Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Bewertung der Produktivität sozialer Wespenkolonien (Vespinae) und Einführung in die traditionelle japanische Vespula-Wesp-Jagdtechnik

Published: September 11, 2019 doi: 10.3791/59044

Summary

Dieses methodische Papier bewertet die Produktivität einer sozialen Wespenkolonie, indem es die Anzahl der Mekonia pro 100 Zellen von Kamm untersucht, um die Gesamtzahl der Erwachsenen zu schätzen, die die Wespen produziert haben. Das zugehörige Video beschreibt, wie man nach Vespula Wespennestern sucht, einer Methode, die von Amateur-Wespenjägern entwickelt wurde.

Abstract

Bei Vespinewespen wird die Produktivität der Kolonien in der Regel durch Zählen der Anzahl der Larvenzellen geschätzt. Dieses Papier stellt eine verbesserte Methode vor, die es Forschern ermöglicht, die Anzahl der produzierten Erwachsenen genauer abzuschätzen, wobei die Anzahl der Mekonia (die Hocker, die in den Zellen durch Wespenlarven beim Verpuppen in Erwachsene pro 100 Zellen zurückgelassen werden) in jedem Kamm gezählt wird. Diese Methode kann vor oder nach dem Kollaps der Kolonie(d. h.in aktiven oder inaktiven Nestern) angewendet werden. Das Papier beschreibt auch, wie man wilde Vespula Wesp-Kolonien durch "Flaggen" Wespuder Köder zu lokalisieren und jagen die Wespe sammeln sie, mit einer Methode traditionell von lokalen Menschen in Zentraljapan durchgeführt (wie in dem zugehörigen Video dargestellt). Die beschriebene Vespula-Jagdmethode hat mehrere Vorteile: Es ist einfach, die Jagd von einem Punkt aus wieder einzuleiten, an dem der Forager, der zurück zum Nest flog, verloren ging, und es ist leicht, die Nestposition zu lokalisieren, da markierte Wespen oft ihre Flagge am Nest verlieren. entzücken. Diese Methoden zur Schätzung der Kolonieproduktivität und zum Sammeln von Nestern können für Forscher, die soziale Wespen untersuchen, wertvoll sein.

Introduction

Es wird angenommen, dass jede Art eine optimale Strategie für das Überleben und die Fortpflanzung unter einer Vielzahl möglicher Strategien entwickelt. Bei der natürlichen Selektion werden Individuen mit Eigenschaften, die den fortpflanzungslichen Erfolg eines Individuums maximieren, mehr Nachkommen (und Gene) der nächsten Generation überlassen. Daher kann die Anzahl der von einem Individuum produzierten Nachkommen als Indikator für die relative evolutionäre Fitness des Individuums verwendet werden. In einem gegebenen ökologischen Kontext kann der Vergleich der Anzahl der produzierten Nachkommen im Vergleich zu alternativen Verhaltensstrategien Forschern helfen, die beste Strategie zur Optimierung der Fitness vorherzusagen1.

Soziale Hymenoptera (wie Wespen, Bienen und Ameisen) haben ein System von drei verschiedenen Kasten, die Arbeiter (sterile Weibchen), Königinnen (Gynes) und Männchen1sind. Nur neue Königinnen (Gynes) und Männchen zählen zur Fitness in sozialen Hymenoptera. Die Arbeiterproduktion trägt nicht direkt zur Fitness bei, da der Arbeiter unfruchtbar ist. Auf der anderen Seite wird eine Königin, die eine höhere Kolonieproduktivität produzieren kann (z. B. eine höhere Anzahl von Gesamtzellen oder ein schwereres Nest), als eine höhere Fitness in sozialen Hymenoptera betrachtet, unabhängig von der Anzahl der tatsächlich produzierten neuen Königinnen und Männchen (siehe , z.B.Tibbetts und Reeve2 und Mattila und Seeley3). Im Allgemeinen ist es schwierig, die Anzahl der Nachkommen, die von einer Kolonie sozialer Hymenoptera produziert werden, genau zu zählen. In der Tat, die Königinnen von vielen sozialen Insekten leben für mehr als 1 Jahr(z.B.Blattschneider Ameise Königinnen können leben >20 Jahre4 und Honigbienenköniginnen können für 8 Jahre leben5). Darüber hinaus kann eine Königin Tausende von reproduktiven Nachkommen im Laufe von mehreren Wochen oder Monaten produzieren, auch in jährlichen Arten von Gattungen Vespa und Vespula6,7,8. Darüber hinaus ist die Lebensdauer der Arbeiter kürzer als die ihrer Mutterkönigin, und Arbeiter sterben oft aus ihren Nestern. Selbst wenn man also alle Erwachsenen in einem Nest zu einem bestimmten Zeitpunkt genau zählen könnte, würde eine solche Zählung die Anzahl der produzierten Nachkommen nicht genau darstellen. Daher wurde die Anzahl der produzierten Nachkommen grob von der Größe des Nestes, der Anzahl der Arbeiter im Nest oder dem Gewicht des Nestes zu einem bestimmten Zeitpunkt3,9,10geschätzt. Die Anzahl der Larvenzellen könnte zu einer Überschätzung der Nachkommenproduktion führen, wenn einige Zellen leer sind. Die gleiche Methode könnte auch zu einer möglichen Unterschätzung der Nachkommenproduktion führen, da Kämme kleiner Zellen, die Arbeiterbrut enthalten, zwei oder drei Kohorten larven6,7,11produzieren können.

Das erste Ziel dieser Arbeit ist es, eine verbesserte Methode zur Schätzung der Produktivität der Vespine-Wespenkolonie in Bezug auf die Anzahl der produzierten Erwachsenen zu bieten. Yamane und Yamane schlugen vor, dass der beste Weg, um die Anzahl der nachkommen von einer Kolonie produziert zu schätzen, ist die Mekonia im Nest12zählen. Die Mekonia ist das Fäkalpellet, das Larvenhaut-, Darm- und Darminhalt enthält, den eine Larve beim Verpuschen in ihrer Zelle hinterlässt (Abbildung 1A). Die Gesamtzahl der pro Kamm produzierten Mekonia wird berechnet, indem die Gesamtzahl der vorhandenen Zellen mit der durchschnittlichen Mekonia-Anzahl pro Zelle multipliziert wird. Es gibt oft mehrere Schichten von Mekonia in einer Zelle, und jede Mekonia zeigt an, dass eine Person erfolgreich indieserZelle 6,11 (Abbildung 1B) verpupet wurde. Bei der Schätzung der mittleren Anzahl von Mekonia pro Zelle, wenn die Anzahl der untersuchten Zellen klein ist (eine kleine Stichprobengröße), nimmt der Standardfehler (SE) zu, und infolgedessen wird der Fehler für die Gesamtzahl der Mekonia pro Kamm höher, als wenn der Stichprobenumfang größer wäre. Die SE des Mittelwerts (SEM) ist ein Maß für die Streuung der Stichprobenmittelwerte um den Mittelwert der Grundgesamtheit. Daher konzentriere ich mich in dieser Studie auf das SEM der Anzahl der Mekonia pro Zelle, um die Population (die Anzahl der produzierten Erwachsenen) aus dem Stichprobenmittelwert (die durchschnittliche Anzahl der Mekonia pro Zelle) zu schätzen. In dieser Studie wird versucht zu bestimmen, wie viele Proben erforderlich sind, um eine SE-Rate von weniger als 0,05 pro Zelle zu erhalten. Dazu wird eine numerische Simulation mit realen Daten über die Anzahl der Mekonia pro Kamm durchgeführt, um die minimale Stichprobengröße (sowohl für Arbeiter- als auch für Königinkämme) zu bestimmen, die erforderlich sind, um diesen Wert innerhalb des definierten SE von 0,05 genau zu schätzen.

Vespine Wespenkolonien leben in versteckten Nestern (unterirdisch oder antenne) bestehend aus mehreren horizontalen Kämmen, in Reihe von oben nach untengebaut 6,7,11. Die durchschnittliche Größe der Zellen steigt vom ersten (oben) zum letzten (unteren) Kamm. In den unteren Kämmen ist eine plötzliche Verschiebung der durchschnittlichen Zellgröße zu beobachten. Diese breiteren Zellen sind für die Entwicklung neuer Königinnen gebaut. Daher kann eine genauere Schätzung der Kolonieproduktivität(d. h.der Anzahl der produzierten Individuen) ermittelt werden, wenn die Gesamtzahl der Mekonia in den Arbeitszellen (kleine Zellen) und Königinzellen (große Zellen) berücksichtigt wird. Um die Fitness auf Kolonieebene abzuschätzen, konnten die Forscher die Anzahl der produzierten Königinnen schätzen und sich allein auf die Mekonia in den Königinzellen konzentrieren. Was die fortpflanzungslichen Männchen betrifft, so werden diese je nach Art entweder in Arbeiterzellen oder in Königinzellen aufgezogen. So kann es schwierig sein, die männliche Produktion einer Kolonie zu schätzen, außer bei Arten, wo Männchen eine dritte, einzigartige Zellgröße13 haben(z.B. Dolichovespula arenaria).

Das zweite Ziel dieser Arbeit ist es, eine nützliche Technik zu präsentieren, um wilde Vespine-Wespenkolonien auf dem Feld zu lokalisieren und in Labornistkästen zu verpflanzen. Obwohl einige Forscher Wespennester von Schädlingsbekämpfungsanrufen erhalten(d.h.Menschen, die sie als Schädlinge14,15) melden, ist diese Methode nicht immer möglich oder wünschenswert. Die Forscher müssen möglicherweise Nester in wilden und bewohnten Gebieten sammeln, in denen Schädlingsbekämpfer nicht operieren, oder ihre Forschung durchführen, indem sie zu bestimmten Zeiten flexibler Nester erhalten. Interessanterweise sammeln und züchten die Menschen, die in den Berggebieten Zentraljapans leben, traditionell Wespen (Vespula shidai, Vespula flavicepsund Vespula vulgaris) für Nahrung. Daher sind Sammel- und künstliche Aufzuchttechniken für diese Wespen in diesen Bereichen gut entwickelt17.

In diesem Beitrag werden auch die Methoden zur Aufzucht von Vespula-Wespen zusammengefasst. Der Versuchsorganismus für diese Studie war V. shidai, eine soziale, bodenverschachtelte Wespe, die Westasien und Japan bewohnt. V. shidai besitzt die größte Koloniegröße unter allen japanischen Vespineweps, mit insgesamt 8.000 bis 12.000 Zellen pro Nest, mit einem Maximum von 33.400 Zellen14,18. Arbeiter von V. shidai haben ein durchschnittliches Nassgewicht von 67,62 x 9,56 mg. Männchen werden in der Regel in Arbeiterzellen aufgezogen; Im Gegensatz dazu werden neue Königinnen in speziell konstruierten, breiteren Königinzellen14aufgezogen.

Figure 1
Abbildung 1: Meconium in einer Larvenzelle. (A) Querschnitt eines Kamms von Vespula shidai. Meconia wird durch rote Pfeile angezeigt. (B) Zwei Mekonia sind geschichtet. Jeder blaue Pfeil zeigt ein Meconium an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Bewertung der Kolonieproduktivität

  1. Schätzung der Anzahl der Zellen pro Kamm
    1. Trennen Sie die Kämme nacheinander. Alle erwachsenen Wespen aus dem Kamm fegen und alle Larven und Pupae mit einer Pinzette aus den Zellen ziehen.
    2. Messen Sie die quadratischen Messgrößen von 10 zufällig ausgewählten Zellen pro Kamm mithilfe von Bildgebungssoftware(z. B.Bild J Version 1.48, siehe http://imagej.nih.gov/ij/).
      1. Nehmen Sie ein Bild mit dem Maßstabsverweis auf, sodass alle Zellen von rechts oben abgebildet sind.
      2. Konvertieren Sie basierend auf der tatsächlichen Länge der Skala alle gemessenen Längen in Pixel.
      3. Messen Sie die Bereiche der 10 Zellen in Pixeln und konvertieren Sie sie in die tatsächlichen Bereiche.
      4. Berechnen Sie die durchschnittliche Fläche von Arbeits- und Damezellen.
    3. Schätzen Sie die Anzahl der Arbeits- und Königinzellen, indem Sie die Fläche jedes Kamms durch die durchschnittliche Zellfläche pro Kamm dividieren.
  2. Zählen der Mekonia für die Bewertung der Kolonieproduktivität
    1. Zählen Sie die Anzahl der Mekonia pro 100 Zellen für jeden Kamm, indem Sie vorsichtig den Kamm brechen und Mekonia untersuchen.
      HINWEIS: Diese Anzahl von Zellen wurde hier als ausreichend ermittelt (die SE der Mekoniapro-Zelle liegt innerhalb von 0,05, siehe Abschnitt repräsentative Ergebnisse). Mekonia kann sich in zwei oder mehr Schichten in der Zelle verfestigt haben (Abbildung 1).
    2. Berechnen Sie die durchschnittliche Anzahl der Mekonia pro Zelle für diese 100 Zellen.
    3. Berechnen Sie die Gesamtzahl der Mekonia für jeden Kamm(d. h.die Anzahl der produzierten Individuen, die Produktivität der Kolonie), extrapoliert aus der geschätzten Anzahl der Zellen und der durchschnittlichen Anzahl der Mekonia pro Zelle für diesen Kamm.

2. Suche nach Vespula-Nestern

  1. Hetze
    1. Hängen Sie Stücke von Tintenfischen, Süßwasserfischen oder Hühnerherz (ca. 10 g insgesamt) an einem Baumzweig in einer Höhe, die leicht von Hand erreicht werden kann (Abbildung 2).
    2. Platzieren Sie diese Köder entlang eines Transects(z. B.entlang einer Straße, die einen Wald durchquert, oder entlang eines Flusses) an 50 bis 100 Stationen, mit mindestens 5 m zwischen jeder Station.

Figure 2
Abbildung 2: Wespen mit einem gekennzeichneten Fleischköder. (A) Köderwespen mit Fleisch, das an der Spitze eines Stocks befestigt ist. (B) Das Stück Fleisch ist mit einem Faden an eine Plastikflagge gebunden. (C) Die Wespe hält auf dem Fleisch, das an die Flagge gebunden ist. Solche "gekennzeichneten" Köder werden die Sichtbarkeit des fliegenden Fälschers erhöhen. Die Fotos in den Paneelen B und C wurden von Fumihiro Sato aufgenommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Wespen mit einem "geflaggten" Köder versorgen
    1. Flaggenkonstruktion und Befestigung
      1. Schneiden Sie Kunststoffbeutel (Polyethylen) mit einem Kastenschneider in Streifen von 3 - 5 mm Breite und 15 cm Länge.
      2. Bereiten Sie 1,5 mm3 Hühnerherz oder Tintenfisch auf einem Bambusspieß oder dünnen Zweig (der Durchmesser des Fleischköders kann 1 - 2 mm, weniger als 15 mg für einen V. shidai Arbeiter; Abbildung 2).
      3. Binden Sie einen Faden an die Flagge (Kunststoffstreifen, weniger als 10 mg) und dann an Fleischköder, befestigen Sie es innerhalb von 3 mm von der Flagge (dies wird der "gekennzeichnete" Köder genannt). Schneiden Sie das lose Gewinde über dem Knoten ab.
        HINWEIS: Verwenden Sie extrem feines Polyestergewinde, das normalerweise bei Nähmaschinen verwendet wird.
    2. Präsentation des Fleischköders auf einer Wespe
      HINWEIS: Ein Nest wird am effizientesten gefunden, indem wespen, die immer wieder zum Köder innerhalb von 4 min nach dem Verlassen zurückkehren. Dies liegt daran, Wespen, die den Köder nehmen und schnell zurückkehren haben ein Nest in der Nähe.
      1. Malen Sie eine eindeutige Markierung auf jeden Thorax, um die Wespen einzeln zu identifizieren, wenn sie die Köder beißen (vorzugsweise mit wasserbasierten Farbstiften, siehe Tabelle der Materialien).
      2. Richten Sie die Flagge mit dem Faden unter der Wespe, während es den markierten Köder beißt, wenn sie den Köder auf die Wespe präsentiert (platzieren Sie die Flagge, so dass sie und der Faden unter dem Bauch der Wespe unter ihrem Brustkorb passieren).
    3. Nach einer markierten Wespe
      1. Sammeln Sie die Köder aus der Umgebung, so dass die zurückkehrende Wespe eher an die gleiche Stelle zurückkehrt, bevor sie einer Wespe folgt.
        HINWEIS: Die folgenden markierten Wespen werden am besten mit einer Gruppe von zwei oder mehr Personen durchgeführt. Mindestens eine Person bleibt am Transsekt und versorgt die Futterwespen mit geflaggten Ködern, während die andere(n) der markierten Wespe folgt. Wenn mehr als eine Wespe zum gleichen Köder angezogen wird, markieren und folgen Sie nur Wespen, die in die gleiche Richtung wegfliegen.
      2. Folgen Sie einer Wespe mit einem geflaggten Köder.
      3. Wenn eine nachfolgende Wespe irgendwo auf dem Weg zu ihrem Nest landet, heben Sie die Wespe vorsichtig mit einem langen Stock (Zweig) oder Angelrute an und beobachten Sie sie, bis sie den Flug wieder aufnimmt.
        HINWEIS: Seien Sie sanft und schlagen Sie nicht die ruhende Wespe, weil es den Köder fallen lässt und wegfliegen.
      4. Wenn die Wespe eine weitere Fleischkugel formt, bevor sie wieder zu ihrem Nest zurückfliegt, justieren Sie die Flagge, falls erforderlich.
        HINWEIS: Wespen landen und kauen manchmal durch den Faden und entfernen die Flagge vom Fleischköder. Wenn dies häufig geschieht, machen Sie die Flaggen kürzer, um die Flugfähigkeit zu erhöhen.
      5. Wenn eine Wespe der Erkennung entkommt, während sie verfolgt wird, warten Sie, bis die Wespe zur Köderstation auf dem Transect zurückkehrt, bevor Sie die Verfolgungsjagd wieder aufleben lassen. Dieses Mal, während die Wespe den neuen Köder beißt, tragen Sie den Köderstock (und Wespe) bis zu dem Punkt, wo sie zuletzt der Entdeckung entgangen war.
        HINWEIS: Futterwespen lassen ihre Köder nicht leicht los und stechen nicht, wenn sie sanft behandelt werden. Somit kann die Wespe mit dem markierten Köder an die gewünschte Stelle bewegt werden, indem die Flagge gehalten wird, ohne dass die Wespe entweicht.

3. Übertragung des Nestes

  1. Aufbau der Tragebox
    1. Konstruieren Sie Nistkästen in verschiedenen Größen, von 10 bis 20 cm in der Länge und Breite und von 10 bis 20 cm in der Höhe, um Nester in verschiedenen Größen unterzubringen.
      HINWEIS: Boxen dieser Größe sind groß genug, um junge Nester von V. shidai (gesammelt in Zentraljapan zwischen Mitte Juli und Mitte August) unterzubringen. Machen Sie eine Tragebox nach der Nestgröße jeder Art, für jede Wachstumsstufe.
    2. Konstruieren Sie das Bambusgitter und befestigen Sie es an der Innenseite der Box, ca. 2 cm über der Unterseite der Box, um die Platzierung des Nestes in der Tragebox zu erleichtern.
    3. Bedecken Sie den Boden der Tragebox mit Zeitung und kleben Sie sie auf ein hölzernes, abnehmbares Brett(Abbildung 3).
      HINWEIS: Die Zeitung wird später zulassen, dass die Wespen durch sie kauen, während sie zusätzliche Kämme unter der Tragebox bauen, wenn diese in einem Nistkasten platziert werden (siehe Abschnitt 3.2).
  2. Ausgrabung des Nestes
    1. Vor der Belichtung des gesamten Nestes
      HINWEIS: Tragen Sie Schutzkleidung, um zu vermeiden, von den Wespen gestochen zu werden, die ihr Nest verteidigen.
      1. Sobald das Wespennest gefunden ist, graben Sie das Nest aus.
      2. Kräftig auf dem Boden um das Nest für etwa 10 bis 20 min, so dass Arbeiter verlassen und rückkehre in das Nest bleiben im Inneren, um es zu schützen, um so viele Arbeiter wie möglich zu sammeln.
        HINWEIS: Wenn die Wespen weiterhin außerhalb des Nestes bleiben, ist es besser, sie mit einem Insektennetz zu erfassen. Obwohl die Stempelung für V. flaviceps, V. shidaiund V. vulgarisnützlich ist, können andere Artenarbeiter aus dem Nest die Person angreifen, die die Stempelung durchführt. Überspringen Sie in diesem Fall diesen Schritt.
      3. Leuchten Sie ein Licht direkt in den Nesteingang, um die Richtung zu bestimmen, in die der Nesteingang verläuft. Verwenden Sie einen Finger, um die Ausrichtung des Nestlochs zu bestätigen, während sanft ausgegrabener Boden aus dem Umkreis des Nestes.
    2. Nach der Belichtung des gesamten Nestes
      1. Wenn das ganze Nest freigelegt wird, verteilen Sie ein Tuch und legen Sie das Nest darauf, um zu verhindern, dass Wespen in den Boden unter dem Nest entweichen.
      2. Legen Sie das ausgegrabene Nest in eine hölzerne (Tragen) Box für den Transport ins Labor (Abbildung 3); dann, decken Sie es mit Zweigen und Zeitung. Lassen Sie die Oberseite des Nestes frei, während es sich im Kasten befindet.
      3. Legen Sie die Tragebox 5 bis 10 min auf ein Tuch, bis die Wespen ruhig werden.
      4. Sammeln Sie Wespen in der Nähe mit einem Insektennetz und transportieren Sie sie mit dem Nest ins Labor.
        HINWEIS: Als alternatives Sammelverfahren beanästheisieren Sie die Nestinsassen, indem Sie Zelluloidrauch oder Diethylether vor dem Ausgraben in das Nest anlüften.

Figure 3
Abbildung 3: Tragekasten. (A) Box zum Tragen von Nestern, die auf dem Feld gesammelt wurden. (B) Ein Bambusgitter wird an der Unterseite des Feldes platziert. Die beiden Kästchen im Bild rechts stehen kopfüber. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Aufzucht von Vespula

  1. Aufbau des Nistkastens
    HINWEIS: Der Nistkasten besteht aus Holz, mit Abmessungen von 50 cm in Der Länge und Breite und 70 cm in der Höhe für die Aufzucht V. shidai (ein reifes Nest hat etwa 40 cm im Durchmesser in freier Wildbahn). Machen Sie einen Nistkasten entsprechend der Nestgröße der zu züchtenden Art.
    1. Stellen Sie dem Nistkasten ein Eingangsloch zur Verfügung (in der Regel im oberen Teil des Kastens platziert), damit Wespen das Nest zum Futter verlassen können.
    2. Füllen Sie etwa 1/3 des Nistkastens mit Erde, wie sie an der Stelle vorkommt, an der das Nest gesammelt wurde.
    3. Installieren Sie ein Drahtgitter (mit einer Maschenöffnung von 1,5 cm2) am Eingang des Nistkastens, um ein Eindringen anderer Wespen (Räuber wie Vespa mandarinia und Vespa simillima)zu verhindern.
    4. Legen Sie zwei Holzstäbe in den Nistkasten, die den Tragekasten tragen können (Abbildung 4).

Figure 4
Abbildung 4: Laboreinrichtung. (A) Einstellen einer Tragebox in einen Nistkasten, der für eine Langzeitstudie verwendet wird. Bevor der Tragekasten in den Nistkasten gestellt wurde, wurde das Holzbrett an der Unterseite des Tragekastens entfernt, so dass nur die Zeitung den Boden des Nestes bedeckte. (B) Eine Reihe von Nistkästen mit Lebensmittelressourcen, die an einer Drahtleitung hängen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Transplantation der Tragebox in den Nistkasten
    1. Bewahren Sie den Nistkasten an einem trockenen Ort auf, während Sie Wespen in den gesammelten Nestern aufziehen(d.h.irgendwo nicht regenausgesetzt).
    2. Entfernen Sie das Holzbrett an der Unterseite des Tragekastens und legen Sie es in den Nistkasten für eine Langzeitstudie (Abbildung 4).
      HINWEIS: Oft haben Wespen Löcher in die Zeitung gebissen, die den Boden der Tragebox bedeckt, und so besteht die Gefahr, von Wespen gestochen zu werden, die durch die Löcher entweichen. Tragen Sie daher schutzbeschützend, wenn Sie das Nest verpflanzen.
  2. Fütterung der Wespen
    1. Legen Sie verschiedene Arten von Fleisch (Tintenfisch, Süßwasserfisch, Hühnerbrust oder Hühnerherz) und eine 1:3 Lösung von Honig und Wasser ca. 3 m vom Nistkasten entfernt.
    2. Ausreichend Nahrung für den Fütterungsbedarf von 1 Tag zur Verfügung stellen. Frische Lebensmittel täglich auffüllen (Vespinae futtern nicht auf altes/verrottendes Fleisch).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Ein Ziel dieser Studie war es, zu bestimmen, wie viele Proben benötigt werden, um ein SEM der Anzahl der Mekonia pro Zelle zu erhalten, die weniger als 0,05 beträgt. In dieser Studie wurde ein Kamm mit einer durchschnittlichen Zellgröße von <20 mm2 als Arbeiterkamm definiert, während größere Kämme als Königinkämme definiert wurden. Ich zählte die Anzahl der Zellen für Königinkämme und Arbeiterkämme (in dieser Studie wurden aus sechs Königinnenkämmen und sechs Arbeiterkämmen aus fünf V. Shidai-Kolonien gezählt). Die tatsächliche Anzahl der Zellen pro Kamm wurde anhand dieser Daten mittels Extrapolation geschätzt (Tabelle 1).

Id zustand Abholdatum Fläche (mm2) Geschätzte Anzahl der Zellen (ENC) Tatsächliche Anzahl der Zellen (ANC) Tatsächliche Anzahl des Meconiums (ANM) Mittlere Anzahl von Meconium in einer Zelle ANM /ENC
WW-Kb01 lebendig 18-Okt-16 27756.7 1599.9 1433 2430 1.70 1.52
WW-Kb02 lebendig 18-Okt-16 4098 381.9 347 494 1.42 1.29
WW-Kb02 lebendig 18-Okt-16 22439.3 1118.9 986 1317 1.34 1.18
WR-Ksb zusammenbrechen 3-Nov-16 19094.9 1098.6 1,181 974 0.82 0.89
WR-Ksc zusammenbrechen 27-Nov-16 38,933.40 2,198.70 2,455 4,321 1.76 1.96
WR-Kb05 zusammenbrechen 29-Nov-16 10970 860 763 1315 1.72 1.53
QW-Kb01 lebendig 18-Okt-16 29186.2 1094.4 1095 759 0.69 0.69
QW-Kb01 lebendig 18-Okt-16 36920.5 1361.6 1341 1075 0.80 0.79
QW-Kb02 lebendig 18-Okt-16 37295.9 1047.2 1080 1068 0.99 1.02
QR-Ksb zusammenbrechen 3-Nov-16 24811.2 1011.9 893 701 0.78 0.69
QR-Ksc zusammenbrechen 27-Nov-16 33352.8 1384.5 1241 1069 0.86 0.77
QR-Kb05 zusammenbrechen 29-Nov-16 25157.6 1071.4 922 572 0.62 1.97
WW = ein Arbeiterkamm aus einem wilden Nest, WR = ein Arbeiterkamm aus einem Aufzuchtnest, QW = ein Königinkamm aus einem wilden Nest, QR = eine Königin kam aus einem Aufzuchtnest. Alive = lebensfähige Wespenlarven in Zellen, Collapse = keine lebensfähigen Larven in Zellen.

Tabelle 1: Die tatsächliche und geschätzte Anzahl der Zellen in sechs Arbeiterkämmen und sechs Königinkämmen und die Anzahl der Mekonia pro Kamm. WW = ein Arbeiterkamm aus einem wilden Nest, WR = ein Arbeiterkamm aus einem Aufzuchtnest, QW = ein Königinkamm aus einem wilden Nest, QR = eine Königin kam aus einem Aufzuchtnest. Alive = lebensfähige Wespenlarven in Zellen, Collapse = keine lebensfähigen Larven in Zellen.

Eine Analyse des Verhältnisses zwischen dem Stichprobenumfang und dem SEM der Mekonia-Anzahl pro Zelle zeigte, dass der Stichprobenumfang anhand eines Bootstrap-Ansatzes auf der Grundlage der Anzahl der gezählten Mekonia (aus realen Daten) ermittelt werden sollte. Anhand realer Daten wurden der Mittelwert und die Standardabweichung (SD) der Mekonia-Anzahl pro Zelle berechnet, wobei die Anzahl der Proben für jeden Stichprobenumfang auf 1.000 festgelegt wurde (die Anzahl der zu untersuchenden Zellen war 1 bis 500; Abbildung 5). Ich habe keine iterative Extraktion aus den Daten bei der Probenahme zugelassen. Das SEM für die Anzahl der Mekonia pro Zelle wurde für jeden Stichprobenumfang für jeden Satz realer Daten berechnet. Anschließend wurde der Stichprobenumfang untersucht, bei dem das SEM weniger als 0,05 betrug. Alle Berechnungen wurden mit der Software R.3.2.4 durchgeführt. 19 Diese Analyse ergab, dass das SEM <0,05 betrug, wenn der Stichprobenumfang 100 Zellen betrug (sowohl für Arbeiter- als auch für Damenkämme) (Abbildung 5). Daher basieren die folgenden Ergebnisse auf der Untersuchung der Anzahl der Mekonia pro 100 Zellen pro Kamm.

Die tatsächliche und geschätzte Anzahl der Zellen in sechs Arbeitskämmen und sechs Königinkämmen sowie die Anzahl der Mekonia pro Kamm sind in Tabelle 1dargestellt. Die Schätzungen der Anzahl der Zellen in den Arbeitskämmen, basierend auf Kämmflächenmessungen, waren sowohl höher als auch niedriger als die tatsächliche Anzahl. Die durchschnittliche Mekonia-Anzahl in den Zellen der Arbeiterkämme, die die Anzahl der produzierten Arbeiter darstellt, reichte von 1,96 Mal mehr als die Anzahl der geschätzten Larvenzellen bis 0,89 Mal weniger als die geschätzte Anzahl von Zellen (Tabelle 1). In den Königinkämmen war die tatsächliche Anzahl der Zellen oft geringer als die geschätzte Anzahl von Zellen. Die Anzahl der Mekonia in den Königinkämmen, die einen Bestandteil der Fitness darstellen können(d.h.ein Teil des Fortpflanzungserfolgs der Gründungskönigin), betrug 0,53- bis 1,02-mal so viele wie die geschätzte Anzahl von Zellen.

Alle Zellen und Mekonia wurden in sechs zufällig ausgewählten Arbeiterkämmen und sechs zufällig ausgewählten Königinkämmen aus den fünf Nestern gezählt (Tabelle 1). Die Gesamtzahl der zellen, die in den Arbeitskämmen gezählt wurden, betrug 7.165, während die Anzahl der mekonia in den Arbeitskämmen 10.851 betrug. Die durchschnittliche Anzahl der Zellen pro Kamm betrug 1.194,2 x 720,3 (durchschnittliche SD), während die durchschnittliche Anzahl der Mekonia in den Arbeitskämmen 1.808,5 x 1.368,2 betrug. In den Königskämmen betrug die Gesamtzahl aller Zellen 6.572, während die Zahl aller Mekonia 5.244 betrug. Die durchschnittliche Anzahl der Zellen pro Kamm in den Königinkämmen betrug 1.095,3 x 174,820, während die durchschnittliche Anzahl der Mekonia 874,0 x 223,8 betrug. Meconiumschichten in Arbeiterzellen reichten von null bis drei, während die Queen-Zellen entweder eine oder keine Meconiumschicht hatten.

Figure 5
Abbildung 5: Die Beziehung zwischen dem Stichprobenumfang und dem Standardfehler (SE) im Verhältnis zur Anzahl der Mekonia-Anzahlen. (a) Meconia pro Zelle in Arbeiterkämmen. (b) Meconia pro Zelle in Königinkämmen. Jeder Kreis stellt eine SE relativ zur Anzahl der Mekonia pro Zelle dar, die durch Simulation mit tatsächlichen Daten erhalten wurde. Farbunterschiede stellen die Daten aus jedem abgetasteten Nest dar. Die Simulation der SE für die Anzahl der Mekonia pro Zelle im Kamm WWkb02 (Arbeiterkamm) wurde mit einer Stichprobengröße von 300 durchgeführt, da dieser Kamm nur 347 Zellen hatte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Die Kolonieproduktivität von Bienen, Ameisen und Wespen wurde zuvor durch die Anzahl der Arbeiter und Zellen in Nestern oder durch das Gewicht der Nester3,9,10geschätzt. Diese Studie zeigt, dass die Schätzung der Anzahl der Mekonia eine bessere Schätzung der Gesamtzahl der produzierten Individuen liefert(d. h.ein besserer Indikator für die Produktivität der Kolonien). Tatsächlich wurde festgestellt, dass sowohl bei Arbeiter- als auch bei Königinkämmen die Mekoniazahl zwischen dem 0,53- und dem 1,96-fachen der Anzahl der Larvenzellen im Kamm lag. Diese Ergebnisse quantifizieren, wie ungenau die Bestimmung der Anzahl der produzierten Arbeiter und Königinnen sein kann, wenn sie auf der Anzahl der Zellen in einem Kamm basiert. Obwohl die Zahl der Mekonia in einem Nest arbeitsintensiver ist, scheint die Schätzung der Anzahl der Mekonia in einem Nest eine genauere Bewertung der Kolonieproduktivität zu gewährleisten. Andererseits wurde in dieser Studie nicht bewertet, wie genau die Anzahl der Mekonia die Anzahl der produzierten Personen darstellt.

Dieses Papier zeigt, wie viele Zellen eines V. Shidai-Nests untersucht werden sollten, um die Produktivität der Kolonie zu schätzen, basierend auf den Ergebnissen eines Bootstrap-Simulationsansatzes unter Verwendung von Probendaten über die Anzahl der Mekonia im Nest. Basierend auf diesen Ergebnissen wäre es angemessen, 100 Zellen pro Kamm von Arbeiter- und Queen-Zellen zu untersuchen. Die Methode zum Zählen von Mekonia kann auch auf ein Nest angewendet werden, nachdem es zusammengebrochen ist(d.h.inaktiv ist), was für Forscher von Vorteil sein kann: die Fortpflanzungszeit von Vespine-Wespenkolonien ist ziemlich lang8 und das Studium eines Nestes, nachdem es kollabiert bedeutet, dass die Gesamtzahl der Erwachsenen, die über die gesamte Fortpflanzungszeit produziert werden, geschätzt werden kann. Solche Kolonien sind auch leichter zu sammeln.

Um Nester von V. shidaizu sammeln, sind einige Forscher entweder markiert(z.B.mit fluoreszierendem Pulver beschichtet) oder unmarkierten Wespen21gefolgt. Die hier vorgestellte Nestortungsmethode (Fütterung des Wespenfleisches) erleichtert es, Wespen in ihre Nester zu führen. Dieser Ansatz ist auch hilfreich, wenn eine verfolgte Wespe verloren geht, weil die gleiche Wespe schließlich zum Köder entlang des Transsekts zurückkehrt. Geben Sie dieser Wespe neue geflaggte Köder an und tragen Sie sie bis zu dem Punkt, an dem sie zuletzt verloren ging, so dass die Verfolger die Jagd von diesem Punkt an wieder aufnehmen können (näher am Nest). Einige der ins Nest gebrachten Fahnen werden am Nesteingang entfernt, was auch die Suche nach Bodennestern erleichtert. Diese Methode ist jedoch nicht für regnerische Tage geeignet, da Marker dazu neigen, an Ästen und Blättern zu kleben, wenn sie nass werden. Obwohl die Jagd auf geflaggte Wespen für V. shidai, V. flavicepsund V. vulgaris in Japan nützlich ist, konnte diese Methode nicht auf Vespula rufa angewendet werden, da diese Wespen nicht zum Köder kommen und nicht gekennzeichneten Köder greifen. Die Nestortungsmethode kann wahrscheinlich nicht für einige Vespula-Wespen verwendet werden.

Eine nachhaltigere Ernährung bedarf einer ständig wachsenden Weltbevölkerung. Darüber hinaus steigt die Nachfrage nach essbaren Insekten täglich. Viele essbare Insekten, die lokal und traditionell auf der ganzen Welt verzehrt werden, wurden von der Ernährungs- und Landwirtschaftsorganisation der Vereinten Nationen21 als vielversprechende alternative Proteinquelle für die Überwindung von Nahrungsmitteln identifiziert. Unsicherheit weltweit. Larven und Pupae von Vespula wurden traditionell als Nahrung in Berggebieten Japans16verwendet, und so könnten sie verwendet werden, um eine Proteinquelle anderswo auf der Welt zu liefern. Die in dieser Studie entwickelten Protokolle sind wahrscheinlich auf die Lokalisierung von Nestern anderer Gelbjackenarten anwendbar. Daher sind die in diesem Dokument beschriebenen Protokolle nützlich, um Gelbjacken als essbare Ressource zu sammeln und das Wespverhalten zu untersuchen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Der Autor hat nichts zu verraten.

Acknowledgments

Der Autor dankt Katsuyuki Takahashi, Hiroo Kobayashi, Fumihiro Sato, Daikichi Ogiso, Toshihiro Hayakawa und Hisaki Imai dafür, dass sie ihm die traditionelle Wespenjagdmethode beigebracht haben. Der Autor möchte Kevin J. Loope und Davide Santoro für das sorgfältige Korrekturlesen des Manuskripts danken. Der Autor ist Masato Abe, Yasukazu Okada, Yuichiro Kobayashi, Masakazu Shimada und Koji Tsuchida für ihre Diskussion dankbar. Der Autor möchte Yuya Shimizu und Haruna Fujioka für ihre technische Unterstützung bei der Bewertung der Produktivität der Kolonien danken. Der Autor bedankt sich bei Tsukechi black bee club für die Unterstützung des Videodrehs. Der Autor bedankt sich bei drei anonymen Rezensenten für ihre Kommentare zu einer frühen Version dieses Artikels. Diese Studie wurde teilweise von der Takeda Science Foundation, der Fujiwara Natural History Foundation, der Finanzierung der Nagano Society for The Promotion of Science, der Shimonaka Memories Foundation, des Takara Harmonist Fund und des Dream Project by Come on UP, Ltd. unterstützt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
cuttlefish Any fresh/ as a bait
dace Any fresh/ as a bait
chichken heart Any fresh/ as a bait
plastic bag (polyethylene) Any as a flag
bamboo skewer Any
industrial sewing thread FUJIX Ltd. King polyester, No.100
paint marker pen Mitsubishi pencil UNI, POSCA, PC5M
fishing rod ANY
carrying box made of wood
nest box made of wood

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. An introduction to Behavioural Ecology. , John Wiley & Sons. (2012).
  2. Tibbetts, E. A., Reeve, H. K. Benefits of foundress associations in the paper wasp Polistes dominulus: increased productivity and survival, but no assurance of fitness returns. Behavioural Ecology. 14, 510-514 (2003).
  3. Mattila, H. R., Seeley, T. D. Genetic Diversity in Honey Bee colonies Enhances Productivity and Fitness. Science. 317, 362 (2007).
  4. Weber, N. A. Gardening Ants, the Attines. American Philosophical Society. , Philadelphia, PA. (1972).
  5. Baer, B., Schmid-Hempel, P. Sperm influences female hibernation success, survival and fitness in the bumble-bee Bombus terrestris. Proceedings: Biological Science. 272 (1560), 319-323 (2005).
  6. Spradbery, J. P. Wasps. An Account of the Biology and Natural History of Social and Solitary Wasps, with Particular Reference to Those of the British Isles. , Sidwick & Jackson Ltd. (1973).
  7. Matsuura, M., Yamane, S. Comparative Ethology of the Vespine Wasps. , Hokkaido University Press. Sapporo, Japan. in Japanese (1984).
  8. Greene, A. Production schedules of vespine wasps: an empirical test of the bang-bang optimization model. Journal of Kansas Entomological Society. 57 (4), 545-568 (1984).
  9. Cole, B. J. Multiple mating and the evolution of social behavior in the Hymenoptera. Behavior Ecology Sociobiology. 12, 191-201 (1983).
  10. Goodisman, M. A. D., Kovacs, J. L., Hoffman, E. A. The significance of multiple mating in the social wasps Vespula maculifrons. Evolution. 61 (9), 2260-2267 (2007).
  11. Greene, A. Dolichovespula and Vespula. The Social Biology of Wasps. Ross, K. G., Matthews, R. W. , Cornell University Press. Ithaca, NY. 263-305 (1991).
  12. Yamane, S., Yamane, S. Investigating methods of dead vespine nests (Hymenoptera, Vespidae) (Methods of taxonomic and bio-sociological studies on social wasps. II). Teaching Materials for Biology. 12, in Japanese 18-39 (1975).
  13. Loope, K. J. Matricide and queen sex allocation in a yellowjacket wasp. The Science of Nature. 103 (57), 1-11 (2016).
  14. Matsuura, M. Social Wasps of Japan in Color. , Hokkaido University Press. Sapporo, Japan. in Japanese (1995).
  15. Foster, K. R., Ratnieks, F. L. W., Gyllenstrand, N., Thoren, P. A. Colony kin structure and male production in Dolichovespula wasps. Molecular Ecology. 10 (4), 1003-1010 (2001).
  16. Loope, K. J., Chien, C., Juhl, M. Colony size is linked to paternity frequency and paternity skew in yellowjacket wasps and hornets. BMC Evolutionary Biology. 14 (1), 1-12 (2014).
  17. Nonaka, K. Cultural and commercial roles of edible wasps in Japan. Forest Insects as Food: Humans Bite Back. Proceedings of a workshop on Asia-Pacific resources and their potential for development. , Chiang Mai, Thailand. 123-130 (2010).
  18. Yamane, S. The unique ecology of Vespula shidai amamiana and the origin of distribution. Ecological Society of Japan. Biodiversity of the Nansei Islands, its formation and conservation. Funakoshi, K. , in Japanese (2015).
  19. R: The R Project for Statistical Computing. , Available from: https://www.R-project.org/ (2018).
  20. Saga, T., Kanai, M., Shimada, M., Okada, Y. Mutual intra- and interspecific social parasitism between parapatric sister species of Vespula wasps. Insectes Sociaux. 64 (1), 95-101 (2017).
  21. Van Huis, A., et al. Edible insects: future prospects for food and feed security. , Food and Agriculture Organization of the United Nations. Rome, Italy. (2013).

Tags

Umweltwissenschaften Ausgabe 151 Kolonieproduktivität Fortpflanzungserfolg soziales Insekt Verhaltensökologie Wespenjagd lokales Wissen essbare Insekten
Bewertung der Produktivität sozialer Wespenkolonien (Vespinae) und Einführung in die traditionelle japanische <em>Vespula-Wesp-Jagdtechnik</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saga, T. Evaluation of theMore

Saga, T. Evaluation of the Productivity of Social Wasp Colonies (Vespinae) and an Introduction to the Traditional Japanese Vespula Wasp Hunting Technique. J. Vis. Exp. (151), e59044, doi:10.3791/59044 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter