Summary
Vi har udviklet en helhed-kortikale electrocorticographic array for den fælles silkeabe, der løbende dækker næsten hele laterale overflade af cortex, fra occipital pole til det timelige og frontal polakker. Denne protokol beskriver en kronisk implantation procedure af array i epiduralrummet af silkeabe hjernen.
Abstract
Electrocorticography (ECoG) giver mulighed for overvågning af elektrisk felt potentialer fra hjernebarken med høj spatiotemporelle opløsning. Seneste udvikling af tynde, fleksible ECoG elektroder har aktiveret overledning af stabile optagelser af storstilet kortikale aktivitet. Vi har udviklet en helhed-kortikale ECoG array for den fælles silkeabe. Matrixen dækker løbende næsten hele laterale overflade af kortikale halvkugle fra occipital pole til det timelige og frontal polakker, og det fanger hele-kortikale neurale aktivitet i ét skud. Denne protokol beskriver en kronisk implantation procedure af array i epiduralrummet af silkeabe hjernen. Silkeaber har to fordele med hensyn til ECoG optagelser, nemlig den homologe organisation af anatomiske strukturer i mennesker og makakaber, herunder frontal-, parietal, og tidsmæssige komplekser. Anden fordelen er at silkeabe hjernen er lissencephalic og indeholder et stort antal komplekser, som er vanskeligere at få adgang til i makakaber med ECoG, der udsættes for hjernen overflade. Disse funktioner giver mulighed for direkte adgang til de fleste kortikale områder under overfladen af hjernen. Dette system giver mulighed for at undersøge globale kortikale information behandling med høje opløsninger på en sub millisekund rækkefølge i tid og millimeter orden i rummet.
Introduction
Kognition kræver koordinering af neurale ensembler på tværs af udbredt hjernens netværk, især neocortex, der er veludviklet hos mennesker og menes for at være involveret i højere kognitive adfærd. Men hvordan neocortex opnår denne kognitive adfærd er et uløst problem i feltet neurovidenskab. Seneste udvikling af tynde, fleksible electrocorticographic (ECoG) elektroder muliggør overledning af stabile optagelser fra storstilet kortikale aktivitet1. Fujii og kolleger har udviklet en helhed-kortikale ECoG array for makak aber2,3. Matrixen løbende dækker næsten den hele laterale cortex, fra den occipital pole de tidsmæssige og frontal polakker, og indfanger hele-kortikale neurale aktivitet i ét skud. Vi har yderligere udviklet dette system for anvendelse i det fælles silkeabe4,5, en lille, ny-world abe med genetiske manipulability6,7. Dette dyr har flere fordele sammenlignet med andre arter. Visuelle, auditive, somatosensoriske, motor, og frontale kortikale områder af denne art har tidligere været kortlagt og rapporteret at have grundlæggende homolog organisation til de samme områder i mennesker og Makakker8,9, 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16. deres hjerner er glat, og mest laterale kortikale områder er udsat på overfladen af cortex, som er sværere at adgang med ECoG i makakaber. Baseret på disse funktioner, er silkeabe egnet for electrocorticographic undersøgelser. Derudover silkeaber udviser social adfærd og er blevet foreslået til at tjene som en kandidat model af menneskelig social adfærd17.
Denne protokol beskriver en epidural implantation procedure af matrixen ECoG på cortex i en fælles silkeabe hele laterale overflade. Det giver mulighed for at overvåge storstilede kortikale aktivitet for primat kortikale neurovidenskab, herunder sensorisk, motor, højere kognitive og sociale domæner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne protokol er blevet udført på 6 fælles silkeaber (4 hanner, 2 hunner; kropsvægt = 320-470 g; alder = 14-53 måneder). Alle procedurer blev gennemført i overensstemmelse med anbefalingerne fra de nationale institutter sundhed retningslinjer for pleje og anvendelse af forsøgsdyr. Protokollen blev godkendt af RIKEN etiske udvalg (nr. H28-2-221(3)). Alle kirurgiske procedurer blev udført under bedøvelse, og alle bestræbelser blev gjort til at minimere antallet af forsøgsdyr samt deres ubehag.
1. forberedelse
- Opnå en strukturel magnetisk resonans billede (MR) af hver individuel hjernen. Dette vil blive brugt til at identificere elektrode positioner gennem registrering med en silkeabe hjernen atlas og computer tomografi (CT).
- Forberedelse af matrixen ECoG: forberede en tilpasset multikanals ECoG array (figur 1A). En 96ch ECoG array består af to plader med 32 og 64 elektroder. For at imødekomme individuelle forskelle i hjernens størrelse, har ECoG matrix en fleksibel arm. Armen kan dække den tidsmæssige pol, afhængig af individuelle hjernen form. Placer referenceelektroder vender modsat ECoG elektroder og jorden elektroderne vender i samme retning.
- Samle ECoG array med en stik sag (figur 1B) og forsegle huller af connector (figur 1 c) ved hjælp af akryl lim til at forhindre tilstrømning af væske under kirurgi. Sterilisere array med ethylen oxid gas.
- Forberede og sterilisere instrumenter.
Bemærk: Alle instrumenter er angivet i Tabel af materialer.
2. implantation af ECoG Array
Bemærk: Trække indtagelse af mad og væske større end 4 h før operation. Udføre alle kirurgiske skridt med aseptisk teknik ved hjælp af steriliseret handsker og instrumenter.
-
Før implantat procedurer
- Fremkalde anæstesi i silkeabe ved intramuskulær (i.m.) injektion af ketamin (15 mg/kg) 5 min efter i.m. atropin (0,08 mg/kg) injektion.
- Bedøver og opretholde anesthesia bruger isofluran (1-3% fortyndes med en blanding af ilt/nitrøse oxid) afhængig af dyrets fysiologisk tilstand, som bør overvåges løbende. Sikre at puls 130-180 BPM og overvåge kropstemperatur og arterielt blod iltmætning (SpO2) kontinuerligt at dømme dyrets tilstand.
- Barbere toppen af dyrets hoved med neglesaks og et hår remover. Skyl fuldt hårfjerning creme ud af huden med våde gaze, eller det vil forårsage skader i huden.
- Administrere et antibiotikum (cefovecin; 16 mg/kg s.c.), blodtrykssænkende (furosemid, 2,0 mg/kg i.m.), og antihemorrhagic (carbazochrome natrium sulfonat hydrat; 0,2 mg/kg i.m.).
- Placere dyret på en stereotaxisk ramme. Denne gang, anvende 2% lidocain gelé på øre-barer og oftalmologiske salve til øjnene at forhindre tørhed og postoperative smerter.
- Desinficere området kirurgisk med jodopløsning og dække det med steriliseret gardiner. Anvende 2% lidocain jelly til stedet, hvor hud indsnittet.
-
Implantation procedurer
- Incise huden omkring 4 cm gennem midterlinjen af hovedbunden med en skalpel. Frigøre den tidsmæssige muskel fra kraniet med en curette, indtil alle af det kirurgiske område er udsat. Rense væv på kraniet flade og stoppe blødningen helt med pres hæmostase og knogle voks, hvis det er nødvendigt. Wrap kanten af hud og muskler med fugtede gaze. Hold gaze fugtet under kirurgi.
- Sted frontal kanten af matrix på kanten af den frontale pole. Markere en planlagt område for kraniotomi, slidser og huller på kraniet med en steril blyant. Craniotomy placering afhænger af udformningen af array (figur 2).
- Bore kraniotomi langs mark 1, som vist i figur 2. Mens boring knoglen, blæse luft på forkant til at opretholde et klart overblik for kirurgen. Næste, skåret ben hele vejen rundt mark 2, som knogle-stykke vil stadig være tilknyttet dura på center. Forsigtigt opløfte stykke fra kanten og skrælle dura med en spatel. Denne proces skal foregå langsomt og forsigtigt, eller det vil rive dura nemt.
- Fjerne knogle tips fra Ben brik og wrap stykke med fugtede gaze, da dette stykke vil blive returneret efter implanterer array.
- Udføre kraniotomi 3 og 4 som vist i figur 2. Disse tillade indsættelse af elektroder i orbitofrontal og occipital områder, henholdsvis.
- Bore slidser på mark 5 som vist i figur 2. Disse slidser giver mulighed for undersøgelse af matrixen til at sikre, at det er indsat korrekt.
- Dura vil nu blive udsat. Vaske området med saltvand og stoppe blødningen med pres hæmostase og en gelatine svamp, hvis det er nødvendigt. Kanten af den åbne kraniotomi kan skal rengøres med en curette eller knogle rongeur.
- Gøre spalterne (markeret 6 i figur 2) i som referenceelektroder er placeret. Placer referenceelektroder i epiduralrummet på områderne contra-lateral sensorimotor og occipital. Holdning bør fastlægges efter specifikke eksperimentelle behov.
- Bor skruehullerne på fire punkter omkring hver stængel af forbindelsesmodulet med et 1.0 mm skrue (Kors i figur 2). For at forhindre skader på dura sagen, indsætte en spatel under kraniet. Disse huller skal være ortogonale mod kraniet. Derefter, installere PEEK skruer (1,4 x 2,5 mm) som ankre at løse stik til kraniet.
- Indsæt ECoG array i epiduralrummet. Brug flathead pincet til at holde arrayet.
Bemærk: Arrayet skal indsættes uden at bøje. Hvis matrixen er bøjet, skal du oprette en passende plads ved at indsætte en spatel mellem kraniet og dura. Hvis bøjning var forårsaget af den relativt lille størrelse på hjernen, cut off nogle af elektroderne. - Lave elektroder reference og jorden med en dental akryl. Placer referenceelektroder i epiduralrummet og jorden elektroder på den kranielle flade. Begge kontakter bør ansigt kraniet.
- Sætte ben brik tilbage og lave stik og hoved posten til kraniet med dental akryl på skruerne.
- Sutur i huden med 6-0 nylon på panden og bag hovedet, og løse hud til siderne af connector ved hjælp af skin lukninger.
-
Efter implantation procedurer
- Fjerne dyret fra stereotaxisk rammen. Sikre, at dyret holdes varm og forsynet med ilt under følgende trin.
- Umiddelbart efter operationen, skal du injicere dyret med meloxicam (0,3 mg/kg i.m.) at mindske postoperative smerter. Administrere en anti-inflammatorisk binyrebarkhormon (dexamethason; 2,0 mg/kg i.m.) og subkutan infusion (laktat Ringers løsning, 5,0 mL), herunder famotidine (0,5 mg/kg) som en gastroprotectant.
Bemærk: En samtidig brug af NSAID med steroider har et potentiale for gastrointestinale bivirkninger. - Efter at dyret er kommet (bekræfte af puls og SpO2), fjerne vitalfunktioner overvågning og overføre dyret til Intensivafdelinger i 2-3 dage.
3. postoperative behandling
Bemærk: Det tager typisk 5 dage for dyr til at inddrive helt fra kirurgi.
- For at forhindre hjernen hævelse, administrere anti-inflammatorisk kortikosteroider dexamethason (2,0 mg/kg) to gange om dagen på den første dag efter operationen. Derefter, reducere dosis til 1,5 mg/kg to gange om dagen på den anden og tredje dag, og 1 mg/kg to gange om dagen på den fjerde dag.
- Administrere smertelindring (meloxicam; 0,1 mg/kg oral, en gang om dagen) og en antihemorrhagic (carbazochrome natrium sulfonat hydrat; 0,2 mg/kg i.m.; to gange om dagen) i 5 dage efter operationen.
Bemærk: I vores tilfælde blev 1-2 dage efter operationen, nogle silkeaber (3 ud af 6) mindre aktive og opkastede. Dette kan have været forårsaget af øget intrakranielt tryk på grund af en blodprop. Da silkeaber præsenterede disse symptomer, vi genåbnet hovedet og fjernet blodprop under generel anæstesi (alfaxalone). Hvis der ikke var nogen bøjning af matrixen ECoG under implantation, var blodprop sandsynligvis i rummet mellem array, og hvor ben brik blev returneret. I dette tilfælde kan blodprop vaskes væk ved kører saltvand ind i rummet ved hjælp af et kateter. Denne fremgangsmåde fører som regel til nyttiggørelse i dyret. -
Identifikation af elektrode steder
- Omkring 1 uge efter operationen, udføre en computertomografi (CT) scanning af dyrets hoved.
Bemærk: Dette er en god mulighed for at kontrollere, hvis signaler kan registreres korrekt. Åbne sagen connector og fjerne enhver blodpropper, hvis de er til stede. - Juster T2-vægtet Mr stereotaxisk koordinater ved hjælp af AFNI software18 (https://afni.nimh.nih.gov) (figur 3A). Juster CT billede til T2-vægtede anatomiske Kernemagnetisk resonans billeder med AFNI (figur 3B). Registrere en silkeabe hjernen atlas til Mr (figur 3 c) med AFNI og MYRER19.
- Omkring 1 uge efter operationen, udføre en computertomografi (CT) scanning af dyrets hoved.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Det hele-kortikale ECoG array kan samtidig indfange neuronal aktivitet fra helhed af en halvkugle. Figur 4 viser eksempler på auditive evoked potentials (AEPs) fra flere auditive områder i en vågen silkeabe. ECoG optagelser blev gennemført i passiv aflytning betingelser. Hver silkeabe blev udsat for auditive stimuli, som bestod af randomiserede rene toner med 20 typer af frekvens. Derefter, vi beregnet AEPs af gennemsnit ECoGs justeret med indtræder toner. Forskellige bølge former blev observeret fra lavere og højere auditive områder, hvilket indikerer, at den rumlige opløsning af vores ECoG array kan fange forskellige edb-i forskellige kortikale områder.
Figur 1: forberedelse af en ECoG array. (A) 32 og 64 ECoG arrays (nederst til venstre og højre), en stik sag (øverst til venstre) og en front-end for optagelsessystemer (øverst til højre). "G" og "R" af hvert array angiver grand og reference elektroder, henholdsvis. (B) samlet ECoG array. (C) alle huller (Røde rektangler) skal være forseglet. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: et eksempel på kraniotomi. (A) den tynde grå og tykke sorte linjer angiver retningslinjer for matrixen ECoG og det planlagte område af kraniotomi, henholdsvis. Krydser svarer til anker huller. Cirkel antallet angiver rækkefølgen af boring. (B) et eksempel CT billede af kraniotomi. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: lokalisering af hver elektrode. (A) T2-vægtet Mr, CT (B) og (C) elektrode steder på atlas. Atlas anvendes i dette håndskrift er Woodward 3-D version baseret på Hashikawa-atlas20, som er en Mr-cytoarchitectual kort. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: eksempler på auditive evoked potentials. (A) auditive område af abe J. (B) eksempler af AEPs. Elektroder placeret på forskellige auditive områder viser forskellige bølge former. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
| 9:00 a.m. | Start præparater |
| 10:00 a.m. | Incise hud |
| Eksponering af kraniet (10 min) | |
| Craniotomy (30 min) | |
| 11:00 a.m. | Begynde at indsætte arrayet |
| Indsæt array (60 min) | |
| 12:30:00 | Nære huden |
Tabel 1: Anbefalet tidsforløb af kirurgi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
For vellykket implantation, bør dyr være forsynet med tilstrækkelig ernæring før og efter operation. Kort driftstid er også vigtigt at optimere dyrets opsving. Præparater skal være afsluttet mindst én dag før operationen. For at reducere driftstid, anbefales tidligere kraniotomi uddannelse med elektrode array indsættelse i afsluttede dyr til andre eksperimentelle formål. Tabel 1 viser et eksempel på tid kurset for denne protokol.
Vi ændrede anæstesi procedure og postoperativ behandling på et sag til sag grundlag. I denne video protokol, dyrene blev bedøvede og vedligeholdes ved hjælp af en blanding af isofluran og ilt leveret gennem trakeal intubation. Isofluran kan erstattes med Sevofluran, og trakeal intubation kan erstattes med en maske. I andre tilfælde bedøvede vi dyr med intramuskulær injektion af en blanding af ketamin og medetomidine. I dette tilfælde dyr blev først bedøvet med butorphanol (0,2 mg/kg i.m.), og kirurgisk anæstesi blev opnået med en blanding af ketamin (30 mg/kg i.m.) og medetomidine (0,35 mg/kg i.m.).
Fordi ECoG direkte registrerer ændringer i elektriske felter, er dens tidsmæssige opløsning begrænset af registreringssystemet. Den maksimale tidsopløsning af vores registreringssystem er 30 kHz. Vi normalt prøver signalerne på en 1 kHz samplingfrekvens og har fundet dette at være tilstrækkelig for udvinding af sensoriske/motor oplysninger.
Rumlige opløsning er afhængig af elektrode design. I denne protokol, hver elektrode kontakt var 0,8 mm i diameter og havde en Inter elektrode afstand af 2,5 mm. Vi observerede forskellige bølgeformer fra tre elektroder placeret i forskellige auditive områder og adskilt af 2,5 mm (ch18, ch19, ch20 i figur 4). Således, den rumlige opløsning af vores elektroder er anslået til at være mindre end 2,5 mm. I nogle tilfælde var elektrode kontakter placeret tættere på hinanden. I disse tilfælde var den rumlige opløsning finere.
Vi indspillede med held langsigtede, neuronale signaler med god kvalitet. I ét tilfælde, stik og dental akryl blev løsrevet fra kraniet og elektroden blev brudt 4 måneder efter operationen. Dette var forårsaget af væv vækst på grund af blodet er indeholdt mellem dental akryl og kranium under kirurgi. En anden silkeabe blev afbrudt på grund af en eksperimentel krav 5 måneder efter operationen. Fire dyr stadig deltager i eksperimenter (1 år, 7 måneder, 4 måneder, og 4 måneder efter operationen, henholdsvis).
ECoG arrays er typisk implanteret i subduralt rummet i mennesker og makakaber. Men, mindre invasive epidural implantations er mere velegnet til silkeaber, fordi de er sarte dyr. Den tynde dura noget af silkeaber tillod os at overvåge højfrekvente hjernen signaler, selv hvis matrixen ECoG blev implanteret i dura. En af ulemperne ved epidural implantation er svært ved at få adgang til midterlinjen cortex og enhver cortex inden for en sulcus. Nærmer sig disse cortex kræver indsnit i dura-sagen. Desuden, fordi ECoG arrays er overflade elektroder, det er vanskeligt at angive signalkilde i form af kortikale dybde. For at forstå præcis information behandling i cortex, er det nødvendigt at medtage andre metoder, såsom dybde elektroder eller optiske billeddannelse. På trods af disse begrænsninger, kan vores metode give ny indsigt i kortikale informationsbehandling. For eksempel, har sensoriske agenturet været menes at opstå gennem hurtig interaktioner mellem frontal og sensoriske områder; men deres mekanismer stadig uklart da denne hurtige, store, kortikal informationsstrømmen er vanskeligt at overvåge uden metoden præsenteres her.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
MK ansøger om et patent på hele-kortikale ECoG array hun har brugt i denne protokol (nr. 2018-210975).
Acknowledgments
Vi takker Yuri Shinomoto for dyrs pleje, uddannelse og vågen optagelser. ECoG arrays blev fremstillet af Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp). Desuden vil vi gerne takke Editage (www.editage.jp) til Dansk sprog redigering. Dette arbejde blev støttet af Brain Mapping af integreret Neurotechnologies for sygdom undersøgelser (hjerne/sind), Japan Agency for medicinalforskning og udvikling (AMED) (JP18dm0207001), hjernen videnskab projekt for Center for roman Science initiativer ( CNSI), de nationale kontorer Natural Sciences (NINS) (BS291004, M.K.) og ved Japan samfundet til fremme af videnskab (JSP'ER) KAKENHI (JP17H06034, M.K.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Beaker (100 cc) | Outocrave | ||
| Cotton ball | Outocrave | ||
| Absorption triangles | Fine Science Tools Inc. | 18105-03 | Outocrave |
| Cotton swab with fine tip | Clean Cross Co., Ltd. | HUBY340 BB-013 | Outocrave |
| Gauze | Outocrave | ||
| Towel forceps | Outocrave | ||
| Scalpel handle | Outocrave | ||
| Needle Holder | Outocrave | ||
| Iris Scissor | Outocrave | ||
| Micro-Mosquito Forceps | Outocrave | ||
| Adson, 1x2 teeth | Outocrave | ||
| Bone Curette | Outocrave | ||
| Micro spatura | Fine Science Tools Inc. | 10091-12 | Outocrave |
| Needle Holders, 12.5 cm, Curved, Smooth Jaws | World Precision Instruments | 14132 | Outocrave |
| Vessel Dilator, 12 cm, 0.1 mm tip | Fine Science Tools Inc. | 18131-12 | Outocrave |
| Vessel Dilator, 12 cm, 0.2 mm tip | Fine Science Tools Inc. | 18132-12 | Outocrave |
| Fine-tipped rongeur | Fine Science Tools Inc. | 16221-14 | Outocrave |
| Manipurator of a stereotaxic frame | Gas sterilization | ||
| Wrench for the manipurator | Gas sterilization | ||
| Hand-made fixture for the connector | Gas sterilization | ||
| Silicon cup for dental acril | Gas sterilization | ||
| Silicon cup hlder | Gas sterilization | ||
| Paintbrush | Gas sterilization | ||
| Pencil | Gas sterilization | ||
| Micro screw, 1.4 mm x 2.0 mm | Nippon Chemical Screw Co., Ltd. | PEEK/MPH-M1.4-L2 | Gas sterilization |
| Screw driver for the micro screw | Gas sterilization | ||
| Micromotor handpiece of a drill | Gas sterilization | ||
| Stainless steel burr, 1.4 mm | Gas sterilization | ||
| Stainless steel burr, 1.0 mm | Gas sterilization | ||
| Drill bit, 1.2 mm | Gas sterilization | ||
| Rubber air blower | Gas sterilization |
References
- Fukushima, M., Chao, Z. C., Fujii, N. Studying brain functions with mesoscopic measurements: Advances in electrocorticography for non-human primates. Current Opinion in Neurobiology. 32, 124-131 (2015).
- Nagasaka, Y., Shimoda, K., Fujii, N. Multidimensional recording (MDR) and data sharing: an ecological open research and educational platform for neuroscience. PLoS One. 6 (7), e22561 (2011).
- Fukushima, M., et al. An electrocorticographic electrode array for simultaneous recording from medial, lateral, and intrasulcal surface of the cortex in macaque monkeys. Journal of Neuroscience Methods. 233, 155-165 (2014).
- Komatsu, M., Sugano, E., Tomita, H., Fujii, N. A Chronically Implantable Bidirectional Neural Interface for Non-human Primates. Frontiers in Neuroscience. 11, 514 (2017).
- Komatsu, M., Takaura, K., Fujii, N. Mismatch negativity in common marmosets: Whole-cortical recordings with multi-channel electrocorticograms. Scientific Reports. 5, 15006 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Okano, H., et al. Brain/MINDS: A Japanese National Brain Project for Marmoset Neuroscience. Neuron. 92 (3), 582-590 (2016).
- de la Mothe, L. A., Blumell, S., Kajikawa, Y., Hackett, T. A. Cortical connections of auditory cortex in marmoset monkeys: lateral belt and parabelt regions. Anatomical Record. 295 (5), 800-821 (2012).
- Kaas, J. H., Hackett, T. A. Subdivisions of auditory cortex and processing streams in primates. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (22), 11793-11799 (2000).
- Ghahremani, M., Hutchison, R. M., Menon, R. S., Everling, S. Frontoparietal Functional Connectivity in the Common Marmoset. Cerebral Cortex. , (2016).
- Belcher, A. M., et al. Functional Connectivity Hubs and Networks in the Awake Marmoset Brain. Frontiers in Integrative Neuroscience. 10, 9 (2016).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Solomon, S. G., Rosa, M. G. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96 (2014).
- Burman, K. J., Palmer, S. M., Gamberini, M., Rosa, M. G. Cytoarchitectonic subdivisions of the dorsolateral frontal cortex of the marmoset monkey (Callithrix jacchus), and their projections to dorsal visual areas. Journals of Comparative Neurology. 495 (2), 149-172 (2006).
- Bakola, S., Burman, K. J., Rosa, M. G. The cortical motor system of the marmoset monkey (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 93, 72-81 (2015).
- Krubitzer, L. A., Kaas, J. H. The organization and connections of somatosensory cortex in marmosets. Journal of Neuroscience. 10 (3), 952-974 (1990).
- Miller, C. T., et al. Marmosets: A Neuroscientific Model of Human Social Behavior. Neuron. 90 (2), 219-233 (2016).
- Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
- Avants, B. B., et al. A reproducible evaluation of ANTs similarity metric performance in brain image registration. Neuroimage. 54 (3), 2033-2044 (2011).
- Hashikawa, T., Nakatomi, R., Iriki, A. Current models of the marmoset brain. Neuroscience Research. 93, 116-127 (2015).
