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Biochemistry

Vorbereitung von Pilz und Pflanze-Materialien für strukturelle Aufklärung mittels dynamischen atomare Polarisation Festkörper-NMR

Published: February 12, 2019 doi: 10.3791/59152
Automatic Translation
*1, *1, 2, 3, 1, 1
1Department of Chemistry, Louisiana State University, 2National High Magnetic Field Laboratory, 3Departments of Pediatrics, and Microbiology, Immunology and Parasitology, Louisiana State University Health Sciences Center
* These authors contributed equally

Summary

Ein Protokoll für die Probenvorbereitung 13C,15N-Label Pilz und Pflanze für multidimensionale Festkörper-NMR-Spektroskopie und dynamische atomare Polarisation (DNP) Untersuchungen wird vorgestellt.

Abstract

Dieses Protokoll zeigt, wie einheitlich 13C, 15N-Label Pilz Materialien können produziert und Experimente wie diese weichen Materialien für Festkörper-NMR und erhöhter Empfindlichkeit DNP vorgegangen werden sollte. Die Probenverarbeitung Verfahren der pflanzlichen Biomasse wird auch genau beschrieben. Diese Methode ermöglicht die Messung von einer Reihe von 1D und 2D 13C -13C /15N Korrelationen Spektren, die hochauflösende strukturelle Aufklärung von komplexen Biomaterialien in ihrem nativen Zustand mit minimaler Störung ermöglicht. Die Isotopen-Kennzeichnung kann durch Quantifizierung der Intensität in 1D-Spektren und die Polarisation Auftragswirkungsgrad in 2D Korrelation Spektren untersucht werden. Der Erfolg der Probenvorbereitung dynamische atomare Polarisation (DNP) kann von der Empfindlichkeit Verstärkung Faktor ausgewertet werden. Weitere Experimente untersuchen die strukturellen Aspekte der Polysaccharide und Proteine führt zu einem Modell für die dreidimensionale Architektur. Diese Methoden können geändert und angepasst, um eine Vielzahl von Kohlenhydrat-reiche Materialien, einschließlich der natürlichen Zellwände von Pflanzen, Pilzen, Algen und Bakterien, sowie synthetisiert oder konzipiert Kohlenhydrat-Polymere und ihre komplex miteinander zu nehmen Moleküle.

Introduction

Kohlenhydrate spielen eine zentrale Rolle in verschiedenen biologischen Prozessen wie Energiespeicher, strukturelle Gebäude und zelluläre Anerkennung und Haftung. Sie sind in der Zellwand, bereichert die ist ein elementarer Bestandteil in Pflanzen, Pilze, Algen und Bakterien1,2,3. Die Zellwand dient als zentrale Quelle für die Produktion von Biokraftstoffen und Biomaterialien sowie ein viel versprechendes Ziel für antimikrobielle Therapien4,5,6,7,8 , 9.

Das gegenwärtige Verständnis dieser komplexen Materialien wurde im Wesentlichen durch jahrzehntelange Bemühungen vorgebracht worden, die die strukturelle Charakterisierung mit vier wichtigen biochemischen und genetischen Methoden gewidmet waren. Die erste wichtige Methode stützt sich auf sequenzielle Behandlungen mit ätzenden Chemikalien oder Enzyme um zu brechen die Zellwände in verschiedenen Portionen, gefolgt von kompositorischen und Kopplungsanalyse von Zucker in jedem Bruchteil10. Diese Methode gibt Aufschluss über die Domäne Verteilung von Polymeren kann, die Auslegung jedoch aufgrund der chemischen und physikalischen Eigenschaften von Biomolekülen irreführend. Zum Beispiel ist es schwierig, festzustellen, ob der Alkali-extrahierbare Anteil aus einer einzelnen Domäne weniger strukturierten Moleküle oder räumlich voneinander getrennten Moleküle mit vergleichbaren Löslichkeit stammt. Zweitens die entnommenen Teile oder ganze Zellwände auch gemessen werden mit NMR-Lösung um zu bestimmen, die kovalenten Verbindungen, auch bezeichnet als Vernetzung zwischen verschiedenen Molekülen11,12,13, 14,15. Auf diese Weise könnte die detaillierte Struktur der kovalente Anker sondiert werden, aber Einschränkungen möglicherweise vorhanden, durch die geringe Löslichkeit von Polysacchariden, die relativ kleine Anzahl von Standorten Vernetzung und die Unkenntnis der nicht-kovalente Effekte, die stabilisiert Polysaccharid-Verpackung, einschließlich Wasserstoff-Bindung, Van-Der-Waals-Kraft, elektrostatische Wechselwirkung und Polymer Verschränkung. Drittens wurde die Bindungsaffinität entschlossen in Vitro mit isolierten Polysaccharide16,17,18,19, aber die Reinigung, das Verfahren erheblich verändern kann die Struktur und die Eigenschaften dieser Biomoleküle. Diese Methode wird auch nicht die anspruchsvolle Anlagerung und Montage von Makromolekülen nach Biosynthese zu replizieren. Schließlich den Phänotyp, Zellmorphologie und mechanischen Eigenschaften von genetische Mutanten mit attenuierten Produktion bestimmten Zellwand-Komponente vergossen Lichter auf die strukturellen Funktionen von Polysacchariden, aber mehr molekularen Nachweis ist erforderlich, um diese zu überbrücken makroskopische Beobachtungen mit der technischen Funktion des Proteins Maschinen20.

Jüngste Fortschritte in der Entwicklung und Anwendung der multidimensionalen Festkörper-NMR-Spektroskopie haben eine einzigartige Gelegenheit für diese strukturellen Rätsel eingeführt. 2D/3D Festkörper-NMR-Experimente ermöglichen hochauflösenden Untersuchung der Zusammensetzung und Architektur der Kohlenhydrat-reiche Materialien im nativen Zustand ohne große Störung. Strukturelle Studien wurden erfolgreich durchgeführt, auf primären und sekundären Zellwände von Pflanzen, die katalytisch behandelten Biomasse bakterielle Biofilm, das Pigment Geister in Pilzen und vor kurzem von den Autoren, die intakte Zellwände in ein pathogener Pilz Aspergillus fumigatus 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31. die Entwicklung der dynamischen atomare Polarisation (DNP)32,33,34,35,36,37,38 , 39 , 40 , 41 , 42 erleichtert wesentlich NMR strukturelle Aufklärung, wie die Verbesserung der Empfindlichkeit von DNP deutlich verkürzt sich die experimentelle Zeit auf diese komplexen Biomaterialien. Das hier beschriebene Protokoll beschreibt die Verfahren für die Isotopen-Kennzeichnung des Pilzes A. Fumigatus und Vorbereitung Pilz und Pflanzenproben für Festkörper-NMR und DNP Charakterisierung. Ähnliche Kennzeichnung Verfahren auf andere Pilze mit veränderten Mediums anwendbar sein sollte, und die Probenaufbereitungsverfahren sollte generell für andere Kohlenhydrat-reiche Biomaterialien.

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Protocol

1. Wachstum von 13C, 15N beschriftet Aspergillus Fumigatus Flüssigmedium

  1. Vorbereitung der unbeschrifteten und 13C, 15N beschriftet Wachstumsmedium
    Hinweis: Beide Hefe Extrakt Pepton Traubenzucker Medium (YPD) und der verbesserten minimale mittlere43 dienten für die Erhaltung der pilzartige Kultur. Alle Schritte nach dem Autoklavieren erfolgt in einer Laminar-Flow-Haube um Kontamination zu minimieren.
    1. Vorbereitung der unbeschrifteten flüssigen Medium: lösen Sie 6,5 g YPD Pulver in 100 mL destilliertem Wasser und dann Autoklaven für 25 min bei 134 ° C.
    2. Vorbereitung der unbeschrifteten festem medium
      1. 1,5 g Agar und 6,5 g YPD Pulver in 100 mL destilliertem Wasser hinzufügen.
      2. Autoklaven das Medium für 25 min bei 121 ° C und dann auf ca. 50 ° c abkühlen
      3. 13-15 mL des Mediums in jeder Pre-sterile Kunststoff Petrischale und bedecken Sie die Schüssel mit einem Deckel sofort.
    3. Vorbereitung von 13C, 15N beschriftet flüssigen medium
      Hinweis: Um die Wachstums-Lösung Isotop etikettieren, minimalen 13-haltigem Medium vorzubereiten C-Glukose und 15N-Natrium Nitrat und Spurenelement Lösung sind separat hergestellt und dann vor Gebrauch gemischt.
      1. Bereiten Sie 100 mL der Isotopen-haltigen minimaler Medium vor, wie in Tabelle 1aufgeführt. Stellen Sie den pH-Wert auf 6,6 mit NaOH (1 M) oder HCl (1M)-Lösung.
      2. Autoklaven der minimalen Medium für 25 min bei 121 ° C.
      3. Bereiten Sie 100 mL (1, 000 X) Spurenelemente Lösung, lösen sich die Salze, die in Tabelle 2 im destillierten Wasser aufgeführt. Autoklaven die Lösung für 25 min bei 134 ° C. Kühlen Sie lassen ab und speichern Sie die Lösung bei 4 ° C für den kurzfristigen Gebrauch zu. Der pH-Wert wird ungefähr 6.5 und kann mit dem pH-Meter geprüft werden.
      4. 100 mL 13C, 15N beschriftet minimaler Medium fügen Sie 0,1 mL Spurenelemente Lösung wie vor Gebrauch in Tabelle 2 aufgeführt hinzu.
  2. Wachstum der Pilzen Materialien
    1. Eine kleine Menge von Pilzen aus dem Speicher auf eine YPD-Platte mit einer Impfkeimen Schleife in einer Laminar-Flow-Haube zu übertragen. Halten Sie die Kultur bei 30 ° C für 2 Tage im Inkubator.
    2. Verwenden Sie eine Impfkeimen Schleife, um eine aktive wachsende Pilz Flanke bis 13C,15N-Kennzeichnung Lösung in einer Laminar-Flow-Haube zu übertragen. Halten Sie die Kultur bei 30 ° C für ca. 3-5 Tage bei 220 u/min in einem schütteln Inkubator.
    3. Zentrifugieren bei 4.000 X g für 20 min. Überstands entfernen und das Pellet zu sammeln.
    4. Verwenden Sie eine Pinzette, um ~0.5 g gut hydratisiert Pellet zu sammeln (> 50 wt % Feuchtigkeit) für NMR-Studien. Verlust der Hydratation an jedem Punkt wird die spektrale Auflösung wesentlich verschlechtern.
      Hinweis: Bei Bedarf eine kleine Menge (0,1 g) hydratisiert Myzelien kann getrennt und vollständig getrocknet werden unter N2 Gasstrom in eine Kapuze oder ein Gefriertrockner zur Schätzung der Wasserhaushalt und der trockenen Massenanteil berechnen. In der Regel ein Granulat mit ~0.3 g Trockenmasse nach 3 Tagen erhalten werden. Wenn das NMR-Experiment durchgeführt werden lang ist (> 7 Tage) und/oder wenn der Zustand der Pilze werden behoben muss, der Pilze Material kann tief eingefroren werden in Flüssigkeit N2 für 10-20 min vor der Weiterverarbeitung. Wenn das Experiment wird kurz sein (3-6 Tage), das Einfrieren kann übersprungen werden, so dass die Probe frisch zu bleiben.
    5. Mischen Sie das überschüssige Material mit 20 % (V/V) Glycerin in ein Zentrifugenröhrchen und halten Sie es in einer Gefriertruhe-80 ᵒC für langfristige Lagerung.

2. Vorbereitung des A. Fumigatus für Solid-State-NMR und DNP-Studien

  1. Vorbereitung von A. Fumigatus für Festkörper-NMR-Experimente
    1. Dialyse 13C, 15N-Label Pilz Probe (Schritt 1.2.4.) gegen 1 L 10 mM Phosphatpuffer (pH 7,0) bei 4 ° C mit einem Dialyse-Tasche mit einem 3,5 kDa Molekulargewicht cutoff, um kleine Moleküle aus das Wachstumsmedium für einen Gesamtzeitraum von 3 Tagen zu entfernen. Ändern Sie den Puffer zweimal täglich.
      Hinweis: Alternativ die Probe kann gewaschen werden für 6-bis 10-Mal mit entionisiertem Wasser um verbleibende kleine Moleküle zu entfernen.
    2. Übertragen Sie die Probe in eine 15 mL-Tube und Zentrifuge für 5 min (10.000 X g) mit einer Benchtop-Zentrifuge. Den Überstand zu entfernen und die verbleibenden Pilzen Materialien zu sammeln.
    3. 70-80 mg packen die einheitlich 13C beschriftet und gut hydratisiert Probe-Paste in ein 4-mm-ZrO2 Rotor oder 30-50 mg bis 3,2 mm Rotoren für NMR-Experimente. Wiederholt drücken Sie sanft mit einem Metallstab Probe und absorbieren Sie das überschüssige Wasser mit Papier.
    4. Dicht verschließen Sie des Rotors und legen Sie die Probe in das Spektrometer für Festkörper-NMR-Charakterisierung.
      Hinweis: Die brandneue Rotoren werden vorgeschlagen, um zu minimieren die Möglichkeit der Rotor Absturz und probieren Sie Ölkatastrophe in der NMR-Spektrometer. Bei Bedarf kann eine Einweg-Kel-F Wendeplatte mit Abdichtung Schrauben eingesetzt werden, dienen als sekundäre Container innerhalb des Rotors.
  2. Vorbereitung von A. Fumigatus Proben für DNP Experimente
    1. 13C,15N-Label Pilz Proben 100 µL DNP Lösungsmittel29,44 (auch bekannt als die DNP-Matrix) in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch vorbereiten. Diese DNP-Matrix enthält eine Mischung aus d8-Glycerin/D2O/H2O (60/30/10 Vol%).
      Hinweis: Wenn unbeschriftete Proben untersucht werden sollen, dann bereiten Sie die DNP-Matrix mit 13C-abgereicherte d8-Glycerin (12C399,95 %; D8, 98 %) und D2O und H2O 13C zu vermeiden signal Beitrag von Lösungsmittel.
    2. 0,7 mg AMUPol45 in 100 µL DNP Lösungsmittel zu Formular 10 mM radikale Stammlösung auflösen. Vortex für 2-3 min um sicherzustellen, dass radikale in der Lösung vollständig aufgelöst sind.
    3. Genießen Sie 10 mg der dialysierten 13C, 15N-Label Pilz Materialien, wie in vorherigen Schritte (2.1.1 und 2.1.2) in 50 µL AMUPol Lösung beschrieben und Schleifen Sie leicht die Mischung mit einem Stößel und Mörser, um Eindringen von den radikalen in sicherzustellen die porösen Zellwände.
      Hinweis: Um die Verlustrate der Hydratation zu verringern, kann das Schleifen auch in einem Microcentrifuge Schlauch mit einer Micropestle erfolgen.
    4. Hinzu kommt ein weiteres 30 µL der radikalen Lösung gemahlenen Pellets um weitere Hydrat Pilz Probe.
    5. Packen Sie das Pellet in ein 3,2 mm Saphir Rotor, zusammendrücken Sie leicht und entfernen Sie überschüssige DNP Lösungsmittel zu. Fügen Sie einen 3,2 mm Silikon-Stecker, um den Verlust von Feuchtigkeit zu verhindern. 5-30 mg der Probe kann in der Regel auf den Rotor verpackt werden. Die genaue Menge muss durch die Bestimmung der Empfindlichkeit der NMR-Experimente durchgeführt werden bestimmt werden.
    6. Einfügen Sie und drehen Sie sich die Probe in einem DNP-Spektrometer, Messen Sie ein DNP-erweiterte Spektrum unter Mikrowellenstrahlung und vergleichen Sie es mit der Mikrowelle-off-Spektrum. Dies führt zu einer Verstärkung Faktor εein-/ausschalten, 20-40 für diese komplexe Materialien sein sollten. Führen Sie die entworfene Experimente zur Zellwandstruktur zu bestimmen.

3. Vorbereitung der pflanzlichen Biomasse für NMR und DNP-Studien

  1. Vorbereitung von Pflanzenmaterial für Festkörper-NMR
    1. Produzieren Sie 13C-markierten Pflanzen im Haus mit 13CO2 Lieferungen in einer Kammer oder 13C-Glukose Wachstumsmedium wie zuvor beschrieben46,47 einheitlich zu oder kaufen Sie direkt beschriftete Materialien aus Isotopen-Kennzeichnung Unternehmen.
      Hinweis: 13C-Glukose nur in dunklen Wachstum lässt sich um die Einführung des 12C zu vermeiden durch Photosynthese.
    2. Schneiden Sie die einheitlich beschriftet 13C Pflanzenmaterial in kleine Stücke (in der Regel 1-2 mm Dimension) mit einer Rasierklinge Labor.
      Hinweis: Je nach Zweck, die extrahierten Zellwände werden manchmal verwendet für strukturelle Charakterisierung und detaillierte Protokolle sind in früheren Studien21,46berichtet.
    3. Wenn die Probe vorher getrocknet wurde, fügen 100 µL Wasser auf 30 mg von Pflanzenmaterial in einem 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch, Wirbel, equilibrate für 1 Tag bei Raumtemperatur. 4.000 x g für 10 min Zentrifugieren Sie und entfernen Sie das überschüssige Wasser mit einer Pipette.
    4. Wenn die Probe an jedem beliebigen Punkt nie getrocknet war, direkt anhand des Beispiels ohne weitere Behandlung.
    5. Packen Sie die daraus resultierenden Pflanzenmaterial in 3,2 mm oder 4 mm ZrO2 Rotoren für Festkörper-NMR-Experimente.
  2. Vorbereitung von Pflanzenmaterial für DNP Studien
    1. Bereiten Sie 60 µL Stammlösung von 10 mM AMUPol radikal wie beschriebenen Schritte 2.2.1 und 2.2.2.
    2. Schneiden Sie die einheitlich 13C beschriftet Pflanzenmaterial in kleine Stücke (1-2 mm Dimension) untersucht werden mit einer Rasierklinge Labor und wiegen 20 mg von pflanzlichen Stoffen.
    3. Hand-Grind die Werk-Stücke in kleine Partikel (~ 1-2 mm in der Größe) mit einem Mörser und Stößel. Die endgültige Pulver haben ein homogenes Erscheinungsbild.
    4. Fügen Sie im vorherigen Schritt (2.2.2), das Pflanzenmaterial 40 µL der Stammlösung DNP vorbereitet und Schleifen Sie leicht für 5 min um homogene Vermischung mit der radikalen zu gewährleisten.
    5. Fügen Sie ein weiteres 20 µL der Stammlösung weiter das Pflanzenmaterial nach dem Schleifen Hydrat.
    6. Packen Sie die ausgewogenen Anlage Probe in ein 3,2 mm Saphir Rotor für DNP Experimente. Legen Sie einen Silikon-Stecker, um den Verlust von Feuchtigkeit zu vermeiden.

4. standard Festkörper-NMR-Experimente zur ersten Charakterisierung von Kohlenhydrat-reiche Biomaterialien

Hinweis: In diesem Abschnitt ist eine kurze Übersicht über die NMR-Experimente bereitgestellt. Strukturelle Aufklärung erfordert jedoch in der Regel umfangreiche Expertise. Kooperationen mit NMR Partikelproben wird daher empfohlen.

  1. Maßnahme 1D 13C Cross Polarisation (CP), 13C direkten Polarisation (DP) mit 2-s und 35-s zu recyceln, Verzögerungen und 1H -13C UNFÄHIGEN48,49 Spektren, ein allgemeines Verständnis von der dynamischen zu erhalten Verteilung der Zellbestandteile (Abbildung 1a). Die Zellwände sind in der Regel relativ starren Teil und dominante Signale im CP Spektrum aufweisen.
  2. Eine Reihe von standard 2D 13C -13C Korrelation Experimenten für Resonanz Zuordnungen von 13C Signale zu messen. Beginnen Sie mit neu ausgerichtete unzureichend50,51 , Kohlenstoff-Verbindungen zu erhalten, die von einer Reihe von Experimenten mit Platz wie 1,5 ms RFDR52 (Abbildung 1 b) und 50-ms-Kabel unterstützt werden müssen/DARR53 Experimente.
    Hinweis: Wenn es von Interesse, eine Probe reich an eine bestimmte Komponente, z. B. zu finden ist die primäre oder sekundäre Zellwände, dann mehrere Segmente oder mehrere Pflanzen müssen separat gemessen werden, um die Probe mit der optimalen Zusammensetzung zu finden.
  3. Führen Sie 2D 15N -13C Korrelation Experimente, die gemessen werden kann, um die Resonanz-Zuordnungen von Eiweißen und Kohlenhydraten Nitrogenated zu erleichtern.
    Hinweis: Die Resonanz-Zuordnung ist in der Regel zeitaufwendig. Eine Methode wird derzeit weiterentwickelt, um die Resonanz Zuordnung der Kohlenhydrat-Signale für diese Wissenschaftler ohne Vorkenntnisse zu erleichtern.
  4. Messen Sie spezialisiertere Experimente durchführen, um festzustellen, die räumliche Nähe (Abbildung 1 c, d), Hydratation und Mobilitäten von komplexen Biomolekülen zur Bestimmung der dreidimensionalen Struktur der Kohlenhydrat-reiche Materialien als systematisch beschriebenen22,29.

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Representative Results

Das Isotop Kennzeichnung erheblich erhöht die Empfindlichkeit der NMR und macht es möglich für die Messung eine Reihe von 2D 13C -13C und 13C -15N Korrelation Spektren, die Zusammensetzung, die Hydratation, die Mobilität zu analysieren und Verpackung von Polymere, die integriert werden, um ein dreidimensionales Modell der Zellwand Architektur (Abbildung 1) zu konstruieren. Gelingt es die einheitliche Kennzeichnung, ein kompletten Satz von 1D 13C und 15N Spektren kann innerhalb von 1 h gesammelt und jedes standard 2D Spektrum dauert nicht länger als 24 Stunden nach der Messung.

Gut vorbereitete Proben in der Regel erwarten beide hohen NMR-Intensitäten und scharfe Linien. Beeinträchtigung der beiden Parameter zeigt un-optimierte Probenvorbereitung. Der Pilzen Proben sollten bereit sein, in gewissem Sinne nie getrocknet und partielle Dehydrierung während der Verpackung Schritte könnte dazu führen, eine bemerkenswerte Erweiterung der Linienbreite. Wenn die experimentelle Zeit wesentlich länger als erwartet für ein voll gepackten NMR-Probe ist, möglicherweise die Kennzeichnung Niveau niedrig. Wenn aus Diagonal Signale schwer sind zu bekommen im 2D 13C -13C Korrelation Spektrum, kann statistische Kennzeichnung (Abbildung 1 b) aufgetreten sind. Die zwei 13C-Gipfel bei 96 und 92 ppm sind Signatur Carbon 1 Signale von Glukose54, daher ihre starken Intensitäten in der quantitativen 13C direkten Polarisation (DP) Spektren gemessen mit langen Recycling Verzögerungen von 35 s in der Regel zeigen die Dominanz von kleinen Molekülen durch unvollständige Dialyse oder waschen (Abbildung 1a). Mit gut markierten Proben können weiträumige Korrelationen weiter zur Erkennung der räumlichen Nähe von Biomolekülen (Abbildung 1 c) und konstruieren das Strukturmodell der intakte Zellwände (Abbildung 1-d) gemessen werden.

Chemische Bezeichnung Chemische Formel Konzentration (g/L)
Dipotassium Phosphat K2HPO4 1,045 g
Magnesiumsulfat-Heptahydrat MgSO4·7H2O 0,52 g
Monopotassium Phosphat KH2PO4 0,815 g
15 N - Natriumnitrat 15 NaNO3 6,0 g
Kaliumchlorid KCl 0,52 g
U -13C-Glucose 13 C6H12O6 10,0 g

Tabelle 1. Die Zusammensetzung des Mediums minimal.

Chemische Bezeichnung Chemische Formel Konzentration (g/L)
Ammonium-Molybdat-Tetrahydrat (NH4) 6 Mo7O24·4H2O 11 g
Borsäure H3BO3 11 g
Cobaltous Chlorid Hexahydrat CoCl2·6H2O 16 g
Kupfer Sulfat Pentahydrat CuSO4·5H2O 16 g
Eisensulfat Heptahydrat FeSO4·7H2O 5 g
Manganous Chlorid Tetrahydrat MnCl2·4H2O 5 g
Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate Na4EDTA·4H2O 60 g
Zinksulfat-Heptahydrat ZnSO4·7H2O 22 g

Tabelle 2: Die Zusammensetzung der Spurenelement Lösung (konzentriert). Beachten Sie, dass für die Zubereitung von unbeschrifteten Pilze, unbeschriftete Glukose und unbeschriftete Natriumnitrat verwendet werden können.

Figure 1
Abbildung 1: Flussdiagramm zur Charakterisierung von Pilz Zellwandstruktur mittels Festkörper-NMR. (ein) 1D Spektren für Erstmuster-Screening. Von oben nach unten sind WERTAUSPRÄGUNGEN, 13C DP mit 2-s Recycling verzögert, 13C DP mit 35-s Recycling Verzögerungen und 13C CP Spektren mit abnehmender Mobilität für die gefundenen Moleküle. (b) 2D 13C -13C Korrelation Spektrum mit 1.5 ms RFDR Wiederankoppelung gemessen. (c) repräsentative intermolekulare Kreuz Gipfel mit 15 ms PAR Spektrum detektiert. (d) Strukturmodell von NMR-Daten erhalten. Paneele ein, c und d wurden geändert von Kang Et Al., NAT Commun. 9, 2747 (2018). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Discussion

Im Vergleich mit den biochemischen Methoden, hat Festkörper-NMR Vorteile als eine nicht-destruktive und hochauflösende Technik. NMR ist auch im kompositorischen Analyse quantitativer und im Gegensatz zu den meisten anderen Analysemethoden, tut nicht haben die Unsicherheiten eingeführt durch die begrenzte Löslichkeit von Biopolymeren. Errichtung des derzeitigen Protokolls ermöglicht zukünftige Studien auf kohlenhydratreiche Biomaterialien und funktionalisierten Polymere. Allerdings sollte angemerkt werden, dass die Resonanzanalyse Zuordnung und Daten kann zeitaufwändig sein und erfordern in der Regel systematische Schulung. Die Autoren entwickeln Tools und Datenbanken, Wissenschaftler ohne Vorkenntnisse, diese Barriere zu überwinden zu helfen.

Da die natürliche Isotop Fülle von 13C nur 1,1 % ist, ist die Wahrscheinlichkeit für die Beobachtung einer 13C -13C Kreuz Gipfel mit unmarkiertem Materialien nur 0,012 % (1,1 x 1,1 %), dass mit einheitlich beschriftet Proben. Daher die Isotop Bereicherung erzielt unter Verwendung dieses Protokolls erheblich verbessert die Empfindlichkeit der NMR um vier Größenordnungen und 2D Korrelation Experimente zur Strukturaufklärung ermöglicht.

Die optimierte, gut hydratisierten Proben sollte scharfe Linien in 2D 13C -13C Korrelation Spektren zeigen. Die mobilen Komponenten wie die β-Glucane in A. Fumigatus und Pektine in Pflanzen sollte zeigen eine voller Breite an halb-Maximum (FWHM) Linienbreite von 0,3-0,5 ppm auf 600-800 MHz NMR-Spektrometern29,31. Die starre Teile haben etwas breitere Spitzen durch Konformationsänderungen Heterogenität der konstituierenden, sich wiederholende Zuckereinheiten und der Mangel an schnellen molekularen Bewegungen. Die typische 13C Linewidth ist 0,7-1,0 ppm für Cellulose-Mikrofibrillen in Pflanzen und 0,5 bis 0,7 ppm für Chitin Pilze55. Die scharfen Linewidth aus Zellulose und Chitin entstehen hauptsächlich durch Polymer Kristallinität, somit ist teilweise resistent gegen Austrocknung und Temperaturänderung, z. B. die kryogene Temperatur von DNP Experiment56,57. Die Spitze Schärfe der Polymeren Matrix, sind jedoch sehr empfindlich auf die Veränderung der Probe-Bedingungen, die die Polymer-Mobilität beeinflussen, daher kann es als Indikator für Probe Hydratation verwendet werden. Grundzüge der Polymeren Matrix bezeichnen in der Regel den Mangel an Feuchtigkeit in der Probe, die ganz oder teilweise wiederhergestellt werden kann, indem man wieder Wasser58. Wasserhaushalt von 50-80 Gew.-% reicht in der Regel für die Bereitstellung einer guten Linewidth in Pflanze und Pilz Proben.

DNP ist oft notwendig für die Untersuchung dieser herausfordernden ganze Zellsysteme. In der Regel eine 20-40 fache Erhöhung der Empfindlichkeit auf eine optimierte Probe auf einem 600 MHz/395 GHz DNP Spektrometer erreicht werden konnte und dieser Wert steigt mit abnehmender Feld, z. B. fast verdoppelt auf einem 400 MHz/263 GHz DNP26,59 . Es gibt mehrere Faktoren, die die DNP-Effizienz beeinträchtigen könnten. Erstens das Eindringen von radikalen in den porösen Netzwerk der Zellwände ist entscheidend, und dieser Prozess kann durch milde Schleifen von Biomaterialien in der radikal-haltigen DNP-Matrix wesentlich erleichtert werden. Zweitens wirkt sich auf die physikalischen Eigenschaften, die Steifigkeit beispielsweise der Probe die Wahl der Mikrowellenleistung, die DNP-Matrix "schmilzt" unter 12 W Bestrahlung durch das Schleifen von 1H Resonanzen, das war kein Problem für die steifere Anlage ergibt60. Infolgedessen ein mehr isotrope Muster des Lösungsmittels Peak 1H ist zu beobachten, mit wesentlich geringeren drehenden Seitenbänder und abgeschwächte DNP-Erweiterung. Daher empfiehlt sich schwächere Leistung für weichere Materialien. Drittens sollte die Zusammensetzung der DNP Matrix optimiert werden. Es stellt sich heraus, dass d8-Glycerin/D2O/H2O ist in der Regel die beste Lösungsmittel für weiche Materialien, während eine einfachere und kostengünstigere Wahl D2O/H2O auch in einigen Fällen wirksam sein kann, weil der Zucker im System vorhanden dient als Kryoprotektanten zu einem gewissen Grad. Im Gegensatz dazu die d6-DMSO/D2O/H2O Lösung scheitert in Pflanzen und Pilzen Proben mit weniger als 10-Mal Empfindlichkeit Enhancement, also es wird nicht empfohlen für den Einsatz, wenn für besondere Zwecke. Ein Matrix-freie Protokoll wurde kürzlich nachgewiesen, als sehr wirksam durch Lösungsmittel Erschöpfung schafft zusätzlichen Platz für weitere Materialien34,56,61. Aber der Verlust der Hydratation präsentiert eine große Störung der Struktur von Biomolekülen, damit diese Methode möglicherweise nicht geeignet für biologische Systeme. Wenn unbeschriftete Zellwände studiert sind, 13C-abgereicherte d8-Glycerin/D2O/H2O ist das optimale Lösungsmittel, die trägt keine natürliche Fülle 13C Signale noch opfert jede Empfindlichkeit Verbesserung.

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Disclosures

Wir haben nichts zu veröffentlichen.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation durch NSF OIA-1833040 unterstützt. Die nationale hohe magnetische Feld Labor (NHMFL) wird vom Nationalfonds durch DMR-1157490 und der Zustand von Florida unterstützt. Das MAS-DNP-System bei NHMFL wird teilweise von NIH S10 OD018519 und NSF-CHE-1229170 finanziert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ammonium Molybdate Tetrahydrate Acros Organics 12054-85-2
AMUPol Cortecnet C010P002
Analytical weighing balance Ohaus B730439218 Model PA84C
Bioclave 16 L VWR 470230-598
Biosafety Cabinet Labconco corporation 302319100
Boric acid VWR BDH9222 store at 15-30 °C
Cobalt(II) Chloride Hexahydrate Honeywell|Fluka 60820 ≥98 %
Copper(II) Sulfate Pentahydrate BDH BDH9312 ≥98 %
Corning LSE shaking incubator Thermo Fisher Scientific 7202152
D2O Sigma Aldrich 151882 99.9 atom % D
d6-DMSO Sigma Aldrich 151874 99.9 atom % D
d8-glycerol Sigma Aldrich 447498 ≥99 atom % D
Dialysis tubing 3.2 kDa Sigma Aldrich D2272 132724
Dipotassium Phosphate VWR BDH9266 ≥98 %
Glycerol Sigma Aldrich G5516 ≥99.5 %
Heraus Megafuge 16R Centrifuge Thermo Fischer Scientific 750004271 Maximum RCF 25,830 x g
HR-MAS Disposable Insert Kit Bruker B4493 Kel-F
Iron(II) Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 14498 ≥99+ %
Magnesium Sulfate Heptahydrate VWR 10034998 store at 18-26 °C
Manganese(II) Chloride Tetrahydrate Alfa Aesar 11563 ≥99 %
Monopotassium Phosphate VWR 470302-254 ≥99 %
pH Meter Mettler Toledo B706689216
Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate Acros Organics 13235-36-9 ≥99.5 %
Zinc Sulfate Heptahydrate Alfa Aesar 33399 ≥98 %
12C3, d8-glycerol Cambridge Isotope Laboratory CDLM-8660 12C3, 99.95%; D8, 98%
13C6-glucose Sigma Alrdrich 364606 ≥99 % (CP)
15N-sodium nitrate Sigma Aldrich 364606 ≥98 % 15N, ≥99 (cp)
3.2 mm sapphire NMR rotor Cortecnet B6939
3.2 mm Silicone plug Bruker B7089
4 mm MAS Rotor Kit Bruker H14355 Zirconia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Biochemie Ausgabe 144 Solid-State-NMR dynamische atomare Polarisation (DNP) Kohlenhydrate Zellwände Biomaterialien Pflanze Pilze
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Kirui, A., Dickwella Widanage, M. C., Mentink-Vigier, F., Wang, P., Kang, X., Wang, T. Preparation of Fungal and Plant Materials for Structural Elucidation Using Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR. J. Vis. Exp. (144), e59152, doi:10.3791/59152 (2019).

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