 3-х лет 1768
поверхность 4 лет 2852
Pachón 1 год 1194
Pachón 1 год 1933
Pachón 1.5 года 371
Pachón 3-х лет 480
Pachón 4 лет 1190
Pachón 4 лет 110
Tinaja 9 месяцев 259
Tinaja 9 месяцев 253
Tinaja 10 месяцев 1100
Tinaja 11 месяцев 857
Tinaja 1 год 713
Tinaja 1 год 853
Tinaja 1 год 542
Tinaja 1.5 года 360
Tinaja 1.5 года 58
Tinaja 1.5 года 1100
Tinaja 4 лет 185
Molino 2,5 года 460
Molino 2,5 года 619
Molino 3-х лет 81

Таблица 2: приблизительная женский возраст и количество вылупившиеся личинки из отдельных нереста событий из указанных населения A. гракл.

населения попытки нереста события муфты Размер муфты Личинки переданы питомник чашки После личинок рыб на 14dpf выживание (%)
поверхность 4 3 2 576 и 1728 360 174 48
Molino 4 2 1 228 159 65 41
Tinaja 4 1 1 1952 175 93 53
Pachón 4 1 1 1696 360 293 81

Таблица 3: сводка данных из одного месяца племенных A. гракл рециркуляционные системы и повышение личинки. Количество разведение попытки, в результате чего нереста события, муфты, производимых вылупившиеся личинки, среднее количество личинок за сцепление, личинки, переданы в питомник контейнеров и пост личинок рыб находящихся в контейнерах питомник после 14 дней.

Discussion

Сравнивая активность генов между поверхностью и пещера A. гракл требует тщательно контролируемых параметров окружающей среды и методов, которые могут реплицироваться лаборатории. Наш протокол для повышения A. гракл обеспечивает последовательное питательности во время развития после личинок. После этого режима кормления функции гена можно уверенно сравнить между населением, с использованием протокола надежные иммуногистохимии, которую мы представляем. Здесь мы обсуждаем значение этого метода, а также его ограничения и будущих приложений.

Для достижения соответствия плотности роста, мы обнаружили, что пост личинок рыб может быть поднят без рециркуляции воды на две недели в 1,5 Л контейнеров на диете коловраток. Этот протокол также может использоваться для повышения рыбы на систему рециркуляции; Однако коловраток необходимо добавить ежедневно компенсации для тех, кто потерял через отток танк. Только что вылупившихся науплий артемии обычно используются в качестве источника пищи в аквакультуре, но мы обнаружили, что использование коловраток имеет значительные преимущества, в том числе: снижена цена, совершенствование биозащиты, последовательного питания и улучшения качества воды (см. ниже).

Во-первых Недельная стоимость в расходных материалов составляет 4 долларов для коловраток, по сравнению с 14 долларов для артемии. Что касается биологической безопасности, коловраток выращиваются в лаборатории в контролируемых условиях, в то время как артемии собраны из дикой природы и естественной видоизменяться в микробной или патогена содержание23. Кроме того питательный состав науплий артемии экологически решимости и поэтому непоследовательными. Хитиновой процветают на их собственные магазины энергии после вылупления; они быстро теряют питательную ценность, как они развивают и оптимально должны подаваться с рыбой в течение нескольких часов. Артемия начать кормление в 12 доме после вылупления, представляющие в первый раз, что они могут обогащаться питательно; Однако на этом этапе они стали слишком большими для 5 dpf рыбы, чтобы потреблять. В сравнении коловраток непрерывно питаются морских водорослей, что приводит к высоким содержание питательных веществ, независимо от того, когда собирают коловраток. Коловраток гораздо меньше, чем Artmeia хитиновой (160 - 400 мкм), что делает их легче для рыбы, чтобы захватить и глотать. После личиночной поверхности рыбы и cavefish потребляют коловраток в аналогичных количествах, предполагая никакой разницы в предпочтения или возможность захвата коловраток10.

Наконец науплий артемии начинают умирать в пресной воде несколько часов после того. Недоеденные хитиновой будет распадаться, стремительно уменьшается качество воды, если они не будут удалены вручную. Удаление мертвых Артемия является длительным и опасным для пост личинок рыб, не намного больше, чем артемии и могут быть случайно удалены или ранения. Коловраток может бесконечно жить в контейнерах питомник и давать пищу для рыб во все времена без значительно влияния на качество воды.

Хотя с помощью коловраток, как источник питания имеет значительные преимущества, для поддержания запасов, водоросли коловратки необходимо добавить к системе культуры ежедневно. Это может быть достигнуто с автоподатчиком, который распределяет жидкость водорослей в контейнер культуру коловратки (см. Таблицу материалы). Коловраток должны также быть найденным этой настройки каждые 24-48 часов для поддержания здоровья культуры. Исследователи, которые породы рыбы очень редко (раз в год, например) и не касается сравнений между населением после личиночной стадии могут предпочесть Артемия как источник пищи, так как осумкованного эмбрионы могут быть вылупившихся в любое время.

Мы рекомендуем отслеживать количество насиженными и живых личинок для наблюдения за успех вылупления и роста. Если большинство эмбрионов или личинок умереть, это может быть связано бактериальной или грибковой загрязнения. Рекомендуется контролировать качество воды воды, рыба готовые и стерилизовать любого оборудования с 70% этиловом спирте. Питомник контейнеры могут использоваться повторно, после того, как их чистить и стерилизовать. Для сведения к минимуму риска заболеваний, важно также, чтобы удалить любой мертвой рыбы из питомника контейнеров и не добавлять коловраток до 5 dpf, когда рыбы начинают питаться.

A. гракл половозрелыми примерно один год старый. Это ограничение для создания трансгенных A. гракл по сравнению с данио рерио (данио рерио), способны размножаться в 10-12 недель24. Иммуногистохимия (IHC) является альтернативный метод для изучения экспрессии генов и белков локализации. Протокол, описанные здесь могут быть адаптированы на каждом шагу и используется для выявления антигенов в любой ткани интерес. Важно отметить, однако, что некоторые ткани могут быть более трудно визуализировать в поверхности рыбы из-за пигментации (барьер, который не существует в непигментированные cavefish), которая может повлиять на толкование сравнительных исследований. Для решения этой потенциальной проблемы, поверхности рыбы пигмент может беленой после фиксации с помощью 3% перекиси водорода.

IHC требует успешного ткани фиксации, блокировки и антитела проникновения. Методы для каждой зависимости от ткани и протеина интереса. Фиксатор и фиксация времени должны сохранить клетки архитектуры при сохранении эпитопов антигена. Для этого протокола мы используем сшивки фиксатором (параформальдегида) и опустить денатурируя фиксатором (например, метанол или ацетона). Мы обнаружили, что инкубации в ацетоне уменьшается сигнал антитела для маркеров нейрональных и поджелудочной железы. Блокирование шаг имеет важное значение для предотвращения антител от привязки непромысловых белков в ткани. Этот метод использует комбинацию нормальной сыворотки (5%) и BSA (0,2%) в решении блокировки. Блокирующие решение содержит антитела и белками, которые связывают с реактивной сайты на белки в ткани, снижение неспецифической привязки первичных и вторичных антител.

Для достижения антитела проникновения, ткани должны быть permeabilized. Это может быть достигнуто с моющими средствами или денатурируя растворителей, но должны быть оптимизированы для сохранения эпитопов антигена. Наш протокол использует комбинацию Тритон и этанного сульфоксида (ДМСО). Тритон ДМСО включены и во время блокирования и Антитело инкубации шаги в концентрации 0,5% и 1%, соответственно. С помощью этой концентрации, мы наблюдали пятнать в мозг, поджелудочной железы, кишечника и мышц, предполагая, что это скорее всего эффективен для проникновения всех тканей. Размер рыбы могут также влиять проникновения. Этот протокол не был протестирован на рыб, больше, чем 14 дней (около 7 мм в длину). Для устранения неполадок на окрашивание, рекомендуется изменить шаги проникновения фиксации, блокировки и антитела. Важно также изучить последовательность сохранения immunogen с A. гракл протеина интереса, используя доступные генома25.

A. гракл является прекрасной моделью для изучения эволюции как населения того же вида, которые превратились в резко различных средах может сравниться непосредственно в лаборатории. Стандартные животноводства протоколы, как внутри, так и среди лабораторий, важны для понимания биологических различий между поверхности рыбы и cavefish. Наша статья предоставляет метод для изучения развития и активность гена в пост личинок рыб подвержены параметрами последовательного роста.

Disclosures

Авторы не имеют ничего сообщать.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантов от национальных институтов здоровья [HD089934, DK108495].

Materials

Name Company Catalog Number Comments
methylene blue Kordon B016CBHZUS antifungal
heater Finnex 4711457836017 100W Digital Control Heater
airstone Lee's Aquarium & Pet Products 10838125202 disposable air stone
salt Instant Ocean 51378014021 Sea Salt
nursery container IPC 21545-002 40 oz or 1.5 L clear containers
transfer pipette VWR 414004-002 plastic bulb pipettes
compact culture system(CCS) starter kit with Brachionus plicatilis (L-type) rotifers Reed Mariculture na fish food
RGcomplete APBreed 817656016572 32 oz bottle of rotifer food
Programmable Auto Dosing Pump DP-4 Jebao DP-4 automatic feeder for rotifers
Tricane-S Western Chemical MS 222 fish anesthetic
sodium bicarbonate Sigma-Aldrich S5761-500G for tricane solution
nylon mesh strainer HIC (Harold Import Co.) 735343476235 3-inch diameter
Formalin solution, neutral buffered, 10% Sigma-Aldrich HT501128-4L fixative
10X PBS Invitrogen AM9625 buffer, dilute to 1X using distilled water
Triton-x 100 Sigma-Aldrich T8787-250ML detergent
sodium azide Sigma-Aldrich S2002-25G anti-bacterial
bovine serum albumin Sigma-Aldrich A9647-100G blocking reagent
glass vial with screw-top cap 4mL Wheaton 224742 staining vial
plastic mesh screen for breeding tank Pentair N1670 Cut into a rectangle 6mm larger on all edges than the dimensions of the bottom of the breeding tank. Cut a 6mm square from each corner of the rectangle. Bend the edges of the screen down along all four edges.Place a pair of 6mm vinyl-coated disk magnets on either side (top and bottom) of the mesh on each corner. The screen should be as snug as possible to the sides of the tank. The screen can be removed from the tank with a metal fish net.
vinyl-coated disk magnets Kjmagnets D84PC-AST
New Life Spectrum Thera-A pellet fish food New Life International na Adult fish food. A list of retailers for this product is available on the company website
Antibodies
insulin antibody from guinea pig Dako A0564 1:200
glucagon antibody from sheep Abcam ab36215 1:200
acetylated tubulin antibody from mouse Sigma T6793 1:500
HuD/HuC antibody from mouse Life Technologies A-21271 1:500
nitric oxide synthase (nNOS) antibody from rabbit Abcam ab106417 5μg/mL
choline acetyltransferase (ChAT) from rabbit Abcam ab178850 1:2000
seratonin (5HT) from rabbit Immunostar 20080 1:500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Carlson, B. M., Klingler, I. B., Meyer, B. J., Gross, J. B. Genetic analysis reveals candidate genes for activity QTL in the blind Mexican tetra, Astyanax mexicanus. PeerJ. 6, e5189 (2018).
  2. Chin, J. S. R., Gassant, C. E., et al. Convergence on reduced stress behavior in the Mexican blind cavefish. Developmental Biology. 441, (2), 319-327 (2018).
  3. Lloyd, E., Olive, C., et al. Evolutionary shift towards lateral line dependent prey capture behavior in the blind Mexican cavefish. Developmental Biology. 441, (2), 328-337 (2018).
  4. Tabin, J. A., Aspiras, A., et al. Temperature preference of cave and surface populations of Astyanax mexicanus. Developmental Biology. 441, (2), 338-344 (2018).
  5. Xiong, S., Krishnan, J., Peuß, R., Rohner, N. Early adipogenesis contributes to excess fat accumulation in cave populations of Astyanax mexicanus. Developmental Biology. 441, (2), 297-304 (2018).
  6. Riddle, M. R., Aspiras, A. C., et al. Insulin resistance in cavefish as an adaptation to a nutrient-limited environment. Nature. 555, (7698), 647-651 (2018).
  7. Moran, D., Softley, R., Warrant, E. J. Eyeless Mexican cavefish save energy by eliminating the circadian rhythm in metabolism. PloS One. 9, (9), e107877 (2014).
  8. Aspiras, A. C., Rohner, N., Martineau, B., Borowsky, R. L., Tabin, C. J. Melanocortin 4 receptor mutations contribute to the adaptation of cavefish to nutrient-poor conditions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112, (31), 9668-9673 (2015).
  9. Tang, J. L. Y., Guo, Y., et al. The developmental origin of heart size and shape differences in Astyanax mexicanus populations. Developmental Biology. 441, (2), 272-284 (2018).
  10. Riddle, M. R., Boesmans, W., Caballero, O., Kazwiny, Y., Tabin, C. J. Morphogenesis and motility of the Astyanax mexicanus gastrointestinal tract. Developmental Biology. 441, (2), 285-296 (2018).
  11. Gore, A. V., Tomins, K. A., et al. An epigenetic mechanism for cavefish eye degeneration. Nature Ecology & Evolution. 2, (7), 1155-1160 (2018).
  12. McGaugh, S. E., Gross, J. B., et al. The cavefish genome reveals candidate genes for eye loss. Nature Communications. 5, (2014).
  13. Gross, J. B., Furterer, A., Carlson, B. M., Stahl, B. A. An Integrated Transcriptome-Wide Analysis of Cave and Surface Dwelling Astyanax mexicanus. PLoS One. 8, (2), e55659 (2013).
  14. Hinaux, H., Pottin, K., et al. A Developmental Staging Table for Astyanax mexicanus Surface Fish and Pachón Cavefish. Zebrafish. 8, (4), 155-165 (2011).
  15. Borowsky, R. Breeding Astyanax mexicanus through natural spawning. Cold Spring Harbor Protocols. 3, (11), (2008).
  16. Borowsky, B. R. Handling Astyanax mexicanus Eggs and Fry. CSH Protocols. (2008).
  17. Stahl, B. A., Gross, J. B. A Comparative Transcriptomic Analysis of Development in Two Astyanax Cavefish Populations. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328, (6), 515-532 (2017).
  18. Elipot, Y., Legendre, L., Père, S., Sohm, F., Rétaux, S. Astyanax Transgenesis and Husbandry. How Cavefish Enters the Laboratory. Zebrafish. 11, (4), 291-299 (2014).
  19. Ma, L., Jeffery, W. R., Essner, J. J., Kowalko, J. E. Genome editing using TALENs in blind Mexican Cavefish, Astyanax mexicanus. PloS One. 10, (3), e0119370 (2015).
  20. JoVE. Current methods in Astyanax mexicanus research. Available from: https://www.jove.com/methods-collections/16/current-methods-inastyanax-mexicanusresearch (2018).
  21. Heanue, T. A., et al. A Novel Zebrafish ret Heterozygous Model of Hirschsprung Disease Identifies a Functional Role for mapk10 as a Modifier of Enteric Nervous System Phenotype Severity. PLoS Genetics. 12, (11), (2016).
  22. Reed Mariculture Culturing Rotifers in Small Systems (Home or Lab). Available from: http://reedmariculture.com/support_rotifers_culturing.php (2018).
  23. Riddle, M. R., Baxter, B. K., Avery, B. J. Molecular identification of microorganisms associated with the brine shrimp Artemia franciscana. Aquatic Biosystems. 9, (1), (2013).
  24. Tsang, B., et al. Breeding Zebrafish: A Review of Different Methods and a Discussion on Standardization. Zebrafish. 14, (6), 561-573 (2017).
  25. Cave fish assembly and gene annotation. Available from: http://useast.ensembl.org/Astyanax_mexicanus/Info/Annotation (2018).
Повышение мексиканской Tetra <em>Астианакт гракл</em> для анализа Post-larval фенотипов и целом гора иммуногистохимии
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Riddle, M., Martineau, B., Peavey, M., Tabin, C. Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (142), e58972, doi:10.3791/58972 (2018).More

Riddle, M., Martineau, B., Peavey, M., Tabin, C. Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (142), e58972, doi:10.3791/58972 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter