Summary
Qui, descriviamo una configurazione per la registrazione simultanea di elettrocardiografia e pressione sanguigna intra-arteriosa (BP) in ratti sperimentali, che possono essere fatto con attrezzatura standard in strutture per animali e possono essere applicati a fisiologiche o farmacologiche studi per studiare i meccanismi patogeni o terapeutici nella medicina cardiovascolare.
Abstract
Per studi relazionati alla fisiologia cardiovascolare o patofisiologia, la pressione sanguigna (BP) ed elettrocardiografia sono parametri fondamentali d'osservazioni. Ricerca concentrandosi su modelli di malattia cardiovascolare, potenziali bersagli terapeutici cardiovascolari o agenti farmaceutici richiede la valutazione dei cambiamenti di ritmo arteriose sistemiche di pressione e cuore. In situazioni dove i sistemi di telemetria radio non sono disponibili o accessibili, la tecnica di inserimento di una canula dell'arteria femorale è un modo alternativo per ottenere registrazioni di forma d'onda di pressione intra-arteriosa e sistemica BP misurazioni. Questa tecnica è economica e può essere eseguita con attrezzatura standard in strutture per animali. Tuttavia, la registrazione invasivo della pressione arteriosa richiede inserimento di una canula di piccole arterie, che può essere un'abilità chirurgica. Qui, presentiamo protocolli passo-passo per arteria femorale procedure di inserimento di una canula. Le procedure chiave includono la calibrazione del sistema di acquisizione dati, inserimento di una canula dell'arteria femorale e la dissezione del tessuto e configurare il sistema di inserimento di una canula arterioso per la registrazione di pressione. Sono incluse anche le procedure di registrazione di elettrocardiografia di superficie. Siamo presenti anche esempi di registrazioni di BP da ratti normotesi che ipertesi. Questo protocollo permette le registrazioni dirette affidabile di BP sistemico con elettrocardiografia simultanea.
Introduction
Pressione sanguigna (BP) ed elettrocardiografia (ECG) sono parametri fondamentali per la medicina e la fisiologia del sistema cardiovascolare. Modelli animali sperimentali sono stati ampiamente applicati nella ricerca biomedica per varie malattie cardiovascolari quali ipertesi insufficienza cardiaca1 e procedure per la registrazione di ECG e misurazione della PA può essere eseguita in ratti sperimentali.
Ci sono tre metodi per la misurazione della PA in ratti: inserimento di una canula intra-arteriosa (invasiva)2, coda polsino pletismografia (non invasiva)3e radio telemetria (invasiva). L'affidabilità della misurazione della PA da pletismografia del polsino di coda può essere influenzata da animale manipolazione durante la registrazione. Ad esempio, il bracciale di coda sottovaluta le modifiche di BP di nucleo che si verificano simultaneamente durante la fasi per la moderazione e misura4. Telemetria radio è considerata la migliore tecnica di "gold standard" per monitoraggio BP e frequenza cardiaca in sveglio e muoversi liberamente gli animali5. Tuttavia, poiché radio telemetria hardware e software sono costose, inserimento di una canula intra-arteriosa è anche ampiamente usato come alternativa economica.
Inserimento di una canula intra-arteriosa richiede una notevole abilità microsurgical ma produce le forme d'onda reale di pressione arteriosa. BP può essere registrato tramite un catetere di soluzione salina inserito nell'arteria brachiale o radiale, femorale. Questo metodo di misurazione diretta di BP invasiva richiede preparazione animale pre-chirurgica, anestesia, immobilizzazione degli animali da laboratorio, abilità chirurgica nella dissezione del tessuto e l'incannulamento arterioso e calibrazione corretta prima di acquisire la misura .
ECG di superficie del roditore è simile all'ECG umano. Un ratto ECG ha sequenze di onde P, complessi QRS, onde T e QT intervalli6. L'onda P, intervallo PR, complesso QRS e T onde riflettono depolarizzazione atriale, conduzione di impulso da atriale per il nodo di avoirdupois, depolarizzazione ventricolare e ripolarizzazione, rispettivamente. L'intervallo QT è definito come il periodo dalla data di inizio dell'onda Q al punto finale dell'onda T dove torna per la previsione iso-elettrico1.
L'ECG indica il cardiaco sistole e diastole fasi; Pertanto, la registrazione simultanea di ECG di superficie correla con la misurazione invasiva di BP. Utilizzando una combinazione di metodologie, è possibile delucidare cambiamenti patofisiologici in un modello di malattia o gli effetti farmacologici di un farmaco o terapia in medicina cardiovascolare.
Un ceppo di ratto (SHR) iperteso spontaneo era stato ottenuto da consanguineità dei ratti Wistar con alta BP in Giappone. La BP sale da 5 a 10 settimane di età e diventa fermo da 30 a 35 settimane di età7. Ratti Wistar-Kyoto (WKY) hanno BP sistolico circa 130 mmHg7 e sono comunemente usati come controllo normo-tensive. Abbiamo utilizzato SHR e WKY per dimostrare il risultato della registrazione di BP ed ECG di inserimento di una canula intraarterial.
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Protocol
Tutti gli esperimenti sugli animali descritti sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Comitato di Kaohsiung Medical University.
1. animal Care
- Per evitare l'incannulamento difficile a causa di piccole dimensioni arteriosa, utilizzare ratti con oltre 200 g di peso corporeo.
- Rimuovere chow dalla gabbia e veloce ratti durante la notte.
- Offrono acqua ad libidum a meno che non vi è una speciale progettazione sperimentale.
2. sperimentale preparazione
- Ottenere i seguenti materiali: forcipe con denti (Figura 1A), forbici chirurgiche (Figura 1B), pinze con punte fini (Figura 1, 1D), pinze con punte angolate (Figura 1E), del bulldog clamp vascolari (Figura 1F ), laccio in seta circa 20 cm in lunghezza (Figura 1), micro-forbici (Figura 1 H), cannula intra-arteriosa, un tubo sterile in polietilene (PE) con un diametro interno di 0,5 mm e un diametro esterno di 0,9 mm, 25 – 30 cm di lunghezza, collegato ai 26 x 1/2 ' f (Figura 1I), due rubinetti tre vie (Figura 1J) per collegare la cannula intra-arteriosa e la pressione trasduttore (Figura 1 K) e 1 mL siringhe riempite con soluzione fisiologica eparinata (100 IU/mL).
-
Preparazione degli animali
- Anestetizzare il ratto per inalazione di isoflurane (ponendo i ratti in un 25 cm x 25 cm x 14 cm induzione camera satura con isoflurano 4%, seguita da uso di punta conica con 3% isoflurane).
Nota: Se l'animale non è sufficientemente anestetizzato, alzare il tasso di flusso di isoflurane. - Prova il riflesso di dolore pizzicando le dita dei piedi.
- Posto il ratto in posizione supina su un pre-taglio polistirolo bordo (o cartone spesso). Difficoltà le quattro gambe con elastici per immobilizzare il corpo (Figura 2A).
Nota: Per evitare potenziali rumore durante la registrazione di ECG, la superficie di posizionamento non deve essere elettricamente conduttiva.
- Anestetizzare il ratto per inalazione di isoflurane (ponendo i ratti in un 25 cm x 25 cm x 14 cm induzione camera satura con isoflurano 4%, seguita da uso di punta conica con 3% isoflurane).
- Preparare gli strumenti per la registrazione di ECG e di BP. Includono un'unità di input analogica per acquisire segnali, un trasduttore di pressione con un mozzo compatibile, tre cavi bipolari con la punta dell'ago elettrocardiogramma e un computer con software adatto.
3. taratura del trasduttore di pressione
- Prima dell'inizio della registrazione di BP, calibrare con uno sfigmomanometro a mercurio standard (Figura 1 L).
- Rimuovere il bracciale della pressione dallo sfigmomanometro e collegare il rubinetto a tre vie del tubo di gonfiaggio al trasduttore di pressione (Figura 1 K) del sistema di acquisizione dati.
- Avvitare in senso orario la valvola di sfiato. Tenere gli occhi sul contatore e mantenere il gonfiaggio di pompaggio. Quando l'indicatore Mostra 100 mmHg, passare il rubinetto a tre vie per collegare il trasduttore di pressione. Utilizzare 100 mmHg pressione per la calibrazione. Il fattore di conversione per il calcolo BP sarà determinato automaticamente.
- Rilasciare la pressione avvitando la valvola di sfiato in senso antiorario fino a quando la pressione del sfigmomanometro è torna a zero.
- Ripetere il passaggio 3.2 con pressione di 200 mmHg.
- Scollegare il trasduttore di pressione dallo sfigmomanometro a mercurio.
- Collegare il trasduttore di pressione al rubinetto a tre vie del catetere PE (Figura 1I).
4. Mini-chirurgia per l'incannulamento dell'arteria femorale
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Pietra miliare superficiale identificazione e l'asportazione della pelle (Figura 2)
- Identificare la posizione della piega inguinale (rientro allo svincolo fra addome e cosce) (linea tratteggiata nella Figura 2A).
- Pizzica lo strato completo di pelle al centro della piega inguinale. La pelliccia può essere rasata o rimosso dal sito di incisione utilizzando tagliatori elettrici o una crema depilatoria prima dell'incisione.
- Sollevare la pelle e tagliare con le forbici chirurgiche presso un orientamento circa parallelo alla coscia ipsilateral (Figura 2B). Il nervo femorale e vasi sono sotto il tessuto sottocutaneo esposto (Figura 2).
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Dissezione del tessuto per esporre l'arteria femorale
- Sezionare il tessuto utilizzando pinze con punte fini, strato dopo strato. Interrompere la dissezione a livello dei vasi femorali. Assicurarsi che la dissezione è non ferire i vasi sotto.
- Utilizzare con attenzione il forcipe (Figura 1 o 1D) per cancellare i tessuti molli lungo il nervo femorale e vasi per ottenere buona osservazione. Il nervo è fibra-like nella struttura. La vena è viola scuro e l'arteria è pulsatile (Figura 3A).
- Utilizzare pinze con punte angolate (Figura 1E) per estendere la lunghezza esposta dell'arteria femorale e vena (Figura 3B).
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Inserimento di una canula dell'arteria femorale (Figura 3)
- Utilizzare pinze per separare la vena femorale dall'arteria e applicare un bulldog morsetto all'arteria femorale cranialmente possibile (Figura 3).
- Fare una cravatta allentata delle due corde di seta, uno appena sotto il bulldog morsetto e l'altro presso il terminal caudale dell'arteria femorale esposto (Figura 3D).
- Fate un piccolo foro sul lato ventrale dell'arteria femorale (figura 3E) usando le forbici micro (Figura 1 H).
- Inserire la punta del catetere PE attraverso il piccolo foro e far avanzare il catetere cranialmente.
Nota: Non applicare torsione mentre si fa avanzare il catetere di PE. La forza di torsione può torcere l'arteria femorale e causare stenosi luminal. - Rimuovere la pinza bulldog dopo il catetere di PE è avanzato in modo sicuro nel lumen dell'arteria femorale.
Nota: Tenere gli occhi sul catetere PE durante la rimozione del bulldog morsetto dall'arteria femorale. L'osservazione di un lavaggio a controcorrente di sangue nel catetere PE connesso con osservazione per impulso conferma la sua collocazione nel lume arterioso. - Stringere il laccio in seta superiore per fissare la posizione del catetere PE.
Nota: Qualsiasi pull accidentale o dislocazione del catetere PE può causare sanguinamento maggiore. - Stringere il laccio in seta inferiore per prevenire il sanguinamento dal lato caudale dell'arteria femorale.
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Conferma del successo di incannulazione dell'arteria femorale
- Utilizzare una siringa da 1 mL per iniettare 0.1-0.2 mL di soluzione fisiologica eparinizzata nell'arteria femorale. La resistenza sull'iniezione deve essere banale. Se è notato alcun evidente resistenza all'iniezione, controllare la cannulazione tutto nuovamente.
Nota: Assicurarsi che il rubinetto di arresto di tre vie è commutati in modo appropriato prima di applicare qualsiasi pressione negativa o iniezione salina nella cannula dell'arteria femorale. A questo punto del tempo, qualsiasi iniezione nel trasduttore pressione avrà bisogno di una ri-calibrazione. - Verifica se c'è qualsiasi stillicidio intorno al sito di inserimento di una canula. In caso contrario, coprire il sito chirurgico con un batuffolo di cotone bagnato.
- Utilizzare una siringa da 1 mL per iniettare 0.1-0.2 mL di soluzione fisiologica eparinizzata nell'arteria femorale. La resistenza sull'iniezione deve essere banale. Se è notato alcun evidente resistenza all'iniezione, controllare la cannulazione tutto nuovamente.
5. registrazione della pressione sanguigna
- Dopo un filo liscio per il catetere di PE, collegare il rubinetto a tre vie del catetere PE a quello il il trasduttore di pressione (Figura 4).
- Assicurarsi che non vi siano senza bolle d'aria nel sistema di inserimento di una canula. Controllare anche le giunzioni di collegamento del rubinetto a tre vie.
- Avviare i dati di sistema di acquisizione con frequenza di campionamento di 1.000 Hz per registrare le onde di pressione arteriosa BP. sarà dimostrato (Figura 6).
- Consentire l'intero setup stabilizzare per almeno 3-5 min. Nei casi con segnali instabili, tempo di stabilizzazione può essere esteso a 15 min.
- Controllare il sito di inserimento di una canula periodicamente per assicurarsi che non vi è alcun sanguinamento.
Nota: Quando l'acquisizione dei dati da un trasduttore di pressione, è importante posizionare il trasduttore a livello del cuore dell'animale.
6. superficie ECG
- Controllare i tre conduce l'ECG bipolare per assicurarsi che il positivo, negativo, e gli elettrodi di riferimento platino sono intatti.
- Inserire i cavi per via sottocutanea alla zampa anteriore sinistra, zampa anteriore destra e destra hindleg (Figura 5).
- Fissare i mozzi di elettrodo ad un amplificatore di ECG su misura con frequenza di campionamento di frequenza 1.000 Hz e filtro di 3-500 Hz. ECG tenere conduce stazionario durante la registrazione. Movimento delle derivazioni ECG può produrre artefatti e linee di base instabile.
7. animale eutanasia dopo il completamento dell'esperimento
- Dopo il completamento della BP e registrazione di ECG, arrestare il sistema di acquisizione. Rimuovere gli elettrodi. Legare l'arteria femorale stringendo la stringa di seta precedentemente posizionata subito dopo ritiro del catetere di PE.
- Posto che i ratti individualmente nella camera di eutanasia visibile collegati alla compressa bombole di anidride carbonica (CO2). Sigillare la parte superiore in modo sicuro.
- Introdurre 100% CO2 con un tasso di riempimento di circa il 10% al 30% del volume camera al minuto.
- Tieni gli occhi sul ratto; mancanza di respirazione e di colore sbiadito degli occhi dovrebbe apparire entro 2−3 min.
Nota: Se la cessazione del movimento respiratorio non si verifica dopo 3 min, il sistema dovrebbe essere esaminato per la velocità di riempimento della camera, alimentazione di CO2 o perdite. - Maintain CO2 flusso alla camera per 1 minuto dopo respirazione cessa.
- Accertare l'arresto cardiaco e respiratorio e pupille fisse e dilatate per confermare la morte di notare.
Nota: Se il ratto non è morto, ma in narcosi di CO2 , utilizzare un metodo secondario dell'eutanasia come toracotomia bilaterale.
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Representative Results
Abbiamo acquistato SHR e ratti normotesi di Wistar-Kyoto WKY del National Laboratory Animal Center (Taipei, Taiwan). Tutti gli animali sono stati alloggiati in una struttura a temperatura controllata (20−22 ° C) con libero accesso all'acqua e cibo standard su un ciclo luce/buio di 12 h.
Abbiamo usato sei 47-settimana-vecchi ratti e sono stati pesati prima della misurazione BP ed ECG. I rappresentante tracciati da registrazione simultanea di ECG e BP in SHR e WKY sono illustrati nella Figura 6. La tabella 1 Mostra i parametri per BP e frequenza cardiaca. Statistica (t) le prove hanno rivelato BP sistolico significativamente più alta e media BP in SHR (124,5 mmHg ± 15,1 mm Hg e 84,3 mmHg ± 5.0 mmHg) rispetto a WKY (90,0 mmHg ± 7,5 mmHg e 67,5 mm Hg ± 5.0 mmHg) (P < 0,05) (tabella 1).
I parametri dell'onda P, intervalli PR, QRS larghezza e intervalli QT possono essere misurati dalle registrazioni ECG (tabella 2). Scelta della destra vs sinistra incannulamento in relazione al posizionamento degli elettrodi ECG (a destra dell'arto) non ha colpito i segnali BP o ECG.
Figura 1: materiali. (A) forcipe con denti, (C) pinze, forbici chirurgiche (B), (D) pinze con punte fini, (E) angolo punta forcipe, (F) bulldog morsetto vascolare, laccio in seta (G), micro (H) trasduttore di collegamento con un rubinetto a tre vie, Sfigmomanometro a mercurio (L) con un rubinetto di arresto (di pressione di forbici, (io) catetere di polietilene che collega con un 26 x 1/2 ' ago e un rubinetto a tre vie (J), (K) freccia verde) e di gonfiaggio con valvola aria-perdita (freccia bianca). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: superficie pietra miliare per la dissezione dell'arteria femorale. (A) ratto supina con piega inguinale sinistra evidenziato con una linea tratteggiata. (B) all'inguine di pelle prelevata dal forcipe con denti di essere tagliati fuori da forbici chirurgiche. (C) la zona chirurgica per la dissezione dell'arteria femorale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: dissezione del tessuto e l'incannulamento dell'arteria femorale. (A) esposti del nervo femorale (freccia gialla), vena femorale (freccia blu) e dell'arteria femorale (freccia rossa) dopo dissezione del tessuto. (B) nella vena femorale e dell'arteria dopo il cut-off del nervo. (C) applicazione di un bulldog morsetto vascolare sopra il terminale cranico dell'arteria femorale dissecata. (D) dell'arteria femorale con un bulldog morsetto e due corde di seta con lacci sciolti. (E), A piccolo foro sul lato ventrale dell'arteria femorale, creato utilizzando micro-forbici. (F) l'inserimento del catetere in polietilene nell'arteria femorale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: inserimento di una canula dell'arteria femorale per registrazione pressione. La cannula intra-arteriosa (evidenziata da una linea verde tratteggiata) è collegata con due rubinetti tre vie (frecce blu) con siringhe riempite con soluzione fisiologica eparinizzata. Il trasduttore di pressione (freccia rossa) è collegato per l'inserimento di una canula attraverso il rubinetto di arresto di tre vie. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: la messa a punto tutta sperimentale per invasivo della pressione arterioso femorale ed elettrocardiografia. Tre elettrocardiografici conduce (frecce rosse) con elettrodi di platino ad ago inseriti per via sottocutanea sopra bilaterale ribalta gambe e gamba destra (frecce gialle). L'esposto arteria femorale destra con inserimento di una canula (freccia blu). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: rappresentante tracciamenti. Registrazioni simultanee di ECG e BP in WKY (a sinistra) e SHR (a destra) per ECG (in alto) e onde di pressione arteriosa (in basso). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| WKY | SHR | Valore di P | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Peso, g | 407.7 ± 6.4 | 353,7 ± 10,3 | < 0.01 |
| Frequenza cardiaca, / min | 241,3 ± 15,0 | 262.0 ± 15.7 | 0.18 |
| BP sistolico, mmHg | 90,0 ± 7,5 | 124,5 ± 15,1 | < 0.05 |
| BP diastolico, mmHg | 56,3 ± 4.0 | 64,2 ± 0.6 | 0.08 |
| Significa BP, mmHg | 67,5 ± 5.0 | 84,3 ± 5.0 | < 0.05 |
| Pressione di impulso, mmHg | 33,6 ± 4.4 | 60,4 ± 15,1 | 0.08 |
Tabella 1: livelli di pressione sanguigna misurata di incannulazione dell'arteria femorale invasiva. I dati sono presentati come media ± deviazione standard; SHR = spontaneamente ratti ipertesi; WKY = ratti Wistar-Kyoto; BP = pressione sanguigna.
| WKY | SHR | Valore di P | |
| (n = 3) | (n = 3) | ||
| Frequenza cardiaca, / min | 241,3 ± 15,0 | 262.0 ± 15.7 | 0.18 |
| Onda P, msec | 38,7 ± 9,3 | 43.0 ± 4.6 | 0,52 |
| Intervallo PR, msec | 59.0 ± 7,8 | 61,3 ± 4.7 | 0,69 |
| Larghezza QRS, msec | 43.0 ± 11.3 | 50,0 ± 2.6 | 0.4 |
| Intervallo QT, msec | 112,0 ± 12,8 | 116,7 ± 9.5 | 0.15 |
Tabella 2: misure di parametri elettrocardiografici. I dati sono presentati come media ± deviazione standard; SHR = spontaneamente ratti ipertesi; WKY = ratti Wistar-Kyoto.
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Discussion
Incannulamento arterioso invasivo permette di misura ad alta precisione di BP. Può essere fatto con un tubo di PE senza richiedere un catetere costoso. Misurazione di BP invasiva può essere eseguita anche contemporaneamente con una registrazione di ECG di superficie.
La curva di apprendimento più importante per questo metodo è l'abilità sperimentale necessaria per incannulare piccoli vasi sanguigni. In mani esperte, il tasso di successo per l'incannulamento dell'arteria femorale può raggiungere il 100%. Pratica è consigliato prima di eseguire esperimenti reali. Alcuni punti degni di nota durante la procedura: (1) rendere certi animali sono completamente anestetizzati prima di iniziare l'intervento chirurgico; (2) utilizzare un bulldog morsetto in posizione alta dell'arteria esposta prima di tagliare la parete arteriosa per impedire vasto spurgo; (3) effettuare l'incisione soltanto sopra la parete ventrale dell'arteria ed evitare di danneggiare la parete dorsale; e (4) costante posizionamento del sistema di inserimento di una canula e conduce elettrocardiografici consente di evitare artefatti da movimento durante la registrazione.
Le potenziali complicanze con questa procedura includono emorragia dalla dissezione chirurgica. L'emorragia in un successo e liscia l'incannulamento di un'arteria è molto banale. Emorragia principale può essere causato da danni accidentali per l'arteria femorale o vena o i rami principali durante la dissezione del tessuto. L'emorragia può essere fermato da compressione focale con un batuffolo di cotone chiaro. Un'altra causa di emorragia principale è la dislocazione dell'incannulamento. In questo caso, la perdita di sangue è solitamente sufficiente a provocare un significativo calo BP sistemico. A questo punto, la registrazione di BP può essere terminato anticipatamente.
L'impianto telemetro è anche una tecnica consolidata per invasiva BP registrazione8. Il vantaggio della telemetria è la capacità di ottenere una registrazione continua ad alta fedeltà per relativamente lunghi periodi di tempo in consapevole, liberi di muoversi gli animali senza le limitazioni del sistema di ritenuta o anestesia. Le registrazioni dirette BP possono essere fatto con successo impianto sottocutaneo di trasmettitori radio e di inserimento di una canula dell'arteria carotica9. Tuttavia, può essere difficile per impiantare con successo il telemetro e l'hardware e il software per radio telemetria sono costose.
Ci sono alcune limitazioni per la misurazione di BP invasiva di incannulazione dell'arteria femorale. In primo luogo, essa non può essere eseguita in ratti sfrenati e consapevole. In secondo luogo, BP nell'arteria femorale può essere superiore o inferiore di BP nell'aorta centrale. Inserimento di una canula arterioso, terzo può essere difficile per i piccoli roditori, dove le arterie femorali potrebbe essere troppo piccole per inserire il tubo di PE. In quarto luogo, l'arteria cannulata dovrebbe essere legata dopo aver completato la registrazione di BP e la legatura dell'arteria femorale si tradurrà nell'ischemia del piedino posteriore. A causa di questa limitazione, gli animali sono solitamente euthanized successivamente alla registrazione di BP invasiva.
L'incannulamento dell'arteria femorale invasiva richiede di repressione e anestetizzare gli animali, che potenzialmente introduce lo stress e influenze elettrocardiografia e BP dati10. Lo stress può essere alleviato dall'anestesia appropriata. L'anestesia include protocolli iniezione o inalazione. Nella nostra esperienza passata, alta pressione arteriosa elevata in I.P. anestetizzati WKY ratti suggerisce che gli animali erano ancora in condizioni di stress o di dolore. BP normale in ratti WKY coscienti è 130/80 mmHg; Questo è sceso a inferiore a 100 mmHg nei nostri ratti WKY inalazione-anestetizzati (tabella 1). Anestesia inalatoria (isoflurano) presenta parecchi vantaggi sopra gli agenti iniettabili: esordio rapido, gestione animali minima, facilità di controllo, nessun droghe controllate e un recupero rapido. Gli svantaggi sono il costo delle attrezzature, il pericolo di esposizione umana in caso di perdita di gas sostanziale nell'ambiente di lavoro, e un significativo effetto soppressivo sulla riduzione di BP BP. Isoflurane-indotto dovrebbe essere considerato quando si sceglie il regime di anestesia.
Ulteriori applicazioni sono possibili per la misurazione invasiva di BP. Secondo i principi di fluidodinamica per velocità di onda di impulso (PWV), l'arteria più rigido si propaga l'impulso dell'onda più veloce11. Quando si applica gli inserimenti di una canula doppie sopra l'arteria carotidea e l'arteria femorale, la PWV aortica può essere determinata. La lunghezza della propagazione di impulsi aortica può essere misurata come la distanza tra le punte della cannula presso la carotide (prossimale) e arterie distali (femorale). La PWV è il rapporto tra la lunghezza aortica e la differenza tra il tempo i valori minimi dei12impulsi arteriosa prossimale e distale.
Il programma di installazione descritto sopra per elettrocardiografia simultanea e registrazione di BP intra-arteriosa in ratti sperimentali è una tecnica altamente accessibile e poco costoso per studi fisiologici o farmacologici che studiano patogeno o terapeutico meccanismi in medicina cardiovascolare.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Questo studio è stato sostenuto da Taiwan Ministero della scienza e tecnologia concede più 104-2314-B-037-080-MY3 e più 107-2314-B-037-110 di HCL e istituti nazionali di ricerca di salute di Taiwan concedere vi-EX107-10724SC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyethylene tube | BECTON DICKINSON | 427401 | internal diameter of 0.5 mm, outer diameter of 0.9 mm |
| 26 G x 1/2"" needle | TERUMO | 160426D | |
| Adson Forceps | TOP Line | 12-540 | 12 cm (4.75") Long, Straight, 1 x 2 Teeth |
| Bulldog vascular clamp | Teleflex | 357581 | 8 mm |
| Computer | AUSUS | X453M | |
| Exernal analog signal recording device | iWorx | T5141538 | This allows the recording of up to three channels of ECG, EMG or EEG as well as GSR (skin conductance) from a single iWire input on the recording Module. |
| Graefe Forceps | AESCULAP Surgical Instruments | BD312R | MICRO DRESSING FORCEPS, CURVED, SERRATED, 105 mm, 4 1/8 |
| Mecury sphygmomanometer | Spirit | CK-101 | |
| Pressure transducer | iWorx | IworxBP100 | |
| Semken Forceps | MEDE TECHNIK | 10-104 | 100 mm |
| Software | LabScribe3 | ||
| Surgical scissors | HEBU | 1714 | 14.5 cm long |
| Syringe (1 mL) | TERUMO | 160426D | |
| Three-way stopcocks | Cole-Parmer | EW-30600-23 | |
| Tipped forceps | World Precision Instruments | 504506 | 11 cm long, 0.1 x 0.06 mm Tips |
| Vannas Scissors | World Precision Instruments | 500086 | 8.5 cm long, Straight, 0.025 x 0.015 mm Tips, 7mm super fine Blades |
References
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