Summary
Wij hebben een geheel-corticale electrocorticographic array voor de gemeenschappelijke Hapalomys die voortdurend bijna het gehele laterale oppervlak van de cortex, van de occipital pool op de stoffelijke en frontale Polen bestrijkt ontwikkeld. Dit protocol wordt een chronische implantatie van de matrix in de epidurale ruimte van de hersenen Hapalomys beschreven.
Abstract
Electrocorticography (ECoG) zorgt voor de de opvolging van het elektrische veld potentieel van de hersenschors met hoge Spatio resolutie. Recente ontwikkeling van dunne, flexibele ECoG elektroden heeft ingeschakeld geleiding van stabiele opnamen van grootschalige corticale activiteit. Wij hebben een geheel-corticale ECoG array voor de gemeenschappelijke Hapalomys ontwikkeld. De matrix voortdurend bestrijkt bijna het gehele laterale oppervlak van corticale halfrond, uit de occipital pool op de stoffelijke en frontale palen, en het vangt geheel-corticale neurale activiteit in een schot. Dit protocol wordt een chronische implantatie van de matrix in de epidurale ruimte van de hersenen Hapalomys beschreven. Zijdeaapjes hebben twee voordelen met betrekking tot de ECoG opnamen, namelijk de homologe organisatie van anatomische structuren in de mens en makaken, met inbegrip van frontale, pariëtale en temporele complexen. Het andere voordeel is dat de hersenen Hapalomys lissencephalic en bevat een groot aantal complexen, die moeilijker toegang tot Makaken met ECoG, die zijn blootgesteld aan de oppervlakte van de hersenen. Deze functies kunnen directe toegang tot de meeste corticale gebieden onder de oppervlakte van de hersenen. Dit systeem biedt de mogelijkheid te onderzoeken van wereldwijde corticale informatieverwerking met hoge resoluties op een Sub millisecond tijdig en millimeter orde in de ruimte.
Introduction
Cognitie vereist de coördinatie van de neurale ensembles over wijdverbreide hersenen netwerken, met name de neocortex die is goed ontwikkeld bij de mens en geloofde betrokken te worden bij hogere cognitieve gedrag. Hoe de neocortex behaalt deze cognitieve gedrag is echter een onopgeloste kwestie op het gebied van de neurowetenschappen. Recente ontwikkeling van dunne, flexibele electrocorticographic (ECoG) elektroden kunt geleiding van stabiele opnamen van grootschalige corticale activiteit1. Fujii en collega's hebben ontwikkeld een geheel-corticale ECoG array voor makaak apen2,3. De matrix wordt voortdurend bestrijkt bijna het gehele laterale cortex, vanaf de occipital pole naar de temporele en frontale stokken, en vangt geheel-corticale neurale activiteit in een schot. Wij hebben dit systeem voor toepassing in de gemeenschappelijke Hapalomys4,5, een kleine, nieuwe-wereld aap met genetische oorlogsmachinerie6,7verder ontwikkeld. Dit dier heeft verschillende voordelen ten opzichte van andere soorten. De visuele, auditieve, motorische, en somatosensorische en frontale corticale gebieden van deze soorten zijn eerder toegewezen en gemeld aan fundamentele homologe organisatie moet dezelfde gebieden in mens en makaken8,,9, 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16. hun hersenen zijn glad en meest laterale corticale gebieden worden blootgesteld aan de oppervlakte van de cortex, die moeilijker te toegang met ECoG in Makaken is. Op basis van deze functies, is de Hapalomys geschikt voor electrocorticographic studies. Anderzijds zijdeaapjes vertonen sociaal gedrag en hebben voorgesteld om te dienen als een kandidaat-model van menselijke sociaal gedrag17.
Dit protocol beschrijft een epidurale implantatie procedure van de ECoG matrix op het hele laterale oppervlak van de cortex in een gemeenschappelijk Hapalomys. Het biedt een kans om het bewaken van grootschalige corticale activiteit voor primate corticale neurowetenschappen, met inbegrip van sensorische, motorische, hogere cognitieve en sociale domeinen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dit protocol heeft verricht voor 6 gemeenschappelijk zijdeaapjes (4 mannen, 2 vrouwen; lichaamsgewicht = 320-470 g; leeftijd = 14-53 maanden). Alle procedures werden uitgevoerd overeenkomstig de aanbevelingen van de nationale instituten van gezondheid richtsnoeren voor de zorg en het gebruik van proefdieren. Het protocol is goedgekeurd door de ethische commissie van RIKEN (nr. H28-2-221(3)). Alle chirurgische ingrepen werden uitgevoerd onder verdoving en inspanningen werden geleverd om het aantal proefdieren en hun ongemak te minimaliseren.
1. voorbereiding
- Het verkrijgen van een beeld van de structurele magnetische resonantie (MRI) van elke individuele hersenen. Dit zal worden gebruikt voor het vaststellen van de elektrode posities door middel van inschrijving bij een Hapalomys hersenen atlas en computer tomografie (CT).
- Voorbereiding van de ECoG array: een aangepaste meerkanaals ECoG matrix (figuur 1A) voor te bereiden. Een array van de ECoG 96ch bestaat uit twee bladen met 32 en 64 elektroden. Om de individuele verschillen in de grootte van de hersenen, heeft de ECoG array een flexibele arm. De arm kan betrekking hebben op de temporele paal, afhankelijk van individuele hersenen vorm. Plaats de referentie-elektroden geconfronteerd met tegenover de ECoG elektroden en de elektroden van de grond geconfronteerd met dezelfde richting.
- Monteren van de ECoG matrix met een verbindingslijn geval (figuur 1B) en verzegel lacunes van connector (Figuur 1 c) met behulp van acryl lijm om te voorkomen dat de instroom van vloeistof tijdens de operatie. De array met ethyleen oxide gas te steriliseren.
- Bereiden en steriliseren van instrumenten.
Opmerking: Alle instrumenten die worden gebruikt staan in de Tabel van materialen.
2. de innesteling van de ECoG Array
Opmerking: Inname van voedsel en vloeistoffen die groter is dan 4 uur voorafgaand aan de operatie trekken. Alle chirurgische stappen uitvoeren met aseptische techniek met behulp van gesteriliseerde handschoenen en instrumenten.
-
Pre implantaat procedures
- Verdoving in het Hapalomys veroorzaken door intramusculaire (i.m.) injectie van ketamine (15 mg/kg), wordt 5 min na i.m. atropine (0,08 mg/kg) injectie.
- Anesthetize en onderhouden van anesthesie met behulp van Isofluraan (1-3% verdund met een mengsel van zuurstof/nitreuze oxide) afhankelijk van de fysiologische status van het dier, die voortdurend moeten worden gecontroleerd. Ervoor zorgen dat hartslag is 130-180 BPM en monitor lichaamstemperatuur en arteriële bloed zuurstof verzadiging (SpO2) voortdurend te beoordelen van de toestand van het dier.
- De bovenkant van het dier hoofd scheren met tondeuse en een hair remover. Volledig spoelen-ontharing crème uit de huid met natte gaas, of huid schade zal veroorzaken.
- Beheren van een antibioticum (cefovecin; 16 mg/kg s.c.), antihypertensivum (furosemide; 2,0 mg/kg i.m.), en antihemorrhagic (carbazochrome natrium sulfonaat hydraat; 0,2 mg/kg i.m.).
- Plaats het dier op een stereotaxic frame. Op dit moment 2% lidocaïne gelei van toepassing op de oor-bars en oogheelkundige zalf voor de ogen droogheid en postoperatieve pijn te voorkomen.
- Het chirurgische gebied met jodiumoplossing desinfecteren en bedek het met gesteriliseerde gordijnen. 2% lidocaïne gelei van toepassing op de plaats van de huid incisie.
-
Implantatie procedures
- Incise huid ongeveer 4 cm door de middellijn van de hoofdhuid met een scalpel. Loskoppelen de musculus temporalis van de schedel met een curettage totdat al het chirurgische gebied wordt blootgesteld. Schoon uit weefsels op het oppervlak van de schedel en stoppen met het bloeden volledig met druk hemostase en met been wax, indien nodig. Wikkel de rand van de huid en de spieren met bevochtigde gaas. Houd het gaas bevochtigd tijdens de operatie.
- Plaats de frontale rand van de array op de rand van de frontale paal. Markeer een geplande gebied voor de craniotomy, spleten en gaten op de schedel met een steriele potlood. De locatie van de craniotomy hangt af van het ontwerp van de matrix (Figuur 2).
- Boor de craniotomy langs de mark 1, zoals weergegeven in Figuur 2. Tijdens het boren van het bot, blazen lucht bij de snijkant om een duidelijk beeld voor de chirurg. Vervolgens snijd het bot helemaal rond mark 2, zoals het stuk bot nog steeds met de dura in het midden verbonden wordt. Het stuk til voorzichtig uit een van de randen en afschilferen van de dura met een spatel. Dit proces moet worden uitgevoerd, langzaam en zorgvuldig, of het zal de dura gemakkelijk scheuren.
- De bot-tips verwijderen uit het stuk bot en wikkel het stuk met bevochtigde gaas, zoals dit stuk zal worden teruggegeven na het implanteren van de matrix.
- Uitvoeren van craniotomy 3 en 4, zoals afgebeeld in Figuur 2. Deze zorgen ervoor dat het inbrengen van elektroden in de orbitofrontale en occipital gebieden, respectievelijk.
- Boor spleten op mark 5 zoals afgebeeld in Figuur 2. Deze spleten toestaan onderzoek van de array om ervoor te zorgen dat het juist is geplaatst.
- De dura zal nu worden blootgesteld. Was het gebied met zoutoplossing en stoppen met het bloeden met druk hemostase en een spons van gelatine, indien nodig. De rand van de open craniotomy moet mogelijk worden gereinigd met een curettage of bot rongeur.
- Maken de spleten (gemarkeerd 6 in Figuur 2) die de referentie-elektroden worden geplaatst. Plaats de referentie-elektroden in de epidurale ruimte aan de contra-laterale sensomotorische en occipital gebieden. De positie moet worden bepaald volgens specifieke experimentele behoeften.
- Boor de schroefgaten op vier punten rond elke stam van de connector met een 1,0 mm schroef (kruisen in Figuur 2). Invoegen om schade te voorkomen aan de dura-zaak, een spatel onder de schedel. Deze gaten moeten orthogonale tegen de schedel. Vervolgens installeert u PEEK schroeven (1.4 x 2,5 mm) als de ankers om te bevestigen de connector op de schedel.
- De ECoG array invoegen in de epidurale ruimte. Gebruik flathead pincet te houden van de matrix.
Opmerking: De matrix moet worden ingevoegd zonder buigen. Als de matrix is gebogen, een passende ruimte creëren door het invoegen van een spatel tussen de schedel en dura. Als het buigen werd veroorzaakt door de relatief geringe omvang van de hersenen, sommige van de elektroden afgesneden. - Fix de elektroden van de referentie- en grond met een tandheelkundige acryl. Plaats de referentie-elektroden in de epidurale ruimte en grond elektroden op de schedel ondergrond. Beide contacten moeten het gezicht van de schedel.
- Het stuk bot terug zetten en monteren van de connector en hoofd post op de schedel met tandheelkundige acryl op de schroeven.
- Suture van de huid met nylon van de 6-0 op het voorhoofd en achter hoofd, en het monteren van de huid aan de zijkanten van de verbindingslijn met behulp van de sluitingen van de huid.
-
Na implantatie procedures
- Verwijder het dier uit het stereotaxic frame. Ervoor zorgen dat het dier wordt gehouden warm en voorzien van zuurstof tijdens de volgende stappen.
- Onmiddellijk na de operatie, door het dier te injecteren met meloxicam (0,3 mg/kg i.m.) afnemen van postoperatieve pijn. Beheren van een anti-inflammatoire corticosteroïden (dexamethason; 2,0 mg/kg i.m.) en subcutane infusie (lactated Ringer's oplossing; 5,0 mL), met inbegrip van famotidine (0,5 mg/kg) als een gastroprotectant.
Opmerking: Een gelijktijdig gebruik van NSAID's met steroïden heeft een potentieel voor gastro-intestinale bijwerkingen. - Nadat het dier is hersteld (bevestigen door de hartslag en SpO2), verwijderen vitale teken controle en breng het dier in de ICU voor 2-3 dagen.
3. postoperatieve behandeling
Opmerking: Het duurt meestal 5 dagen voor dieren volledig herstellen van de operatie.
- Om te voorkomen zwelling hersenen, beheren de anti-inflammatoire corticosteroïd dexamethason (2,0 mg/kg) twee keer per dag op de eerste dag na de operatie. Dan, het verminderen van de dosis tot 1,5 mg/kg tweemaal per dag op de tweede en derde dag en 1 mg/kg tweemaal per dag op de vierde dag.
- Beheren van de verlichting van de pijn (0,1 mg/kg oraal, meloxicam; één keer per dag) en een antihemorrhagic (carbazochrome natrium sulfonaat hydraat 0,2 mg/kg i.m.; twee keer per dag) gedurende 5 dagen na de operatie.
Opmerking: In ons geval werd 1-2 dagen na de operatie, sommige zijdeaapjes (3 op 6) minder actief en braakte. Dit kan zijn veroorzaakt door de verhoogde intracraniële druk als gevolg van een bloedstolsel. Toen zijdeaapjes deze symptomen presenteerde, we heropend het hoofd en de klonter onder narcose (alfaxalone) verwijderd. Als er geen buigend van de ECoG matrix tijdens de implantatie, was de bloedklonter waarschijnlijk in de ruimte tussen de array en waar het stuk bot was teruggekeerd. In dit geval kan het bloedstolsel gewassen worden weg door lopen zoutoplossing in de ruimte met behulp van een katheter. Deze procedure leidt meestal tot herstel van het dier. -
Identificatie van de elektrode locaties
- Ongeveer 1 week na de operatie, uitvoeren van een computer tomografie (CT) scan van hoofd van het dier.
Opmerking: Dit is een goede gelegenheid om te controleren als de signalen goed kunnen worden opgenomen. De connector-behuizing open en verwijder eventuele bloedstolsels als zij aanwezig zijn. - MRI T2-gewogen naar stereotaxic coördinaten met behulp van de AFNI software18 (https://afni.nimh.nih.gov) (figuur 3A) uitlijnen Hiermee lijnt u de afbeelding van de CT aan anatomische magnetische resonantie T2-gewogen beelden met AFNI (figuur 3B). Registreer een Hapalomys hersenen atlas op MRI (Figuur 3 c) met AFNI en MIEREN19.
- Ongeveer 1 week na de operatie, uitvoeren van een computer tomografie (CT) scan van hoofd van het dier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De gehele-corticale ECoG matrix kunt gelijktijdig Neuronale activiteit van het geheel van een halve bol vastleggen. Figuur 4 toont voorbeelden van auditieve evoked potentials (AEPs) uit meerdere auditieve gebieden in een wakker Hapalomys. ECoG opnames werden uitgevoerd in passieve luisteren voorwaarden. Elke Hapalomys werd blootgesteld aan auditieve prikkels, die bestond uit gerandomiseerde zuivere tonen met 20 soorten frequentie. Dan, berekend we AEPs door het gemiddeld ECoGs uitgelijnd met het begin van de tonen. Verschillende Golf formulieren werden waargenomen van lagere en hogere auditieve gebieden, waarmee wordt aangegeven dat de ruimtelijke resolutie van onze ECoG array kan slaan verschillende informatieverwerking in verschillende corticale gebieden.
Figuur 1: voorbereiding van een matrix van de ECoG. (A) 32 en 64 ECoG arrays (onderkant links en rechts), een zaak van de connector (links boven) en een front-end voor de opnamesystemen (rechtsboven). De "G" en "R" van elke matrix grand geven en verwijst naar elektroden, respectievelijk. (B) gemonteerd ECoG matrix. (C) alle gaten (rode rechthoeken) moeten worden verzegeld. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: een voorbeeld van de craniotomy. (A) de dunne grijze en dikke zwarte lijnen geven aan richtsnoeren voor de ECoG matrix en het geplande gebied van craniotomy, respectievelijk. De kruisen overeen met anker gaten. Het omcirkelde cijfer geeft de volgorde van het boren. (B) een voorbeeld CT foto van de craniotomy. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: lokalisatie van elke elektrode. (A) T2-gewogen MRI, CT (B) en (C) elektrode locaties op de atlas. De atlas gebruikt in dit manuscript is de Woodward 3D-versie op basis van de Hashikawa-atlas20, dat een MRI-cytoarchitectual-kaart is. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: voorbeelden van auditieve evoked potentials. (A) auditieve ruimte van Monkey J. (B) voorbeelden van AEPs. Elektroden gelegen in verschillende auditieve gebieden tonen verschillende Golf vormen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
| 9:00 uur | Start voorbereidingen |
| 10:00 uur | Incise van de huid |
| Blootstelling van de schedel (10 min) | |
| Craniotomy (30 min) | |
| 11:00 uur | Beginnen met het invoegen van de array |
| Invoegen van de array (60 min) | |
| 12:30 uur | Nauwe huid |
Tabel 1: Aanbevolen tijdsverloop van de operatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Voor succesvolle implantatie, moeten dieren worden voorzien van voldoende voeding vóór en na de operatie. Korte gebruiksduur is ook belangrijk voor het optimaliseren van herstel van het dier. Voorbereidingen moeten ten minste één dag voor de operatie worden afgewerkt. Verklein de werkingsduur en wordt voorafgaande craniotomy opleiding met elektrode matrix inlassing in beëindigd dieren voor andere experimentele doeleinden aanbevolen. Tabel 1 toont een voorbeeld van het tijdsverloop voor dit protocol.
We bewerkt de verdoving procedure en postoperatieve behandeling op basis van de case-by-case. In deze video protocol, de dieren werden verdoofd en onderhouden met behulp van een mengsel van Isofluraan en zuurstof geleverd via tracheale intubatie. Isofluraan kan worden vervangen door Sevofluraan, en trachea intubatie kan worden vervangen door een masker. In andere gevallen verdoofd wij dieren met intramusculaire injectie van een mengsel van ketamine en medetomidine. In dit geval, dieren waren aanvankelijk verdoofd met Butorfanol (0,2 mg/kg i.m.), en chirurgische anesthesie werd bereikt met een mengsel van ketamine (30 mg/kg i.m.) en medetomidine (0.35 mg/kg i.m.).
Omdat de ECoG records direct veranderingen in elektrische velden, wordt de temporele resolutie beperkt door het registratiesysteem. De resolutie van de maximumtijd van onze opnamesysteem is 30 kHz. We meestal bemonsterde signalen op een sampling-frequentie van 1 kHz en vond dit toereikend voor extractie van informatie sensorische/motor.
Ruimtelijke resolutie is afhankelijk van het ontwerp van de elektrode. In dit protocol, elke elektrode contactpersoon was van 0,8 mm in diameter en had een inter elektrode afstand van 2,5 mm. We hebben vastgesteld verschillende golfvormen van drie elektroden gelegen in verschillende gebieden van de auditieve en gescheiden door 2.5 mm (ch18, ch19, ch20 in Figuur 4). Dus, de ruimtelijke resolutie van onze elektroden wordt geschat op minder dan 2,5 mm. In sommige gevallen waren de elektrode contacten gelegen nauwer met elkaar zijn verbonden. In deze gevallen was de ruimtelijke resolutie fijner.
We registreerden met succes op lange termijn, neuronale signalen met een goede kwaliteit. In één geval de connector en de tandheelkundige acryl werden losgemaakt van de schedel, en de elektrode was gebroken 4 maanden na de operatie. Dit werd veroorzaakt door weefsel groei als gevolg van bloed tussen de tandheelkundige acryl en de schedel tijdens de operatie wordt opgenomen. Een ander Hapalomys is beëindigd als gevolg van een experimentele vereiste 5 maanden na de operatie. Vier dieren zijn nog steeds deelnemen aan experimenten (1 jaar, 7 maanden, 4 maanden, en 4 maanden na de operatie, respectievelijk).
ECoG matrices zijn meestal geïmplanteerd in de subduraal ruimte in mens en Makaken. Echter zijn minder invasieve epidurale implantaties meer geschikt voor zijdeaapjes, omdat ze gevoelige dieren zijn. De dunne dura kwestie van zijdeaapjes ons toegestaan om te controleren van hoge-frequentie hersenen signalen, zelfs als de ECoG matrix werd ingeplant op de dura. Een van de nadelen van epidurale implantatie is moeilijk toegang tot de middellijn cortex en eventuele cortex binnen een Sulcus (hersenanatomie). Naderen van deze cortices vereist insnijding van de dura-zaak. Bovendien, omdat ECoG arrays oppervlakte elektrodes zijn, is het moeilijk om op te geven van de signaalbron in termen van corticale diepte. Om te begrijpen precies informatieverwerking in de cortex, is het zich uitstrekken tot andere methoden, zoals diepte-elektroden of optische beeldvorming. Ondanks deze beperkingen, kan onze methode nieuw inzicht in de corticale informatieverwerking bieden. Bijvoorbeeld, is zintuiglijke Agentschap is vermoedelijk ontstaan door middel van snelle interacties tussen frontaal en sensorische gebieden; echter, hun mechanismen onduidelijk blijven omdat deze snelle, grootschalige, corticale informatiestroom moeilijk is te controleren zonder de methode die hier gepresenteerd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
MK is aanvragen van een octrooi op geheel-corticale ECoG array ze hebt gebruikt in dit protocol (nr. 2018-210975).
Acknowledgments
Wij danken Yuri Shinomoto voor het verstrekken van dierenverzorgers opleiding en wakker opnames. De ECoG arrays werden vervaardigd door Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp). Bovendien zouden we graag bedanken Editage (www.editage.jp) voor het bewerken van de Engelse taal. Dit werk werd gesteund door de Brain Mapping door geïntegreerde Neurotechnologies voor ziekte Studies (hersenen/geest), de Japan Agency voor medisch onderzoek en ontwikkeling (AMED) (JP18dm0207001), het Project van de wetenschap van het brein van het Center for roman wetenschap initiatieven ( CNSI), de National Institutes of Natural Sciences (NINS) (BS291004, M.K.), en door de vereniging van Japan voor de bevordering van de wetenschap (JSPS) KAKENHI (JP17H06034, M.K.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Beaker (100 cc) | Outocrave | ||
| Cotton ball | Outocrave | ||
| Absorption triangles | Fine Science Tools Inc. | 18105-03 | Outocrave |
| Cotton swab with fine tip | Clean Cross Co., Ltd. | HUBY340 BB-013 | Outocrave |
| Gauze | Outocrave | ||
| Towel forceps | Outocrave | ||
| Scalpel handle | Outocrave | ||
| Needle Holder | Outocrave | ||
| Iris Scissor | Outocrave | ||
| Micro-Mosquito Forceps | Outocrave | ||
| Adson, 1x2 teeth | Outocrave | ||
| Bone Curette | Outocrave | ||
| Micro spatura | Fine Science Tools Inc. | 10091-12 | Outocrave |
| Needle Holders, 12.5 cm, Curved, Smooth Jaws | World Precision Instruments | 14132 | Outocrave |
| Vessel Dilator, 12 cm, 0.1 mm tip | Fine Science Tools Inc. | 18131-12 | Outocrave |
| Vessel Dilator, 12 cm, 0.2 mm tip | Fine Science Tools Inc. | 18132-12 | Outocrave |
| Fine-tipped rongeur | Fine Science Tools Inc. | 16221-14 | Outocrave |
| Manipurator of a stereotaxic frame | Gas sterilization | ||
| Wrench for the manipurator | Gas sterilization | ||
| Hand-made fixture for the connector | Gas sterilization | ||
| Silicon cup for dental acril | Gas sterilization | ||
| Silicon cup hlder | Gas sterilization | ||
| Paintbrush | Gas sterilization | ||
| Pencil | Gas sterilization | ||
| Micro screw, 1.4 mm x 2.0 mm | Nippon Chemical Screw Co., Ltd. | PEEK/MPH-M1.4-L2 | Gas sterilization |
| Screw driver for the micro screw | Gas sterilization | ||
| Micromotor handpiece of a drill | Gas sterilization | ||
| Stainless steel burr, 1.4 mm | Gas sterilization | ||
| Stainless steel burr, 1.0 mm | Gas sterilization | ||
| Drill bit, 1.2 mm | Gas sterilization | ||
| Rubber air blower | Gas sterilization |
References
- Fukushima, M., Chao, Z. C., Fujii, N. Studying brain functions with mesoscopic measurements: Advances in electrocorticography for non-human primates. Current Opinion in Neurobiology. 32, 124-131 (2015).
- Nagasaka, Y., Shimoda, K., Fujii, N. Multidimensional recording (MDR) and data sharing: an ecological open research and educational platform for neuroscience. PLoS One. 6 (7), e22561 (2011).
- Fukushima, M., et al. An electrocorticographic electrode array for simultaneous recording from medial, lateral, and intrasulcal surface of the cortex in macaque monkeys. Journal of Neuroscience Methods. 233, 155-165 (2014).
- Komatsu, M., Sugano, E., Tomita, H., Fujii, N. A Chronically Implantable Bidirectional Neural Interface for Non-human Primates. Frontiers in Neuroscience. 11, 514 (2017).
- Komatsu, M., Takaura, K., Fujii, N. Mismatch negativity in common marmosets: Whole-cortical recordings with multi-channel electrocorticograms. Scientific Reports. 5, 15006 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Okano, H., et al. Brain/MINDS: A Japanese National Brain Project for Marmoset Neuroscience. Neuron. 92 (3), 582-590 (2016).
- de la Mothe, L. A., Blumell, S., Kajikawa, Y., Hackett, T. A. Cortical connections of auditory cortex in marmoset monkeys: lateral belt and parabelt regions. Anatomical Record. 295 (5), 800-821 (2012).
- Kaas, J. H., Hackett, T. A. Subdivisions of auditory cortex and processing streams in primates. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (22), 11793-11799 (2000).
- Ghahremani, M., Hutchison, R. M., Menon, R. S., Everling, S. Frontoparietal Functional Connectivity in the Common Marmoset. Cerebral Cortex. , (2016).
- Belcher, A. M., et al. Functional Connectivity Hubs and Networks in the Awake Marmoset Brain. Frontiers in Integrative Neuroscience. 10, 9 (2016).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Solomon, S. G., Rosa, M. G. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96 (2014).
- Burman, K. J., Palmer, S. M., Gamberini, M., Rosa, M. G. Cytoarchitectonic subdivisions of the dorsolateral frontal cortex of the marmoset monkey (Callithrix jacchus), and their projections to dorsal visual areas. Journals of Comparative Neurology. 495 (2), 149-172 (2006).
- Bakola, S., Burman, K. J., Rosa, M. G. The cortical motor system of the marmoset monkey (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 93, 72-81 (2015).
- Krubitzer, L. A., Kaas, J. H. The organization and connections of somatosensory cortex in marmosets. Journal of Neuroscience. 10 (3), 952-974 (1990).
- Miller, C. T., et al. Marmosets: A Neuroscientific Model of Human Social Behavior. Neuron. 90 (2), 219-233 (2016).
- Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
- Avants, B. B., et al. A reproducible evaluation of ANTs similarity metric performance in brain image registration. Neuroimage. 54 (3), 2033-2044 (2011).
- Hashikawa, T., Nakatomi, R., Iriki, A. Current models of the marmoset brain. Neuroscience Research. 93, 116-127 (2015).
