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Neuroscience

直接注射慢病毒载体突出大鼠脊髓中的多种运动途径

Published: March 15, 2019 doi: 10.3791/59160
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1
1Shriner's Pediatric Research Center, Temple University

Summary

该协议演示了在大鼠脊髓组织中注射一种具有可追溯性的可转移性病毒载体。载体在突触处被占据, 并被输送到目标神经元的细胞体。该模型适用于重要脊柱通路的逆行追踪或基因治疗应用中的靶向细胞。

Abstract

将感兴趣的蛋白质引入神经系统的细胞是具有挑战性的, 因为固有的生物屏障限制了对大多数分子的访问。直接注射到脊髓组织绕过这些障碍, 提供进入细胞体或突触的机会, 在那里可以纳入分子。将病毒载体技术与这种方法相结合, 可以将目标基因引入神经组织, 用于基因治疗或肠道追踪。在这里, 一种为高效逆行转运 (Hirat) 而设计的病毒被引入到外源间神经元 (Pn) 突触上, 以鼓励向脊髓和脑干核的神经元进行特定的迁移。瞄准 Pn 利用了他们从运动通路 (如脊椎和网状脊椎通道) 获得的众多连接, 以及它们在整个脊髓段之间的相互连接。使用 HiRet 矢量和本构活性绿色荧光蛋白 (GFP) 进行代表性追踪, 显示胸椎 Pn 和网状网状结构中网状脊髓神经元的细胞体、轴突和树突状乔木的高保真度细节。Hiraet 很好地融入了脑干通路和 Pn, 但显示年龄依赖性整合到皮质脊髓神经元中。总之, 脊髓注射使用病毒载体是一个合适的方法, 将感兴趣的蛋白质引入目标区域的神经元。

Introduction

病毒载体是重要的生物工具, 可以将遗传物质引入细胞, 以补偿有缺陷的基因, 增强重要的生长蛋白或制造标记蛋白, 突出的结构和突触连接他们的目标。本文的重点是直接注射一个高效的逆行可转移性慢病毒载体到大鼠脊髓, 以突出主要运动途径与荧光追踪。 这种方法也是高度适用于轴突再生和再生研究, 以引入感兴趣的蛋白质的不同群体的神经元, 并已被用来沉默神经元的功能映射研究1,2。

通过 bda 和氟金 3、4、5、6、7等经典示踪剂的直接注射研究, 阐明了脊柱运动通路的许多解剖细节。,8. 这些示踪剂被认为是金本位, 但可能有某些缺点, 如受损的轴突吸收, 或在注射部位9、10、11周围的白质中的轴突吸收.这可能会导致对途径连接的不正确解释, 并可能是再生研究中的一个缺点, 在后来的分析12中, 受损或被切断的轴突吸收染料可能会被误认为是再生纤维。

慢病毒载体在基因治疗研究中很受欢迎, 因为它们在13、14、15、16、17、18的神经元群中提供稳定、长期的表达 ,19。然而, 传统上包装的慢病毒载体可能有有限的逆行运输, 并可能触发免疫系统反应时, 在体内使用4,20, 21。加藤等人通过使用狂犬病毒糖蛋白修饰病毒包络, 以创建一种混合载体, 改善逆行运输 22,23,从而生产出一种名为 hiret 的高效逆行运输载体。

逆行追踪将一个矢量引入目标神经元的突触空间, 使其被该细胞的轴突占据并输送到细胞体。hiraet 的成功运输已经被证明从神经元突触到小鼠和灵长类动物的大脑 23, 24 和从肌肉到运动神经元22。该方案演示注射到腰椎脊髓, 特别是针对突触端子的内脊髓间神经元和脑干神经元。Pn 接受来自许多不同脊髓通路的连接, 因此可以用来针对脊髓和脑干中不同的神经元群。这项研究中的标记神经元代表了与后肢运动功能相关的刺激运动神经元池的电路。坚固的标记可以在脊髓和脑干中看到, 包括树突乔木和轴突末端的高保真细节。我们在以前的颈髓研究中也使用了这种方法来标记本体和脑干网状脊髓通路25。

该方案演示了在大鼠腰椎脊髓注射病毒载体的方法。如电影 1所示, 切口的目标是识别位于最后一根肋骨的 l1 椎体。这被用作一个月额地标为3-4 厘米的切口, 暴露在 L1-l4 脊髓肌肉组织。对 T11-t13 椎骨背侧的椎体进行层压, 将斜玻璃针从中线侧向0.8 毫米, 降低1.5 毫米深到灰质中注入病毒。

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Protocol

以下所有手术和动物护理程序都已获得坦普尔大学动物护理和使用委员会的批准。

1. 手术前制剂

  1. 在手术前几天使用3.5 纳米管玻璃毛细管移液器准备用于病毒注射的拉拉玻璃针。根据制造商的说明, 将每个移液器拉上两步针拉拔器, 以创建两个针头模板。
  2. 用微型剪刀切割约1-2 毫米的多余玻璃, 以细化针头模板的尖端。使用显微镜校准幻灯片在显微镜下测量近似孔径大小, 以隔离具有30-40 微米孔径的针头。
  3. 针头定位在 30°, 使用微型移液器斜面创建一个具有30-40 微米孔径和45°斜角的尖端。使用校准幻灯片上的 Vernier 刻度验证孔径宽度。使用带有柔性针头附件的注射器将水和乙醇通过玻璃针, 以冲洗掉杂物, 并定期用黑色标记标记针头。
  4. 将针头放入以前用70% 乙醇清洗的覆盖的 Petri 培养皿中, 并在紫外线下的生物安全罩中消毒30分钟。
  5. 在手术前立即从冰柜中取出合适的体积, 准备 hiret 慢病毒。
    注: 合适的体积包括注射所需的量 (每次注射1微克 x 注射次数), 以及少量的额外体积, 以考虑移液和装载损失。不使用时将病毒运输并储存在冰上。
  6. 通过将喷油器插入微泵并将其放入具有 Vernier 刻度的微机械手来准备喷油器。
  7. 要准备玻璃针, 请小心地装载彩色染料, 如红色油, 并配以灵活的针头。确保针头中没有气泡。在处理针头时使用无菌技术, 不要触摸针头。
  8. 将玻璃针头插入喷射器, 确保针头正确地安装在垫圈中, 将喷射器盖拧紧, 并将钢制喷射针延长约为玻璃针的长度。病毒可以在稍后的步骤中加载到针头中。

2. 麻醉和手术部位准备

  1. 在数字尺度上称重动物。记录术前重量, 以确定所需麻醉的体积, 并允许监测术后的重量。本协议中使用了雌性 Sprague-Dawley 大鼠约200–250克。
  2. 使用吸入异氟醚或注射的酮胺-木糖溶液 (k/x) 对大鼠进行麻醉。在这里, 氯胺酮以 67 mg kg 的腹腔注射, 在 6.7 mg/kg 的剂量下注射 xylazine。
  3. 用牢牢地捏脚确认合适的麻醉平面。如果发生反身取款, 请再等待几分钟, 然后再继续。
    注: 还要观察胡须、眼睛和呼吸速率, 以寻找意识的迹象。如果胡须在抽搐, 眼睛轻轻触摸时闪烁, 或呼吸迅速而浅, 等待麻醉平面更深的进行协议。此外, 在整个椎板切除术和注射手术中也会监测这些体征。如果动物显示浅麻醉平面, 管理氯胺酮的助推器镜头只能等于原来的 k/剂量的一半。
  4. 从臀部到肩周骨的下角, 沿着背侧中线的老鼠。拉动物的皮肤拉紧, 更容易和更精确的剃须。
  5. 将眼药膏涂在两只眼睛上。
  6. 在剃光部位涂上防腐剂, 对部位进行消毒。第一次擦洗时, 用5% 的碘溶液浸泡无菌纱布, 并擦拭所有头发和杂物。通过在70% 乙醇中浸泡的无菌纱布的单向刷子, 实现这一点, 因此不会有两次接触区域。使用同样的技术交替碘和乙醇浸泡纱布两次。

3. 手术领域和仪器制备

  1. 准备一套高压灭菌的手术工具, 包括手术刀、斜刀、大鼠牙钳、弹簧剪刀、止血仪、中点弯曲钳和牵引器或加权挂钩, 通过解包无菌包装创建无菌场。
  2. 打开一包无菌手术手套, 并将无菌手套包装放在桌子上。使用它作为一个额外的无菌领域的使用工具, 以防止污染无菌包装。
  3. 将 #10 手术刀刀片放在无菌场上。用止血器将刀片固定在手柄上。将无菌盐水、4.0 铬肠缝合线和控制出血的材料, 如烧焦剂、无菌纱布、无菌棉尖施药器 (用于肌肉出血) 或明胶或骨 (用于骨出血) 放置在可进入的地方。
  4. 找回动物, 并将其放在无菌布上。在膀胱下面放置纱布以收集尿液。用腹部下的卷起的毛巾支撑目标区域。如果可用, 请将手术加热垫放在无菌布下面, 特别是用于较长的手术。
    注: 不育是重要的生存手术。将70% 乙醇的喷雾瓶放在手边, 以保持戴手套的手的无菌性, 并使用珠消毒器, 如果仪器不育被破坏, 或在个别手术之间。

4. 暴露脊柱和确定椎板切除术部位

  1. 通过轻轻按压手指在最后一根肋骨上定位 L1 椎体, 确定皮肤切口的部位。使用此作为地标, 使3-4 厘米的皮肤切口与 #10 手术手术刀结束只是低于 L1, 以暴露肌肉。用轻轻的展开, 紧致皮肤, 用手术刀刀片用力按压, 以确保切口干净。
  2. 必要时, 用钳子和剪刀切割和涂抹浅表脂肪。(根据目标椎体的不同, 肌肉可能有或没有一个大的脂肪垫)。
  3. 用手术刀刀片或手指的扁平来感受刺过程。通常中线区域将由两侧的白色筋膜 "v" 勾勒出。做一个小的滚切, 让空间用老鼠的牙齿钳安全地抓住一个上面的过程, 然后使2个长的, 深的切割尽可能接近的过程。在切割的最深点, 可以用手术刀刀片感觉到椎骨的背侧表面。
  4. 用牵引器或加权挂钩将侧向肌肉放在一边, 以提高能见度。用手术刀、弹簧剪刀或长皮草清除周围的肌肉, 以确定他们头部的形状。
    注: 请记住, 脊髓不会延长脊柱的全长, 因为脊髓组织停止生长早于骨骼。这意味着目标脊椎水平可能位于不同名称的椎体下。
  5. 找到 T11 和相邻的 T12 和 T13 进程。
    注: 在大鼠脊髓图集和先前概述小鼠地标的研究中, 可以找到针对正确椎体水平的帮助, 小鼠的椎体结构非常相似, 有 6, 33。留下一个祖先的刺过程, 如 T9 不受干扰, 给一个中线地标。

5. 进行椎板切除术

  1. 一旦正确识别了目标区域, 就对 T11-t13 的背侧进行分层切除。轻轻地展开椎体, 露出椎间韧带, 这是很好的部位, 插入龙骨的最初咬伤。将长在半封闭的位置上, 以增加精细控制。
  2. 通过对脊椎进行小口伤, 去除椎骨的刺过程和背侧。注意不要损坏脊髓或打扰硬脑膜。用大鼠的牙钳稍微抬起, 以帮助将脊髓从椎骨上拉开, 并减少击中脊髓组织的倾向。
  3. 清除骨头远离中线, 以便观察中线血管。留一个窗户, 清楚地显示脊髓组织, 没有碎片。
  4. 用钳子轻轻触摸脊髓。有些动物即使麻醉平面很深, 也可能会本能地跳跃。在注射过程中, 直接在脊髓上涂抹几滴麻木剂, 如利多卡因, 以防止跳跃。
  5. 通过将稳定钳固定在脊柱支架上, 将动物固定在椎板切除术窗口的脊椎内。提高动物的腹部, 使用脊柱持有人, 以否定呼吸运动的影响。这将增加针头的稳定性, 并确保适当的注射深度。

6. 装病毒并定位注射器

  1. 将病毒输送到注射器中, 方法是将大约5μl 移入一块副体, 并将针头定位, 使尖端位于滴内。
  2. 使用微泵以 20–100 Nl\ 的速度提取多达4μl 的病毒。
  3. 将控制器设置为注入并从针头释放少量病毒, 以确保针头不被堵塞。用实验室擦拭清除多余的病毒。
    注: 带有钢针的哈密顿注射器可作为拉玻璃移液器的替代品。
  4. 放置微机械手, 使 Vernier 刻度可见, 并将针头定位在脊髓的中线。
    注: 中线有时可以定位在脊髓前表面上的大血管。然而, 这在个别老鼠身上可能有所不同, 中线目标应该通过与完整的刺过程进行比较来确认。
  5. 使用微机械手上的 Vernier 刻度侧向引导针头 0.8 mm。
  6. 将针头降低到脊髓, 直到它被缩进, 但不刺破硬脑膜。使用快速扭转运动, 用针头刺穿硬脑膜, 直到它沉入1.5 毫米的深度。

7. 将病毒注射到脊髓

  1. 一旦针头就位, 以 400 nlmin 的速度对注射器进行注射, 通过观察染料前部的进展情况, 确认病毒正在进入脊髓。脊髓组织不应明显渗漏或鼓胀。如果观察到泄漏, 有时可以通过将注射速度降低到 200 nL/min 来缓解。
  2. 注射完成后, 让针头在脊髓中停留 2-5分钟 (取决于注射量), 以促进病毒的扩散。
  3. 慢慢地取出针头, 移动到下一个注射部位。在沿 L1-l4 脊柱组织长度相距约1毫米的6个均匀分布部位中, 向每个区域注入1μl 病毒。每次注射都可以使用相同的针头, 只要它继续正常工作。

8. 伤口闭合和术后护理

  1. 从脊椎支架上取下动物, 取出用于传播外侧肌肉的牵引器或钩子。关闭前确保伤口清除所有碎屑。
  2. 使用4.0 致变色的肠胃缝合缝合肌肉。将缝合线切割到靠近结的螺纹, 以减少内部皮肤刺激的可能性。
  3. 用9毫米的伤口夹缝合皮肤。为了实现最佳的愈合, 在装订前, 先将皮肤的边缘排成一行。
  4. 将动物放在水对流加热垫上, 并进行监测, 直到醒来。
  5. 注射5-10 毫升的无菌盐水皮下注射, 以补充液体和抗生素, 如头孢唑啉, 以防止感染。当动物是流动的, 把它放回家里的笼子, 并提供最初的镇痛药。 监测老鼠的疼痛和痛苦的迹象, 并根据您的 IACUC 批准的减轻疼痛的程序进行治疗。

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Representative Results

病毒载体的成功注射和运输应导致脊髓和某些脑干核中的单侧神经元的强群的传导。图 1显示了胸腔脊髓和脑桥网状脑干在注射后四周形成的神经元和轴突的定型标记。在注射侧同侧的胸脊髓灰质神经元中可见显著的 GFP 表达 (图 1 a, 盒装区域)。在对侧也观察到一些神经元, 特别是在中线附近。在白质中, GFP 的表达是在同侧脐带 (图 1a、箭头和箭头) 的轴突中观察到的, 特别是在本体骨轴突 (箭头) 的典型区域。图 1a '显示了 a 中盒装区域的较高放大倍率, 显示了神经元细胞体和树突中的典型表达。神经元中 GFP 的表达也可以在脑干核中观察到, 如桥状网状形成 (图 1 b,图 1 b 中盒装面积的放大倍率较高)。

Figure 1
图 1: 脊髓和脑干中神经元的传导。(a) gfp 在胸脊髓中的神经元 (盒装区域)、本体旋转神经元 (箭头) 轴突和其他区域 (箭头) 轴突中的表达。(a ')A. (b) 的盒装区域神经元表达的放大倍率较高, 脑干中的桥网形成表达 gfp 标记的神经元和树突。(b ')b中盒装面积的放大倍率更高。刻度柱: (a) = 500 微米;(b) = 1 毫米;(a ')、(b ') = 50μm。请点击这里查看此图的较大版本.

Movie 1
电影 1:靶向大鼠腰椎脊髓的注射.这段视频总结了在大鼠脊髓中靶向和注射病毒载体的基础知识。请点击这里观看此视频。(右键单击下载.

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Discussion

基因操纵的神经元在大脑和脊髓已有助于突出感觉, 运动和自主途径通过荧光追踪, 并探索损伤 27, 28 后神经元束的再生潜力,29,30,31,32,33. 将具有逆行可运输的病毒载体直接注入脊髓, 可以通过神经元的突触连接针对神经元群, 使这一方法成为绘制中枢神经系统通路的绝佳选择。hiret 载体特别显示在22、24、25神经元突触处的选择性吸收, 以前用类似结构的载体追踪显示, 没有扩散到受伤的轴突或不相关的细胞中34,3 5日, 这与希雷特号建筑 22、23、25 的结果一致。因此, 直接注射 Hilet 作为逆行示踪剂是探索损伤后发生可塑性的神经元间电路的理想方法。

在脊髓中成功注射病毒载体有两个关键概念。首先是用玻璃针建立正确的目标, 其次是确保病毒从针头充分流入组织。由于该协议涉及逆行追踪, 针对正确的区域需要彻底了解感兴趣的神经元群的突触连接。与腰椎脊髓相连的前脊髓和网状脊髓神经元在此被锁定。这些神经元分布在脑干、颈椎和胸椎脊髓段, 大多数 Pn 在灰质中定位到层流 V-VII。为了确保足够的神经元群的传导, 在跨越四个脊柱段的区域内进行了6次病毒注射。L1-l4 段的选择是由于中央模式发生器的存在, 以及它们与脊髓其他区域的已知连接。一旦知道正确的脊椎段和层状, 这些目标通过解剖地标的物理位置至关重要。显示解剖结构和椎体形状细节的地图有助于确认目标地标 8,36。应当指出, 无论是一次注射还是6次注射, 该议定书的大多数内容都是相同的;区别只在于通过椎板切除术暴露的脊柱段的数量, 以及如果注射超过 4μl, 您将需要用额外的病毒重新加载玻璃针的事实。该协议也可以很容易地适应鼠标。由于其较小的尺寸, 注射到脊髓中的病毒的体积应向下调整, 并调整所需的测量, 以达到正确的脊柱层。此前, 此前已经公布了几段鼠标上类似手术的视频。

下一个考虑因素是充分扩散到组织中。需要仔细准备针头, 以确保光圈足以使病毒悬浮液向外流动, 并且碎片不会阻塞尖端, 并且通过彩色染料的前面显示从针头流入脊髓的情况是有助于确认悬浮液正在穿透组织。一旦悬浮液被分配到组织中, 将针头保持在脊髓内2-5 将确保充分的扩散。

目标人群的成功转导也取决于注射病毒的内在特性, 如滴度、血清型和感染效率。我们发现至少10 10 gcml 的基因组拷贝滴度, 以便 hiret 慢病毒在体内实验中工作良好。较高的滴度或注射量可能会显示较高的标签指数, 但需要注意, 因为病毒可能扩散到预定的区域或对侧脊髓。还应考虑根据感兴趣的细胞的取向来标记感兴趣的细胞的适当载体类型。某些病毒血清型可能有更好的感染和转导率在不同的人群的神经元39。传统的慢病毒载体是已知的感染广泛的细胞类型, 由于 VSV-G 包膜蛋白, 但对这种载体的修改可能会影响其取向40。hiret 结构通过伪分型与狂犬病毒的融合糖蛋白 (fug-b) 来修正包络, 它允许高效的逆行转运 22,23, 并在转导本体营养和网状脊髓区, 神经元数可与通过氟色和微罗比4,41等方法进行的示踪方法相比较 (关于 hiret 矢量的构建详情, 见 hirano 等人)。22. 然而, 在这些实验中, 它没有充分给成人皮质面积贴上标签, 尽管它在其他研究1中确实给新生儿的科技委贴上了高效的标签。在有针对性的突触 (如 ncam 或 p75ntr)上, hiret 吸收所需的受体可能只在成人 cst 神经元42、43上微弱地表达, 尽管这仍在调查中。无论如何, 这表明了确定所使用的矢量是否适合目标细胞的重要性。在这个实验中, 经过四个星期的大脑和脊髓组织进行处理和探测, 以确保大量的时间从腰线扩增和运输到所有大脑区域。Hirat 通过快速逆行轴突运输运输, 因此, 如果行驶距离较小, 例如注射区域位于颈脊髓, 则较短的实验周期可能是合适的。

直接注射手术是将病毒载体技术引入脊髓的有用工具。使用 HiRet 进行基因实验是有利的, 因为它允许稳定、持久的转基因表达, 对神经元无毒。在这个实验中, 没有看到 GFP 标记的神经元, 没有直接突触连接到注射区域。在此前对胸部挫伤的动物进行的研究中, 情况也是如此。此外, 在注入短暂脱髓鞘坐骨神经时, Hi-gfp 无法给脊髓运动神经元或背根神经节神经元贴上标签 (未发表的观察结果)。总之, 这些数据表明, Hiraet 并不容易通过轴突进入, 并通过在突触中吸收矢量来有效地传导神经元, 从而提供了目标群体神经元连接的更详细、更高保真的地图。这是一个优势, 比其他逆行传播病毒载体, 如逆行腺病毒 (rAAV-retro), 已知被轴突在第44段采取, 并使 hiret 特别有用的研究映射再生和在受伤的脊髓中重新连接电路。hiraet 的优势还可以针对神经元群进行沉默或消融研究25,44,45, 46,47。

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Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

这项工作的资金来自国家神经疾病研究所和中风 R01 R01 R01NS103481 和 shriners 儿科研究医院的赠款, 该医院提供 SHC 84051 和 SHC 86000 的赠款, 以及国防部 (SC140089) 的赠款。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).

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