Summary

طريقة التكليك الكهربائي لتسجيل الغشاء المحتمل من شريان دماغي متوسط كانولاتيد

Published: July 02, 2019
doi:

Summary

الهدف الأساسي من هذه المقالة هو تقديم تفاصيل عنكيفية تسجيل الغشاء المحتملة (V م) من الشريان الدماغي الأوسط باستخدام طريقة الإمتصاسيم microelectrode. الشريان الدماغي الأوسط المُكَنَّد مُكَدَّد للحصول على نغمة مُجَرّة، وجدار الوعاء مُنَطَط باستخدام الأقطاب الدقيقة عالية المقاومة.

Abstract

الغشاء المحتمل(V م) من خلايا العضلات الملساء الوعائية يحدد لهجة الوعاء وبالتالي تدفق الدم إلى عضو. التغيرات في التعبير ووظيفة القنوات الأييون والمضخات الكهربائية التي تنظمV M في حالات المرض يمكن أن يغير من المحتمل Vم,لهجة الأوعية الدموية, وتدفق الدم. وهكذا، فهم أساسي للوظائف الفسجية الكهربائية والأساليب اللازمة لتسجيل بدقةV M في حالات صحية ومريضة ضرورية. هذا الأسلوب سوف يسمح تعديلV M باستخدام عوامل دوائية مختلفة لاستعادةV م. على الرغم من أن هناك عدة طرق، كل مع مزاياه وعيوبه، وتوفر هذه المادة بروتوكولات لتسجيلV M من السفن المقاومة cannulated مثل الشريان الدماغي الأوسط باستخدام طريقة impalement microelectrode. يسمح للشرايين الدماغية الوسطى للحصول على لهجة myogenic في غرفة myograph، ويتم اختراق جدار السفينة باستخدام microelectrodes عالية المقاومة. يتم جمع إشارةV m من خلال مقياس كهربائي، رقمنة، وتحليلها. توفر هذه الطريقة قراءة دقيقة لـ Vm لجدار السفينة دون الإضرار بالخلايا ودون تغيير مقاومة الغشاء.

Introduction

يشير احتمال الغشاء (Vm)من الخلية إلى الفرق النسبي للتهمة الأيونية عبر غشاء البلازما ونفاذية الغشاء النسبي لهذه الأيونات. يتم إنشاءV m عن طريق التوزيع التفاضلي للأيونات ويتم الحفاظ عليها بواسطة قنوات أيون والمضخات. قنوات ايون مثل K+، Na+، و Cl المساهمة بشكل كبير في استراحةV م. الأوعية الدموية الخلايا العضلية الملساء (VSMCs) تعبر عن أكثر من أربعة أنواع مختلفة من K+ قنوات1, نوعين من الجهد بوابة Ca2 + قنوات (VGCC)2, أكثر من نوعين من Cl قنوات3, 4 , تخزين تشغيل هاتا2+ قنواتتمتد تنشيط قنوات الموجبةوكهربائي الصوديوم البوتاسيوم ATPase مضخات9 في أغشية البلازما الخاصة بهم، وكلها قد تكون تشارك في تنظيمV م.

Vm من VSMCs يعتمد على ضغط التجويف. في الأوعية غير المضغوطة، Vm يختلف من -50 إلى -65 mV، ومع ذلك، في شرائح الشريان المضغوط، تتراوحV m من -37 إلى -47 mV10. ارتفاع الضغط داخل الأوعية الدموية يؤدي VSMCs إلى إزالة الاستقطاب11، ويقلل من عتبة فتح VGCC ، ويزيد من تدفق الكالسيوم المساهمة في تطوير لهجة myogenic12. على العكس من ذلك، في الأوعية السلبية أو غير المضغوطة، الغشاء فرط الاستقطاب، بسبب ارتفاع K+ قناة النشاط، سوف تمنع VGCC من فتح، مما أدى إلى دخول الكالسيوم محدودة وانخفاض في الكالسيوم داخل الخلايا، مما يسهم في أقل الأوعية الدموية لهجة13. وهكذا، Vم بسبب التغيرات في ضغط التجويف يبدو أن تلعب دورا أساسيا في تطوير لهجة الأوعية الدموية، وكلا VGCC و K+ قنوات تلعب دورا حاسما في تنظيمV م.

Vm يختلف بين نوع السفينة والأنواع. VM هو -54 ± 1.3 mV في غينيا خنزير متفوقة شرائط الشريانية المساريقي14، -45 ± 1 mV في الشرايين الدماغية الوسطى الفئران في 60 مم زئبق ضغط التجويف12، و -35 ± 1 mV في الجرذان في الجرذان parenchymal الشرايين في ضغط التجويف 15 mmHg 40. وVمتر يستريح سجلت في العضلات اللمفاوية الفئران غير الممدودة هو -48 ± 2 mV16. Vm من VSMCs الدماغي هو أكثر سلبية مما كانت عليه في الشرايين الطرفية. وبالمقارنة، تم الإبلاغ عن أن الشرايين الدماغية الوسطى الماكرة لديهاV m من حوالي -70 mV، في حين تم الإبلاغ عن الشرايين المساريقية والتاجية لديها -49 و -58 mV، على التوالي17،18. الاختلافات فيV m عبر أسرة الأوعية الدموية قد تعكس الاختلافات في التعبير ووظيفة قنوات الأيون ومضخات الصوديوم والبوتاسيوم الكهربائية.

الزيادات والانخفاضات فيV m يشار إليها باسم الغشاء إزالة الاستقطاب وفرط الاستقطاب، على التوالي. هذه التعديلات فيV m تلعب دورا مركزيا في العديد من العمليات الفسيولوجية, بما في ذلك قناة الأيون gating, إشارة الخلية, تقلص العضلات, والعمل الانتشار المحتمل. في ضغط ثابت، العديد من مركبات موسعات الأوعية الذاتية والاصطناعية التي تنشط K+ قنوات تسبب فرط الاستقطاب الغشاء، مما أدى إلى توسع الأوعية1،13. وعلى العكس من ذلك، فإن إزالة الاستقطاب الغشاء المستمر أمر حيوي في الانقباض اتّبع أو التقلص اتّبع الأوعية19. Vm هو متغير حاسم لا ينظم فقط تدفق Ca2+ من خلال VGCC13 ولكن أيضا يؤثر على الافراج عن Ca2+ من المتاجر الداخلية20،21 و Ca2+حساسية من جهاز التقلص22.

في حين أن هناك عدة طرق لتسجيلV M من أنواع مختلفة من الخلايا، والبيانات التي تم جمعها من طريقة impalement microelectrode من السفن cannulated يبدو أن أكثر الفسيولوجية من البيانات التي تم الحصول عليها من VSMCs معزولة. عندما سجلت من VSMC معزولة باستخدام أساليب المشبك الحالي، وينظرV m كما فرط الاستقطاب اتانعم يعابر في VSMCs24. VSMCs معزولة ليست في المزامنة، والتغيرات في المقاومة سلسلة قد تسهم في السلوك التذبذب منV m. من ناحية أخرى، لا يلاحظ السلوك التذبذب عندما يتم تسجيلV m من السفن سليمة، وربما يرجع ذلك إلى اتصال خلية الخلية بين VSMCs التي هي في التزامن في الشريان ويتم summated في جميع أنحاء السفينة مما يؤدي إلى ثابت Vم 24– وبالتالي، فإن قياسمتر V من الأوعية المضغوطة باستخدام تقنية التكوّل الكهربائي الصغير المعياري ة قريب نسبيا من الظروف الفسيولوجية.

تسجيل VM من الأوعية cannulated يمكن أن توفر معلومات حيوية، منذV م من VSMCs التي هي في التزامن هي واحدة من المحددات الرئيسية لنغمة الأوعية الدموية وتدفق الدم، والتشكيل منM V يمكن أن توفر وسيلة لتمدد أو انقباض الأوعية الدموية. وبالتالي، فمن الضروري أن نفهم المنهجية التي ينطوي عليها تسجيلV م. يصف هذا مادة تسجيل [إينترسلّوكل] من [ف][م] من [كنتّلتد] [مكّين] شرايين ([ككم]) يستعمل [ميكروكتّر] [إيمّلمنت] طريقة. هذا البروتوكول سوف يصف كيفية إعداد MCAs، microelectrodes، إعداد مقياس الكهرباء وأداء طريقة impalement لتسجيلV م. أيضاً، يتم مناقشة البيانات التمثيلية، والمشكلات الشائعة التي تمت مواجهتها عند استخدام هذا الأسلوب والمشكلات المحتملة.

Protocol

وقد تم إيواء الجرذان الذكور في مرفق رعاية الحيوانات في UMMC، الذي وافقت عليه جمعية تقييم واعتماد العناية بالحيوانات المختبرية (AAALAC). وكان للالحيوانات حرية الحصول على الغذاء والماء طوال الدراسة. تم الحفاظ على الحيوانات في بيئة خاضعة للرقابة مع درجة حرارة 24 ± 2 درجة مئوية، ومستويات الرطوبة من …

Representative Results

يمكن استخدام الطريقة المقدمة بشكل موثوق لتسجيلV m في السفن cannulated. يتم عرض إجراء موجز يصف كيفية عزل MCA من الدماغ في الشكل 1A. بعد فصل الدماغ عن الجمجمة، تم تشريح MCA ووضعها في طبق بيتري الذي يحتوي على PSS منخفضة الكالسيوم. كما تم تشريح جزء من النسيج الضام ال?…

Discussion

توفر هذه المقالة الخطوات اللازمة حول كيفية استخدام طريقة حادة للتخميد ميكروالقطب لتسجيلV m من إعداد وعاء cannulated. ويستخدم هذا الأسلوب على نطاق واسع، ويقدم عالية الجودة، وتسجيلات متسقة منV m التي تجيب على مجموعة واسعة من الأسئلة التجريبية.

يتم وصف بعض الاعتبارات ال?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد تم دعم هذا العمل جزئيا من خلال المنح المقدمة من برنامج أبحاث الدعم الداخلي (IRSP) من UMMC، AHA منحة تطوير العلماء (13SDG1400006) التي منحت لمليكارجونا ر. بابيدي.

Materials

Dissection instruments
Aneshetic Vaporiser Parkland scientific V3000PK
Dissection microscope Nikon Instruments Inc., NY Eclipse Ti-S
Kleine Guillotine Type 7575 Harvard Apparatus, MA 73-198
Littauer Bone Cutter Fine science tools 16152-15
Moria MC40 Ultra Fine Forceps Fine science tools 11370-40
Surgical scissors Sharp-Blunt Fine science tools 14008-14
Suture Harvard Apparatus 72-3287
Vannas Spring Scissors Fine science tools 15018-10
Electrophysiology Instruments
Charge-coupled device camera Qimaging, , BC Retiga 2000R
Differential electrometer amplifier WPI FD223A
In-line pressure transducer Harvard Apparatus, MA MA1 72-4496
Micromanipulator Thor labs PCS-5400
Microelectrodes Warner Instruments LLC, CT G200-6,
Micro Fil (Microfiber syringe) WPI MF28G67-5
Microelectrode holder WPI MEH1SF
Myograph Living Systems Instrumentation, VT CH-1-SH
Puller Sutter Instrument, San Rafael, CA P-97
Vibration-free table TMC 3435-14
Softwares
Clampex 10 Molecular devices
p Clamp 10 Molecular devices
Imaging software Nikon, NY NIS-elements
Chemicals
NaCl Sigma S7653
KCl Sigma P4504
MgSO4 Sigma M7506
CaCl2 Sigma C3881
HEPES Sigma H7006
Glucose Sigma G7021
NaH2PO4 Sigma S0751
NaHCO3 Sigma S5761

References

  1. Nelson, M. T., Quayle, J. M. Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle. American Journal of Physiology. 268, C799-C822 (1995).
  2. Hughes, A. D. Calcium channels in vascular smooth muscle cells. Journal of Vascular Research. 32 (6), 353-370 (1995).
  3. Large, W. A., Wang, Q. Characteristics and physiological role of the Ca(2+)-activated Cl- conductance in smooth muscle. American Journal of Physiology. 271 (2 Pt 1), C435-C454 (1996).
  4. Nelson, M. T., Conway, M. A., Knot, H. J., Brayden, J. E. Chloride channel blockers inhibit myogenic tone in rat cerebral arteries. Journal of Physiology. 502 (Pt 2), 259-264 (1997).
  5. Yamazaki, J., et al. Functional and molecular expression of volume-regulated chloride channels in canine vascular smooth muscle cells. Journal of Physiology. 507 (Pt 3), 729-736 (1998).
  6. Gibson, A., McFadzean, I., Wallace, P., Wayman, C. P. Capacitative Ca2+ entry and the regulation of smooth muscle tone. Trends in Pharmacol Sciences. 19 (7), 266-269 (1998).
  7. Davis, M. J., Donovitz, J. A., Hood, J. D. Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells. American Journal of Physiology. 262 (4 Pt 1), C1083-C1088 (1992).
  8. Setoguchi, M., Ohya, Y., Abe, I., Fujishima, M. Stretch-activated whole-cell currents in smooth muscle cells from mesenteric resistance artery of guinea-pig. Journal of Physiology. 501 (Pt 2), 343-353 (1997).
  9. Shelly, D. A., et al. Na(+) pump alpha 2-isoform specifically couples to contractility in vascular smooth muscle: evidence from gene-targeted neonatal mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286 (4), C813-C820 (2004).
  10. Coca, A., Garay, R. . Ionic Transport in Hypertension New Perspectives. , (1993).
  11. Harder, D. R. Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery. Circulation Research. 55 (2), 197-202 (1984).
  12. Knot, H. J., Nelson, M. T. Regulation of arterial diameter and wall [Ca2+] in cerebral arteries of rat by membrane potential and intravascular pressure. Journal of Physiology. 508 (Pt 1), 199-209 (1998).
  13. Nelson, M. T., Patlak, J. B., Worley, J. F., Standen, N. B. Calcium channels, potassium channels, and voltage dependence of arterial smooth muscle tone. American Journal of Physiology. 259, C3-C18 (1990).
  14. Harder, D. R., Sperelakis, N. Action potentials induced in guinea pig arterial smooth muscle by tetraethylammonium. American Journal of Physiology. 237 (1), C75-C80 (1979).
  15. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
  16. Yvonder Weid, P., Lee, S., Imtiaz, M. S., Zawieja, D. C., Davis, M. J. Electrophysiological properties of rat mesenteric lymphatic vessels and their regulation by stretch. Lymphatic Research and Biology. 12 (2), 66-75 (2014).
  17. Harder, D. R. Comparison of electrical properties of middle cerebral and mesenteric artery in cat. American Journal of Physiology. 239 (1), C23-C26 (1980).
  18. Harder, D. R. Heterogeneity of membrane properties in vascular muscle cells from various vascular beds. Federation Proceedings. 42 (2), 253-256 (1983).
  19. Cogolludo, A., et al. Serotonin inhibits voltage-gated K+ currents in pulmonary artery smooth muscle cells: role of 5-HT2A receptors, caveolin-1, and KV1.5 channel internalization. Circulation Research. 98 (7), 931-938 (2006).
  20. Ganitkevich, V., Isenberg, G. Membrane potential modulates inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated Ca2+ transients in guinea-pig coronary myocytes. Journal of Physiology. 470, 35-44 (1993).
  21. Yamagishi, T., Yanagisawa, T., Taira, N. K+ channel openers, cromakalim and Ki4032, inhibit agonist-induced Ca2+ release in canine coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg’s Archives of Pharmacology. 346 (6), 691-700 (1992).
  22. Okada, Y., Yanagisawa, T., Taira, N. BRL 38227 (levcromakalim)-induced hyperpolarization reduces the sensitivity to Ca2+ of contractile elements in caninse coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg’s Archives of Pharmacology. 347 (4), 438-444 (1993).
  23. Xia, J., Little, T. L., Duling, B. R. Cellular pathways of the conducted electrical response in arterioles of hamster cheek pouch in vitro. American Journal of Physiology. 269 (6 Pt 2), H2031-H2038 (1995).
  24. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 278 (2), C235-C256 (2000).

Play Video

Cite This Article
Reed, J. T., Sontakke, S. P., Pabbidi, M. R. Microelectrode Impalement Method to Record Membrane Potential from a Cannulated Middle Cerebral Artery. J. Vis. Exp. (149), e59072, doi:10.3791/59072 (2019).

View Video