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Neuroscience

Chronische Implantation des gesamten kortikalen Electrocorticographic Arrays in der Weißbüschelaffe

doi: 10.3791/58980 Published: February 1, 2019

Summary

Wir haben eine ganze kortikale Electrocorticographic-Array für die Weißbüschelaffe entwickelt, die kontinuierlich fast die gesamte Mantelfläche des Kortex, aus dem okzipitalen Pol an die zeitlichen und frontal Pole abdeckt. Dieses Protokoll beschreibt eine chronische Implantationsverfahren des Arrays in den Epiduralraum des Gehirns Marmoset.

Abstract

Electrocorticography (ECoG) ermöglicht die Überwachung des elektrischen Feldes Potentiale aus der Großhirnrinde mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung. Jüngste Entwicklung von dünnen und flexiblen ECoG-Elektroden hat Wärmeleitung stabile Aufnahmen von großen kortikale Aktivität ermöglicht. Wir haben eine ganze kortikalen ECoG-Array für die Weißbüschelaffe entwickelt. Das Array kontinuierlich deckt fast die gesamte Mantelfläche der kortikalen Hemisphäre aus dem okzipitalen Pol an die zeitlichen und frontal Pole, und es fängt ganz kortikale neuronale Aktivität auf einen Schlag. Dieses Protokoll beschreibt eine chronische Implantationsverfahren des Arrays in den Epiduralraum des Gehirns Marmoset. Krallenaffen haben zwei Vorteile bezüglich ECoG Aufnahmen, wobei die homologen Organisation der anatomischen Strukturen im Menschen und Makaken, einschließlich zeitliche frontalen und parietalen komplexe. Ein weiterer Vorteil ist, dass die Marmoset Gehirn Lissencephalic und enthält eine große Anzahl von komplexen, die sind schwieriger zu Makaken mit ECoG, zugreifen, die das Gehirn Oberfläche ausgesetzt sind. Diese Features ermöglichen direkten Zugang zu den meisten kortikalen Gebieten unter der Oberfläche des Gehirns. Dieses System bietet die Möglichkeit, globale kortikale Informationsverarbeitung mit hohen Auflösungen zu einem Sub Millisekunde Bestellung rechtzeitig und Millimeter-Auftrag im Raum zu untersuchen.

Introduction

Kognition erfordert die Koordination der neuronalen Ensembles in weit verbreiteten Gehirnnetzwerke, besonders der Großhirnrinde, die ist gut ausgebaut, beim Menschen und glaubten an höheren kognitiven Verhaltensweisen zu beteiligen. Wie der Neocortex dieses kognitive Verhalten erreicht, ist jedoch ein ungelöstes Problem im Bereich Neurowissenschaften. Jüngste Entwicklung von dünnen, flexiblen Electrocorticographic (ECoG) Elektroden ermöglicht Wärmeleitung stabile Aufnahmen von großen kortikale Aktivität1. Fujii und Kollegen entwickelten eine ganze kortikalen ECoG-Array für Makaken-Affen-2,-3. Das Array kontinuierlich deckt fast die gesamte seitliche Kortex, vom okzipitalen Pol um die zeitliche und frontal Pole, und fängt ganz kortikale neuronale Aktivität auf einen Schlag. Wir haben dieses System zur Anwendung in der gemeinsamen Marmoset4,5, eine kleine, neue Welt Affe mit genetischen Manipulierbarkeit6,7weiterentwickelt. Dieses Tier hat mehrere Vorteile im Vergleich zu anderen Arten. Die visuelle, auditive, somatosensorische, motor, und frontalen kortikalen Bereiche dieser Art wurden bisher zugeordnet und berichtet, dass homologe Grundorganisation in Menschen und Makaken8,9, die gleichen Gebiete 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16. ihre Gehirne sind glatt, und die meisten seitlichen kortikalen Bereiche an der Oberfläche der Hirnrinde, die schwieriger ist, Zugang mit ECoG in Makaken ausgesetzt sind. Die Marmoset eignet basierend auf diese Funktionen, sich für Electrocorticographic Studien. Darüber hinaus Krallenaffen soziale Verhaltensweisen und dienen als Modell für menschliche Sozialverhalten17Kandidaten vorgeschlagen wurden.

Dieses Protokoll beschreibt eine epidurale Implantationsverfahren ECoG-Arrays auf die gesamten Mantelfläche des Kortex in ein Weißbüschelaffe. Es bietet die Möglichkeit, großflächige kortikale Aktivität für kortikale Neurowissenschaften Primaten, einschließlich der sensorischen, motorischen, überwachen höheren kognitiven und sozialen Bereiche.

Protocol

Dieses Protokoll wurde auf 6 gemeinsame Krallenaffen durchgeführt (4 Rüden, 2 Hündinnen; Körpergewicht = 320-470 g; Alter = 14-53 Monate). Alle Verfahren wurden entsprechend den Empfehlungen der nationalen Institute der Gesundheit Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren durchgeführt. Das Protokoll wurde von RIKEN Ethikkommission (Nr. genehmigt. H28-2-221(3)). Alle chirurgischen Eingriffe unter Narkose durchgeführt wurden, und wurden alle Anstrengungen unternommen, die Anzahl der Versuchstiere sowie ihre Beschwerden zu minimieren.

1. Vorbereitung

  1. Erhalten Sie ein Bild strukturelle Magnetresonanztomographie (MRI) von jedem einzelnen Gehirn. Hiermit werden Elektrodenpositionen durch Registrierung mit einem Marmoset Gehirn Atlas und Computertomographie (CT) zu identifizieren.
  2. Vorbereitung des ECoG-Arrays: bereiten Sie eine maßgeschneiderte Multichannel-ECoG-Array (Abbildung 1A). Ein 96ch ECoG Array besteht aus zwei Blättern mit 32 und 64 Elektroden. Um individuelle Unterschiede in der Größe des Gehirns gerecht zu werden, hat das ECoG-Array einen flexiblen Arm. Der Arm kann die zeitliche Pole, abhängig von individuellen Gehirnform abdecken. Platzieren Sie die Referenzelektroden im Gegensatz zu den ECoG-Elektroden und die gleiche Fahrtrichtung Masseelektroden konfrontiert.
    1. Montieren Sie das ECoG-Array mit einem Connector-Fall (Abbildung 1 b) und versiegeln Sie Lücken des Steckers (Abbildung 1) mit Acryl-Klebstoff, um den Zustrom von Flüssigkeit während der Operation zu verhindern. Das Array mit Ethylen Oxid-Gas zu sterilisieren.
  3. Bereiten Sie und sterilisieren Sie der Instrumente.
    Hinweis: Alle verwendeten Instrumente sind in der Tabelle der Materialienaufgeführt.

2. Implantation von ECoG-Array

Hinweis: Einnahme von Nahrung und Flüssigkeit größer als 4 h vor der Operation zurückziehen. Führen Sie alle OP-Schritte mit aseptischen mit sterilen Handschuhen und Instrumente.

  1. Pre-Implantationen
    1. Induzieren Sie Anästhesie in die Marmoset durch intramuskuläre (i.m.) Injektion von Ketamin (15 mg/kg) 5 min nach der Injektion i.m. Atropin (0,08 mg/kg).
    2. Zu betäuben und Pflege Anästhesie mit Isofluran (ca. 1-3 % verdünnt mit einer Mischung aus Sauerstoff/Lachgas) abhängig von den physiologischen Zustand des Tieres, die kontinuierlich überwacht werden. Stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz 130-180 BPM und Monitor Körpertemperatur und Sauerstoffsättigung des arteriellen Blutes (SpO2) kontinuierlich, Zustand des Tieres zu beurteilen ist.
    3. Rasieren Sie oben auf den Kopf des Tieres mit Klipper und ein Haarentferner. Voll spülen Haarentfernung Creme von der Haut mit nassen Gaze, oder es werden Hautschäden verursachen.
    4. Ein Antibiotikum verabreichen (Cefovecin; 16 mg/kg s.c.), Antihypertensiva (Furosemid; 2,0 mg/kg i.m.) und K1 (Carbazochrome Natrium Sulfonate Hydrat; 0,2 mg/kg i.m.).
    5. Legen Sie das Tier auf einem stereotaktischen Rahmen. Gelten Sie zu diesem Zeitpunkt 2 % Lidocain Gelee für die Ohr-Bars und ophthalmologische Salbe für die Augen, Trockenheit und postoperative Schmerzen zu verhindern.
    6. Desinfizieren Sie den OP-Bereich mit Jod-Lösung und mit sterilen Tüchern abgedeckt. Der Ort der Hautinzision 2 % Lidocain Gelee zuweisen.
  2. Verfahren der Implantation
    1. Ca. 4 cm über der Mittellinie der Kopfhaut mit einem Skalpell Haut einzuschneiden. Lösen Sie den zeitlichen Muskel vom Schädel mit einer Kürette, bis alle OP-Bereich ausgesetzt ist. Reinigen, Gewebe auf der Oberfläche der Schädel und die Blutung komplett mit Druck Blutstillung und Knochen Wachs, wenn nötig. Wickeln Sie den Rand der Haut und Muskeln mit angefeuchteten Gaze. Halten Sie die Gaze befeuchtet während der Operation.
    2. Setzen Sie den vorderen Rand des Arrays auf die Kante der vorderen Stange. Markieren Sie einen geplante Bereich für die Kraniotomie, Schlitze und Löcher auf den Schädel mit einem sterilen Stift. Die Kraniotomie Lage hängt die Gestaltung des Arrays (Abbildung 2).
    3. Bohren Sie die Kraniotomie entlang Mark 1, wie in Abbildung 2dargestellt. Während des Bohrens des Knochens, bläst Luft an der Spitze weiterhin eine klare Sicht für den Operateur. Weiter, schneiden Sie den Knochen rundum Mark 2, wie das Stück Knochen noch Dura in der Mitte angebracht wird. Heben Sie das Stück sanft von einer Kante und der Dura mit einem Spachtel abziehen. Dieser Prozess muss langsam und vorsichtig durchgeführt werden, oder es wird die Dura leicht reißen.
      1. Entfernen Sie die Knochen-Tipps aus dem Knochen und wickeln Sie das Stück mit angefeuchteten Gaze, wie dieses Stück nach Implantation des Arrays zurückgegeben werden.
    4. Führen Sie Kraniotomie 3 und 4, wie in Abbildung 2dargestellt. Diese ermöglichen das Einfügen der Elektroden in den orbitofrontalen und okzipitalen Bereichen, beziehungsweise.
    5. Bohren Sie Schlitze auf Mark 5, wie in Abbildung 2dargestellt. Diese Schlitze ermöglichen die Untersuchung des Arrays um sicherzustellen, dass es richtig eingelegt ist.
    6. Die Dura werden jetzt ausgesetzt werden. Waschen Sie den Bereich mit Kochsalzlösung und die Blutung mit Druck Blutstillung und einem Gelatine-Schwamm, wenn nötig. Der Rand des offenen Kraniotomie müssen mit einer Kürette oder Knochen Rongeur gereinigt werden.
    7. Machen Sie die Schlitze (6 in Abbildung 2gekennzeichnet) in denen die Referenzelektroden platziert werden. Platzieren Sie die Referenzelektroden in den Epiduralraum bei Contra-Lateral sensomotorischen und okzipitalen Bereich. Die Position sollte experimentelle Bedürfnissen bestimmt werden.
    8. Bohrer Schraubenlöcher an vier Punkten um jeden Stamm des Steckers mit einer 1,0 mm Schraube (Kreuze in Abbildung 2). Zur Vermeidung von Schäden an der Dura Angelegenheit Einfügen einer Spachtel unter dem Schädel. Diese Löcher sollten gegen den Schädel orthogonal sein. Anschließend installieren Sie PEEK Schrauben (1,4 x 2,5 mm) als Anker, den Anschluss an den Schädel zu beheben.
    9. Legen Sie das ECoG-Array in den Epiduralraum. Verwendung Flathead Zange um das Array zu halten.
      Hinweis: Das Array sollte ohne Bücken eingefügt werden. Wenn das Array gebogen ist, erstellen Sie einen angemessenen Raum durch Einfügen einer Spachtel zwischen dem Schädel und Dura. Wenn die Biegung durch die relativ geringe Größe des Gehirns verursacht wird, schneiden Sie einige der Elektroden.
    10. Befestigen Sie die Referenz und Boden Elektroden mit einer zahnärztlichen Acryl. Die kraniale Oberfläche Referenzelektroden in den Epiduralraum und Masseelektroden aufsetzen. Beide Kontakte sollte den Schädel zeigen.
    11. Legen Sie die Knochen Stück zurück und befestigen Sie die Connector und Leiter Post an den Schädel mit dental Acryl auf die Schrauben.
    12. Naht der Haut mit 6-0 Nylon an der Stirn und der hintere Kopf, und die Haut an den Seiten des Steckers mit Haut Verschlüsse befestigen.
  3. Nach der Implantation Verfahren
    1. Entfernen Sie das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen. Stellen Sie sicher, dass das Tier warm und mit Sauerstoff während der folgenden Schritte gehalten wird.
    2. Unmittelbar nach der Operation Spritzen Sie das Tier mit Meloxicam (0,3 mg/kg i.m.), postoperative Schmerzen zu verringern. Verwalten eine entzündungshemmende Kortikosteroide (Dexamethason; 2,0 mg/kg i.m.) und subkutanen Infusion (gesäugt Ringer Lösung; 5,0 mL), einschließlich Famotidine (0,5 mg/kg) als ein Gastroprotectant.
      Hinweis: Eine gleichzeitige Verwendung von NSAR mit Steroiden hat ein Potential für Magen-Darm-Nebenwirkungen.
    3. Nachdem das Tier erholt hat (Bestätigung von Herzfrequenz und SpO2), Überwachung der Vitalfunktionen zu entfernen und das Tier in der Intensivstation für 2-3 Tage zu übertragen.

3. postoperative Behandlung

Hinweis: Es dauert in der Regel 5 Tage für die Tiere von der Operation erholen.

  1. Zur Vermeidung von Gehirn Schwellung verwalten Sie entzündungshemmende Kortikosteroide Dexamethason (2,0 mg/kg) zweimal täglich am ersten Tag nach der Operation. Dann reduzieren Sie die Dosis auf 1,5 mg/kg zweimal täglich auf den zweiten und dritten Tagen und 1 mg/kg zweimal täglich am vierten Tag.
  2. Schmerzlinderung (Meloxicam, 0,1 mg/kg Oral, einmal täglich) und ein K1 verwalten (Carbazochrome Natrium Sulfonat Hydrat, 0,2 mg/kg i.m., zweimal am Tag) für 5 Tage nach der Operation.
    Hinweis: In unserem Fall wurde von 1-2 Tagen nach der Operation einige Krallenaffen (3 von 6), weniger aktiv und erbrach. Dies kann durch erhöhten intrakranialen Druck durch ein Blutgerinnsel entstanden sind. Wenn Krallenaffen diese Symptome vorgestellt, wir den Kopf wieder geöffnet und entfernt das Gerinnsel unter Vollnarkose (Alfaxalone). Gäbe es keine Biegung des ECoG Arrays während der Implantation, war das Blutgerinnsel wahrscheinlich in dem Raum zwischen Arrays und wo die Knochen Stück zurückgegeben wurde. In diesem Fall kann das Blutgerinnsel entfernt indem du Kochsalzlösung in den Raum mit einem Katheter gespült werden. Dieses Vorgehen führt in der Regel zur Erholung in das Tier.
  3. Identifikation der Elektrode Standorte
    1. Führen Sie ca. 1 Woche nach der Operation eine Computertomographie (CT) Untersuchung des Computers von den Kopf des Tieres.
      Hinweis: Dies ist eine gute Gelegenheit zu prüfen, ob Signale richtig aufgezeichnet werden können. Öffnen Sie das Gehäuse des Steckers und entfernen Sie Blutgerinnsel zu, wenn sie vorhanden sind.
    2. Richten Sie T2-gewichteten MRT zur stereotaktischen Koordinaten mit AFNI Software18 (https://afni.nimh.nih.gov) (Abbildung 3A aus). Richten Sie das CT-Bild auf T2-gewichteten anatomischen Magnetresonanz-Bilder mit AFNI (Abb. 3 b). Registrieren Sie AFNI und Ameisen19einen Marmoset Gehirn Atlas zur MRT (Abbildung 3).

Representative Results

Das gesamte kortikalen ECoG-Array kann neuronalen Aktivität aus der Gesamtheit einer Halbkugel gleichzeitig erfassen. Abbildung 4 zeigt Beispiele von akustisch evozierten Potentialen (AEPs) aus mehreren auditiven Bereichen in einem wach Marmoset. ECoG-Aufnahmen wurden in passive Hörbedingungen durchgeführt. Jede Marmoset wurde auf auditive Reize, die bestand aus randomisierten Sinustönen mit 20 Arten von Frequenz ausgesetzt. Dann berechnet wir AEPs anhand der durchschnittlichen ECoGs mit Onsets der Töne ausgerichtet. Verschiedene Wellenformen beobachtet von niederen und höheren auditiven Bereichen, die angibt, dass die räumliche Auflösung unserer ECoG-Arrays unterschiedlicher Informationsverarbeitung im kortikalen Bereiche erfassen kann.

Figure 1
Abbildung 1: Vorbereitung eines Arrays ECoG. (A) 32 und 64 ECoG Arrays (unten links und rechts), ein Connector-Fall (oben links) und ein Front-End für die Recording-Systeme (oben rechts). Das "G" und "R" für jedes Array angeben, Grand und Elektroden, bzw. verweisen. (B) zusammengebaut ECoG-Array. (C) sollte alle Lücken (rote Rechtecke) versiegelt werden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2: ein Beispiel für die Kraniotomie. (A) die dünnen grau und dicken schwarzen Linien zeigen Umrisse des ECoG-Arrays und den geplanten Bereich der Kraniotomie, beziehungsweise. Die Kreuze entsprechen Anker Löcher. Eingekreiste Zahl gibt die Reihenfolge der Bohrung. (B) ein Beispiel CT Bild der Kraniotomie. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 3
Abbildung 3: Lokalisierung jeder Elektrode. (A) T2-gewichtete MRI, CT (B) und (C) Elektrode lagen auf dem Atlas. Der Atlas verwendet in diesem Manuskript ist die Woodward 3D-Version auf der Hashikawa-Atlas20, d. h. ein MRI-Cytoarchitectual-Karte. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 4
Abbildung 4: Beispiele von akustisch evozierten Potentialen. (A) auditiven Bereich der Affen J. (B) Beispiele von AEPs. Elektroden befindet sich in verschiedenen auditiven Bereichen zeigen unterschiedliche Wellenformen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

09:00 Vorbereitungen
10:00 Einschneiden der Haut
Exposition des Schädels (10 min)
Kraniotomie (30 min)
11:00 Start in das Array eingefügt
Legen Sie das Array (60 min)
12:30 Enge Haut

Tabelle 1: Zeitlicher Verlauf der Operation zu empfehlen.

Discussion

Für eine erfolgreiche Implantation sollte Tiere mit adäquater Ernährung vor und nach der Operation erfolgen. Kurzer Betriebszeit ist auch wichtig, das Tier Erholung zu optimieren. Die Vorbereitungen sollten mindestens einen Tag vor der Operation beendet werden. Um die Betriebszeit zu verringern, empfiehlt Kraniotomie Vorbildung mit Elektrode Array einfügen bei gekündigten Tieren für andere experimentelle Zwecke. Tabelle 1 zeigt ein Beispiel für den zeitlichen Verlauf für dieses Protokoll.

Wir modifiziert die Anästhesie-Verfahren und Post-Operative Behandlung auf einer Schachtel-durchschachtel Grundlage. In diesem video Protokoll die Tiere wurden betäubt und gepflegt mit einer Mischung aus Isoflurane und Sauerstoff durch trachealen Intubation geliefert. Isofluran auswechselbar mit Sevofluran, und trachealen Intubation mit einer Maske ersetzt werden kann. In anderen Fällen betäubt wir Tiere mit intramuskulären Injektion einer Mischung von Ketamin und Medetomidine. In diesem Fall Tiere wurden zunächst sediert mit Butorphanol (0,2 mg/kg i.m.), und chirurgische Anästhesie wurde mit einer Mischung aus Ketamin (30 mg/kg i.m.) und Medetomidine (0,35 mg/kg i.m.) erreicht.

Da ECoG Änderungen direkt in elektrischen Feldern aufzeichnet, wird seine zeitliche Auflösung durch das Aufnahmesystem begrenzt. Die maximale zeitliche Auflösung von unserem Aufzeichnungssystem ist 30 kHz. Wir in der Regel Signale bei einer Abtastrate von 1 kHz abgetastet und dies ausreichend für die Extraktion von sensorischen/Motor Informationen gefunden haben.

Räumlicher Auflösung ist abhängig von Elektrodenkonstruktion. In diesem Protokoll jeder Elektrodenkontakt war 0,8 mm im Durchmesser und hatte eine Inter Elektrodenabstand von 2,5 mm. Wir beobachten verschiedene Wellenformen von drei Elektroden in verschiedenen auditiven Gebieten angesiedelt und getrennt von 2,5 mm (ch18, ch19, ch20 in Abbildung 4). So ist die räumliche Auflösung der unsere Elektroden geschätzt weniger als 2,5 mm betragen. In einigen Fällen befanden sich die Elektrode Kontakte enger zueinander. In diesen Fällen war die räumliche Auflösung feiner.

Wir haben erfolgreich langfristige, neuronale Signale mit guter Qualität aufgenommen. In einem Fall den Anschluss und zahnärztliche Acryl waren losgelöst von den Schädel und die Elektrode war gebrochen 4 Monate nach der Operation. Dies wurde durch Gewebewachstum durch Blut zurückgehalten während der Operation zwischen der zahnärztliche Acryl und Schädel verursacht. Ein weiterer Marmoset wurde 5 Monate nach der Operation durch eine experimentelle Anforderung beendet. Vier Tiere sind nach wie vor Teilnahme an Experimenten (1 Jahr, 7 Monate, 4 Monate, und 4 Monate nach der Operation bzw.).

ECoG-Arrays werden in der Regel in den Subduralraum in Menschen und Makaken implantiert. Weniger invasiven epiduralen Implantationen sind jedoch eher für Krallenaffen, da sie empfindliche Tiere sind. Die dünnere Dura Rolle Krallenaffen erlaubte uns, Hochfrequenz-Gehirnsignale zu überwachen, auch wenn das ECoG-Array auf die Dura implantiert wurde. Einer der Nachteile der epidurale Implantation ist Schwierigkeiten beim Zugriff auf die Mittellinie Kortex und Rinde innerhalb eines Sulcus. Annäherung an diese Cortex erfordert Schnitt der Dura Angelegenheit. Darüber hinaus da ECoG Arrays Oberflächenelektroden sind, ist es schwierig, die Signalquelle in Bezug auf die kortikale Tiefe angeben. Um präzise Informationsverarbeitung in der Hirnrinde zu verstehen, ist es notwendig, andere Methoden, wie z. B. Tiefe Elektroden oder optische Bildgebung beinhalten. Trotz dieser Einschränkungen kann unsere Methode neue Erkenntnisse über kortikale Informationsverarbeitung liefern. Zum Beispiel hat sensorische Agentur geglaubt, durch schnelle Interaktionen zwischen frontal- und sensorischen Bereichen entstehen; Ihre Mechanismen bleiben jedoch unklar, da diese schnelle, groß angelegte, kortikale Informationsfluss schwierig ist, ohne die hier vorgestellte Methode zu überwachen.

Disclosures

MK ist die Anwendung für ein Patent auf ganze kortikalen ECoG-Array haben sie in diesem Protokoll (Nr. 2018-210975) verwendet.

Acknowledgments

Wir danken für die Bereitstellung, Tierpflege, Training und wach-Aufnahmen Yuri Shinomoto. Das ECoG-Arrays wurden von Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp) hergestellt. Darüber hinaus möchten wir Editage (www.editage.jp) für die englische Sprache Bearbeitung zu danken. Diese Arbeit wurde von der Brain Mapping durch integrierte Neurotechnologien für Krankheit Studien (Gehirn/Geist), der Japan-Agentur für medizinische Forschung und Entwicklung (AMED) (JP18dm0207001), Gehirn-Science-Projekt des Zentrums für Roman Science Initiativen (unterstützt. CNSI), National Institute of Natural Sciences (NINS) (BS291004, m.k.) und von der Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) KAKENHI (JP17H06034, m.k.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Beaker (100 cc) Outocrave
Cotton ball Outocrave
Absorption triangles Fine Science Tools Inc. 18105-03 Outocrave
Cotton swab with fine tip Clean Cross Co., Ltd. HUBY340 BB-013 Outocrave
Gauze Outocrave
Towel forceps Outocrave
Scalpel handle Outocrave
Needle Holder Outocrave
Iris Scissor Outocrave
Micro-Mosquito Forceps Outocrave
Adson, 1x2 teeth Outocrave
Bone Curette Outocrave
Micro spatura Fine Science Tools Inc. 10091-12 Outocrave
Needle Holders, 12.5 cm, Curved, Smooth Jaws World Precision Instruments 14132 Outocrave
Vessel Dilator, 12 cm, 0.1 mm tip Fine Science Tools Inc. 18131-12 Outocrave
Vessel Dilator, 12 cm, 0.2 mm tip Fine Science Tools Inc. 18132-12 Outocrave
Fine-tipped rongeur Fine Science Tools Inc. 16221-14 Outocrave
Manipurator of a stereotaxic frame Gas sterilization
Wrench for the manipurator Gas sterilization
Hand-made fixture for the connector Gas sterilization
Silicon cup for dental acril Gas sterilization
Silicon cup hlder Gas sterilization
Paintbrush Gas sterilization
Pencil Gas sterilization
Micro screw, 1.4 mm x 2.0 mm Nippon Chemical Screw Co., Ltd. PEEK/MPH-M1.4-L2 Gas sterilization
Screw driver for the micro screw Gas sterilization
Micromotor handpiece of a drill Gas sterilization
Stainless steel burr, 1.4 mm Gas sterilization
Stainless steel burr, 1.0 mm Gas sterilization
Drill bit, 1.2 mm Gas sterilization
Rubber air blower Gas sterilization

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References

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Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. J. Vis. Exp. (144), e58980, doi:10.3791/58980 (2019).More

Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. J. Vis. Exp. (144), e58980, doi:10.3791/58980 (2019).

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