Summary
여기에서, 우리는 새로운 심장 보호 전략을 조사하기 위하여 확고하게 확립되고 이용된 정형포피성 심혼 이식의 전임상 대형 동물 (돼지) 모형을 기술합니다.
Abstract
첫 번째 성공적인 보고 다음 50 년, 심장 이식은 진행성 심부전을 가진 적격 한 환자에 대 한 금 표준 치료 남아. 심장 이식의 여러 작은 동물 모델 새로운 치료의 급성 및 장기 효과 공부 하는 데 사용 되었습니다. 그러나, 몇몇은 임상 시험에서 시험되고 입증된 성공. 기본적인 연구 결과의 효율적이고 믿을 수 있는 번역을 위해 임상적으로 관련된 대형 동물 모델에서 새로운 치료법을 평가하는 것이 매우 중요합니다. 여기에서, 우리는 단단히 확립되고 이전에 새로운 심장 보호 전략을 조사하기 위하여 이용된 정형포피성 심혼 이식의 전임상 대형 동물 (돼지) 모형을 기술합니다. 이 절차는 급성 허혈 재관류 상해에 초점을 맞추고 murine 모형과 같은 더 작은 실험 모형에서 시험되고 검증된 새로운 내정간섭을 조사하는 믿을 수 있는 방법입니다. 우리는 초기 이식 후 기간 동안 심장 성능 과 모델에 의해 활성화 된 다른 잠재적 인 가능성을 평가에 그것의 유용성을 보여줍니다.
Introduction
첫번째 성공적인 보고 다음 50 년, 심장 이식은 향상된 심부전을가진 적격한 환자를 위한 금 표준 처리 남아 1. 최대 4시간의 허혈시간이 적절히 허용되지만, 6시간 이상의 허혈시간은 열등한 결과2. 1 차 적인 이식 기능 장애는 이식 다음 초기이환 및 사망률의 주요 원인 남아 2,3. 1차 이식 기능 장애의 원인은 다인성이며 이식 시 지속되는 한계 장기, 수용자 폐 혈관 질환, 과급성 거부, 허혈재관류 손상의 사용을 포함한다 3.
여러 연구는 1 차적인 이식 기능 장애의 부각을 감소시키기 위하여 기증자 심혼 보존을 위한 새로운 방법을 조사했습니다 4,5,6,7. 허혈 재관류 상해 또는 이종성 심장 이식의 뮤린 모델에서 새로운 기술과 치료를 평가하는 것이 일반적입니다. 또한, 소형 동물 모델은 생존 모델및 장기 후속 조치를 허용하여 거부 및 심장 동종 이식 혈관병증의 발달을 조사하기 위해11,12,13. 그러나, 이러한 전략의 대부분은 초기 임상 파일럿 시험을 실패하거나이 단계에 도달하지 않습니다. 기초 연구 결과의 효율적이고 믿을 수 있는 번역을 위해 임상적으로 관련된 대형 동물 모형에 있는 새로운 치료를 평가하는 것이 가장 중요합니다.
돼지 심장은 종종 큰 동물 모델을 사용할 때 인간의 심장과 가장 해부학적으로 유사한 것으로 간주됩니다. 이와 같이, 그것은 심장 수술 연구를 수행 하는 이상적인 플랫폼. 그러나 돼지 모델을 사용할 때 고려해야 할 몇 가지 중요한 요소가 있습니다. 첫째, 조직은 전형적으로 깨지기 쉽고 부서지기 쉬운 것으로, 특히 오른쪽 심방및 폐 동맥에서, 눈물이 나는 경향이 있는14로기술된다. 추가적으로, 돼지 심혼은 조작에 민감하고 부정맥에 수그린 여겨지기 때문에, 실험의 시작부분에 각 동물에게 항성 미충제를 일상적으로 투여해야 하는 이유입니다. 돼지 모델과 임상 심장 이식 사이의 중요한 해부학적 차이는 관상 동맥 부비동으로 직접 배출되는 돼지의 왼쪽 hemiazygous 정맥입니다. 이것은 지속적인 출혈을 피하기 위해 받는 사람 절차 동안 결찰되어야합니다. 마지막으로, 돼지 모델은 허혈에 매우 민감하지만, 심장 이식15에서급성 연구에 여전히 적합하다.
이 원고는 새로운 심장 보호 전략5,6,8을 조사하기 위해 확고하게 확립되고 활용된 정형화 심장 이식의 전임상 대형 동물(porcine) 모델을 설명합니다. ,9.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
기관 동물 관리 위원회는 모든 실험 프로토콜과 동물을 승인했다 "실험실 동물의 관리 및 사용에 대한 가이드" 실험실 동물 자원 연구소에 의해 준비, 국가 연구 위원회, 1996. 수컷 요크셔 돼지(40-50 kg)는 정형외 심장 이식을 수행하는 데 사용되었다(동물 크기는 조사자의 재량및 실험 목표에 따라 달라질 수 있다).
1. 기증자 절차
- 마취 유도 및 동물 준비:
- 케타민 (20 mg /kg), 미다 졸람 (0.3 mg / kg), 그리고 아트로핀 (0.04 mg / kg)의 근육 주사를 사용하여 동물을 사전 치료하십시오. 흡입 이소플루란 (끝 조수 농도 : 1 %-3 %) + 얼굴 마스크를 통해 3 L / Min O2를 사용하여 마취 유도 및 유지 보수를 수행하십시오.
- 편안한 턱 톤과 발가락 꼬집기 동안 통증의 부재를 보장하여 마취 적정성을 확인합니다. 마취 적정성은 제도적 지침을 따라야합니다.
- 마취 적정성을 확인하면 크기 6.5-8 mm의 endotracheal 튜브를 사용하여 orotracheal 삽관을 수행하십시오.
- 지속적인 모니터링을 위해 귀 또는 하단 입술에 산소 포화 모니터를 놓습니다. 소작 전극 패드를 동물의 등에 놓습니다.
- 귀 정맥을 통해 말초 정맥 접근을 삽입하십시오 (예 : 20 g Angiocath). 유지 보수 주입을 시작합니다 (예 : 0.9 % NaCl). 부정맥을 예방하기 위해 황산 마그네슘 2 g을 투여하십시오.
- 오른쪽 심장 카테터 삽입 및 심장 출력 측정을 수행 해야 하는 경우 오른쪽 경정맥에 Seldinger 기술을 사용 하 여 경 피 중앙 정 맥 시스 소개자를 삽입 합니다. 동물을 트렌렌부르크 위치에 두어 정맥 접근을 용이하게 하십시오. 양자 택일로, 이것은 왼쪽 내부 경정맥에서 행해질 수 있다. 접근을 설치할 수 없는 경우에, 이 단계는 내부 경정맥 (왼쪽 또는 오른쪽)를 해부하고 외피를 직접 삽입하여 중간 선 절제술 다음에 수행 될 수있다.
- 기증자 심장 조달:
- 소작 펜을 사용하여 중간 자궁 경부 부위에서 xiphoid 과정 아래까지 중간 선 절제술을 수행합니다. 뼈톱으로 흉골을 엽니다. 전체 절차(예: 흉골 소작 및/또는 뼈 왁스의 적용)에 걸쳐 적절한 지혈을 보장하십시오.
- 자궁 경부 영역에서 흉클레이도마스트 분리 근육을 중심으로 후퇴시키고 오른쪽 경동맥을 해부합니다 (또는 왼쪽 경동맥으로 수행 할 수 있습니다). 침습적 동맥 압박 모니터링을 위해 동맥 접근 라인(예: 20 g Angiocath)을 오른쪽 경동맥에 넣습니다.
- 해부하고 심낭 위에 흉선제거. 소통을 사용하여 심낭에서 흉선(thymus)을 부드럽게 들어 올리고 심낭에서 구조를 해부합니다. 출혈을 방지하기 위해 대강과 우수한 정맥 카바 (SVC)에서 유래 한 작은 혈관을 소작하여 흉선을 관개하십시오.
- 심낭을 엽니다. 소작을 사용하여 대동맥 공간을 해부하십시오. 이를 위해, 조수가 우심실 유출 트랙을 열등하게 철회하고 폐 동맥을 왼쪽으로 후퇴시키고 외과 의사가 대동맥을 오른쪽으로 후퇴하게하십시오. 폐 동맥에 직접 병 변을 피하기 위해신중 하 게이 작업을 수행.
- 결합 조직에서 오름차순 대장의 전방 측면을 지웁습니다. 조심스럽게 오른쪽 심실 유출 관을 철회하고 근위 오름차순 대동맥 에 4-0 프롤렌을 사용하여 지갑 문자열 봉합사를 배치 (전체 두께 봉합사를 피하십시오). 지혈대로 이 봉합사를 고정하십시오.
- 전신 항응고를 달성하기 위해 30,000 단위의 헤파린 (>300 U/Kg)을 투여하십시오. 심장 플렌지 전달 캐뉼라 (예를 들어, DLP 대동맥 뿌리 캐뉼라)를 이전에 배치한 지갑 끈 봉합사 사이의 오름차순 대동맥에 삽입하고 지혈대를 조여 서 고정하십시오. 사용할 심전도 용액을 준비하고 배달 캐뉼라에 연결하십시오.
- 적절한 심장 배출을 보장하기 위해 SVC와 열등한 정맥 (IVC) 및 왼쪽 열등한 폐 정맥을 엽니다. 대동맥 교차 클램프를 말단 오름차순 대동맥 (심전도 캐뉼라 위)에 놓습니다. 대안적으로, 좌심실은 좌심방 부속기 및 흡입을 배치하여 환기될 수 있다.
- 80 ~ 100 mmHg의 대동맥 근압을 대상으로 심전도 주입을 시작합니다.
참고: 저자는 4 °C에서 표준 세포 외 고칼레믹 심전도 용액의 1.5 L을 사용하여 모델을 적용했습니다. 실험 설정에 따라 다양한 솔루션과 부피를 사용할 수 있습니다. - 흉강 구멍에 얼음 슬러시 (0.9 % NaCl)를 놓고 심전도의 개시 후 냉각을 위해 장기 위에 놓습니다. 심전도 주입이 끝나면 전통적인 방식으로 절제술을 진행하십시오. 임플란트에 충분한 길이를 보장하기 위해 각각 동맥과 분기 후 대동맥과 폐 동맥을 절제하십시오.
- 제거 후 장기를 보존 용액 (표준 세포 외 고칼 레믹 용액)의 적어도 500 mL로 장기 가방에 넣습니다. 얼음위에 놓고 4°C에서 유지합니다. 이 단계는 실험 설계 및 목표에 따라 수정될 수 있다.
2. 수령인 수속:
- 마취 유도 및 동물 준비:
- 기증자 절차(단계 1.1.1 ~ 1.1.6단계)에 설명된 바와 같이 마취 및 모니터링을 수행합니다.
- 경피적 중앙 정맥 외피 를 오른쪽 경정맥에 삽입한 후, Seldinger 기술을 사용하여 중앙 정맥 카테터(예: 이중 루멘)를 좌측 경정맥에 삽입합니다. 대안적으로, 이것은 전술한 바와 같이 중간선 절제술 후에 행해질 수 있다.
- 심폐 우회 (CPB):
- 중간 선 절제술을 수행하고 기증자 절차 (단계 1.2.1 ~ 1.2.4)에 설명 된 바와 같이 심장과 큰 혈관을 노출.
- Metzenbaum 및 "직각" 집게를 사용하여 SVC와 innominate 동맥, 및 IVC 및 심낭 사이의 해부. 탯줄 테이프를 사용하여 SVC 및 IVC를 둘러싸습니다 (또는 간단한 O 실크 봉합사를 사용할 수 있습니다). 지혈대로 각 테이프/봉합사를 고정합니다.
- 원위 오름차순 대명사 강판에 4-0 프롤렌 봉합사를 사용하여 2 개의 동심 지갑 끈 봉합사를 놓습니다 (전체 두께 봉합사를 피하십시오). IVC와 SVC에 4-0 프롤렌을 사용하여 지갑 끈 봉합사를 심낭 반사 수준으로 배치합니다. 지혈대로 이 봉합사를 고정하십시오.
- CPB 준비 중에 보조 설정을 하고 조사자의 실험적 필요에 따라 시스템을 프라이밍합니다. 현재 절차는 기관의 심장 혈관 수술 과로 사용되는 동일한 설정을 사용하고 훈련 된 관류의 도움을 사용합니다. 바이패스 시스템은 2리터의 결정로이드 용액(예: 플라즈마리테)과 500 mg의 솔루메드롤로 프라이밍됩니다.
- 전신 항응고를 달성하기 위해 30,000 단위의 헤파린 (>300 U/Kg)을 투여하십시오. 활성화된 응고 시간(ACT)은 시험을 사용할 수 있는 경우 300s 이상이어야 합니다.
- 대동맥을 17-21 F 동맥 캐뉼라로 칸에 담습니다. 이 단계를 용이하게하고 혈액 손실을 피하기 위해 Seldinger 기술을 사용하여 삽입 된 체외 막 산소 공급기 (ECMO) 캐뉼러 (예 : EOPA 동맥 캐뉼라)를 사용하십시오. 또는 표준 우회 동맥 캐뉼러를 사용할 수 있습니다.
- 3/8-3/8 커넥터를 사용하여 캐뉼러를 바이패스 회로의 동맥 선에 연결합니다. 공기 색전증을 피하기 위해 완전한 탈구를 하십시오.
- 이발 통조림을 수행합니다. 이를 위해, SVC를 캐뉼린 다음 24~ 28F 직각 단단 정맥 캐뉼라(예를 들어 DLP 단일 루멘 각진 정맥 캐뉼라)를 사용하여 IVC를 수있습니다.
- 첫째, 지갑 끈 봉합사의 중앙에 작은 절개 (5mm)를합니다. 작은 각진 악기(예: 직각 또는 스냅)로 절개를 넓힌다. SVC에서 각도를 우수하게 지시하고 IVC (심장에서 멀리 떨어진)에 열등하게 지시하는 캐뉼라를 삽입하십시오. 지갑 끈 봉합사를 들고 지혈대를 조이면 안심.
- 각 단계 사이에 과도한 출혈을 피하기 위해 손가락으로 절개를 덮습니다. 3/8-3/8-1/2 Y 커넥터를 사용하여 캐뉼라를 바이패스 회로의 정맥 선에 연결합니다. 시스템의 에어록을 피하려면 탈공기를 방지하십시오.
- CPB를 시작합니다. 유량을 조정하여 50mmHg(약 4L/min) 이상의 동맥 압력을 유지합니다. 절차 전반에 걸쳐 규범을 유지하십시오.
참고: 이러한 설정은 실험 설계에 따라 수정할 수 있습니다. 혈관 활성 약물압력 조절에 도움이 필요한 경우 CPB 동안만 관리 해야 (예를 들어, 에피네프린 주입).
- 기증자 심장 이식:
- CPB를 개시한 후 왼쪽 흉막을 열고 네이티브 하트를 오른쪽으로 후퇴시보입니다. 날카로운 해부 기구 (예 : Metzenbaum)와 직각을 사용하여 왼쪽 hemiazygous 정맥을 각각 해부하고 둘러싸는다. O 실크 넥타이로 탈리. 네이티브 하트가 제거되기 때문에 하나의 합자만 필요합니다.
- 수신자를 동맥 캐뉼라에 근접하여 교차 클램프합니다. 이전에 O 실크 넥타이를 사용하여 배치 지혈대와 두 베나 카바 올무. 받는 사람의 네이티브 하트를 제거합니다. 양자택일로, 심혼은 표준 저체체혈성 혈액 기지를 둔 심장 전절기를 사용하여 체포될 수 있습니다.
- cardiectomy 도중, 기증자 심혼 임플란트를 촉진하기 위하여 수신자에 있는 큰 수갑을 유지해야 합니다. 이를 위해 대동맥과 폐 동맥을 근위축, 뿌리에 가깝게 합니다. 마찬가지로 왼쪽 및 오른쪽 아트리움은 큰 커프스로 보관해야합니다. 마취 중에 필요할 수 있는 수급자 수갑에 오른쪽 및 왼쪽 심방 부속기를 둡니다.
- 임플란트에 대한 기증자 의 마음을 준비합니다.
- 왼쪽 심방에서 폐 동맥을 해부하고 폐 동맥을 대동맥에서 완전히 분리하십시오. 필요에 따라 임플란트 중에 다듬을 각 용기의 최소 2-3 cm를 남겨두십시오. O 실크 넥타이와 함께 두 베나 카바를 리게이트. 모든 폐 정맥을 결합하여 단일 좌심방 커프를 만들어 해부학화하십시오.
- 왼쪽 심방 커프 크기 (기증자 및 수령인)를 비교하고 비슷한 크기가되기 위해 필요에 따라 각각 을 다듬습니다. 수령인의 왼쪽 심방 부속기는 단축될 수 있고, 기증자의 좌심방 지붕 및 부속기는 이것을 위해 열 수 있습니다.
- 1.2.6단계에서 설명한 바와 같이 이전에 배치된 심전도 캐뉼라를 사용하여 기증자 심장에 첫 번째 심전도 용량을 전달합니다. 심전도 보호 용액은 혈액의 2:1 혼합물 의 500 mL로 구성되어 있습니다 : 칼륨 24 mEq를 함유하고 10 ° C에서 전달되는 결정로이드. 심전도 혼합물에 염화칼륨을 첨가하여 원하는 칼륨 농도를 달성하십시오.
- 각 안성모시스가 완료된 후, 8 mEq의 칼륨을 함유한 10°C에서 300 mL의 심전도를 추가로 전달한다.
- 모든 해부학에 따라 대동맥 교차 클램프를 제거하기 전에 8 mEq의 칼륨으로 따뜻한 (37 °C) 혈액 심장 플랭통 500 mL의 추가 용량을 투여하십시오.
- 왼쪽 심방, 오른쪽 심방, 폐 동맥 및 대동맥 : 다음 순서로 표준 biatrial 해부학 기술로 저장 및 임플란트에서 기증자 심장을 제거합니다. 좌우 심방의 SH 바늘로 4-0 프롤렌 봉합사를 사용하고, 대동맥과 폐 동맥용 BB 바늘로 5-0 프롤렌 봉합사를 사용한다.
- 왼쪽 심방: 왼쪽 심방과 IVC(우측 열등마진) 사이의 접합부에서 4-0 프롤렌 봉합사를 놓고 첫 번째 심방에서 180°로 다른 봉합사를 배치하여 기증자와 수령인 커프를 연결합니다. 후방 벽 해부학을 완료합니다. 전방 벽 해부학을 완료합니다. 이것은 우수한 봉합사에서 열등한 봉합사에 이르기까지 수행됩니다.
- 오른쪽 심방: 부속기에서 IVC쪽으로 기증자 오른쪽 심토리를 열어 받는 사람 커프 크기와 일치하는 기증자 커프를 만듭니다. 열등한 각도(IVC와 오른쪽 심방 사이의 접합)에서 시작하여 내부 벽 해부학및 측면 벽을 완료합니다.
- 폐 동맥: 수용자와 기증자 폐 동맥의 가장자리를 다듬어 일치하는 크기를 만듭니다. 기증자와 수령인 선박을 통합하는 왼쪽 측면 벽에 5-0 프롤렌 봉합사를 놓고 다른 쪽을 오른쪽 측면 가장자리에 놓습니다. 열등한 벽 단합을 완료한 다음 전방 벽 단합을 완료합니다.
- 대동맥: 폐 동맥으로 설명된 대로 다듬기. 기증자와 수령인 선박을 연결하는 왼쪽 측면 벽에 봉합사를 놓습니다. 열등한 벽을 완료한 다음 전방 벽 단합을 완료합니다.
- 이중 층 의 해부학이 필요한 폐 동맥을 제외하고 단층 해부학을 수행하십시오. 돼지 조직은 매우 깨지기 쉬우며 눈물을 피하기 위해 신중하게 다루어야합니다. 중요한 것은, 폐 동맥 문합은 임플란트의 가장 섬세한 단계이며 극도의주의를 기울여 수행해야합니다. 임플란트 기술은 외과 의사의 선호도와 실험 설계에 따라 수정할 수 있습니다.
- 위에서 설명한 바와 같이 모든 해부학 및 따뜻한 심전도 투여 전달이 완료 된 후 대동맥 교차 클램프를 제거하십시오. 출혈 부위에 대한 모든 해부학을 검사하십시오.이 시점에서 수정해야합니다.
- CPB에서 기증자의 심장을 60분 동안 레퍼퓨즈합니다. 심실 부정맥은 내부 제세동 (20-50 J)으로 치료 할 수 있습니다. 필요한 경우, 심실 간격은 분당 100 비트의 심박수를 유지하는 데 사용할 수 있습니다.
- 재관류 60 분 후, 염화 칼슘 1 g을 투여하십시오. 흐름을 절반으로 줄인 다음 1분기 를 끄고 CPB에서 위닝을 시작합니다. 중앙 정맥 라인은 10 mmHg를 대상으로 중앙 정맥 압력을 모니터링하는 데 사용할 수 있습니다. 실험 설계 또는 조사자의 재량에 따라 혈관 활성 및 이노트로픽 약물(예: 도부타민, 피네프린, 노르에피네프린 및 바소프레신)을 주입합니다.
- 동물이 CPB를 중단한 후 30분 이상 60 mmHg 이상의 수축기 동맥 압력을 유지하는 경우 위닝은 성공한 것으로 간주됩니다. 이것은 생존 모델이 아니므로 헤파린을 되돌리지 마십시오. 연속 출혈은 바늘 구멍과 해부 된 구조 (예 : 흉골)에서 발생할 수 있습니다. 기증자 의 마음은 CPB 시스템을 사용하여 볼륨 교체의 작고 반복된 복용량에 잘 반응합니다. 또한, 돼지 모델은 도부타민에 잘 반응한다.
참고: 수령인 관리는 조사자의 경험과 실험 설계에 맞게 조정되어야 합니다. 심장 마취전문의는 이런 식으로 도움을 주면 도움이 될 수 있습니다.
3. 접목 평가:
- 기능 평가:
- 이 대형 동물 모델은 항상 열린 흉부 접근법을 갖는 장점이 있어, 이는 직접적인 기능 평가를 용이하게 한다. 심장 수축성을 측정하려면 압력 부피(PV) 루프 분석, 심초음파 및/또는 우측 카테터분석을 사용합니다.
- 압력 부피 루프10: IVC 주위에 탯줄 테이프를 놓고 좌심실 PV 관계의 지속적인 측정을 허용하기 위해 작은 상피 심실 절제술을 통해 좌심실 내좌실에 PV 전도도카테터를 삽입합니다. 볼륨 의존적 파라미터(예: 개발된 압력 및 스트로크 작업)를 생성하기 위해 정상 상태 레코딩을 얻은 다음 IVC를 폐색하여 볼륨 독립적 파라미터(예: 사전 로드 모집 가능)를 생성하여 삼중계에서 오클루전 기록을 얻습니다. 스트로크 작업).
- 심초음파: 심장 마취전문의가 표준 식도 프로브를 사용하여 후반신 이미지를 얻습니다.
- 우측 카테터 삽입: 시술 시작 부분에 놓인 정맥 외피를 통해 스완-간츠 카테터를 삽입하고 폐 동맥쪽으로 안내합니다. 이를 통해 열희석 기술을 사용하여 중앙 정맥 압력, 우심실 압력, 폐 동맥 압력, 폐 모세관 쐐기 압력 및 심장 출력을 측정할 수 있습니다.
- 기준선및 수용인자에 있는 기증자 심혼의 2 및 3 시간 후 재관류에 수축성 평가를 능력을 발휘합니다. 이것은 실험 설계에 따라 조사자들에 의해 수정될 수 있다.
- 신진 대사 평가:
- 신진 대사 평가를 위해, 동맥과 정맥을 수집 (또는: 혼합 정맥) 혈액 샘플을 수집하고 후속 분석을 위해 플라즈마를 저장합니다. 실시간 혈액 가스 분석 및 젖산 수치도 얻어야 합니다.
- 기증자의 기준선에서, 기증자의 조달 전에, 수령인의 기준선에서, 그리고 기증자 심장의 재관류의 15, 30 및 60 분 (크로스 클램프를 제거 한 후)에서 이러한 샘플을 수집합니다. 이것은 실험 설계에 따라 수정될 수 있다.
- 실험 종료 및 안락사:
- 모든 평가가 완료되면, 정맥 라인 클램프를 열어 받는 동물을 CPB 회로의 정맥 저장소로 내보전합니다. 대안적으로, 압산은 샘플 (즉, 심근 생검)을 수집하기 위해 심장 알로이식을 수확함으로써 달성 될 수있다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
이 전임상 모델은 1994년 5,6,8,9부터성공적으로 사용되어 왔다. 표 1은 기준선에서 취한 압력-부피 관계 및 심초음파 파라미터, 그리고 5가지 실험 세트에서 3시간 이식 후의 대표적인 결과를 보여 준다. 우리는 이식 다음 근위수축성의 감소를 볼 수 있지만, 이것은 통계적으로 유의하지 않았다.
그림 1은 한 실험에서 수집된 대표적인 압력-체적 루프를 동시에 한 시점에서 보여줍니다. "정상 상태" 평가 중(그림1,맨 위 행). 볼륨 종속 파라미터는 최대 및 최소 발전 압력 속도와 같이 기록됩니다. 볼륨 독립적 인 매개 변수는 IVC의 간헐적 폐색에 의해 얻어진다. 이것으로 좌심실의 부피가 점진적으로 감소하고 다른 관계를 계산 할 수 있습니다. 그림1의 중간 행에서, 우리는 최종 수축기 및 끝 확장기 압력-볼륨 관계가 기록되는 것을 볼 수 있으며, 이는 각각 최종 수축기 또는 말단 확장기 압력 사이의 관계를 나타내는, 해당 수축기 및 말단 확장기 압력 사이의 관계를 나타냅니다. 끝 확장기 볼륨. 하단 행 od 그림1에서, 우리는 뇌졸중 작업과 해당 최종 확장기 볼륨 사이의 관계인 프리로드 모집 가능한 스트로크 작업의 기록을 볼 수 있습니다.
마지막으로, 도 2에서볼 수 있듯이, 다양한 다른 대사(예를 들어, 락테이트 수준 및 pH) 및 기능적 파라미터(예를 들어, 심장 출력)는 상이한 가설을 시험하기 위해 이 모델로 측정될 수 있다.
그림 1 . 대표적인 압력-볼륨 루프는 내부 베나 카바(IVC) 폐색 및 관계(예: 모집 가능한 스트로크 작업) 동안 정상 상태로 루프됩니다. (A) 기준선에서 하나의 실험. (B) 재관류 3h 를 따르는 한 가지 실험. PRSW = 모집 스트로크 작업을 미리로드합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2 . 심장 이식 프로토콜 동안 락테이트 및 pH 동향. 재관류 에 이어, 젖산의 현저한 증가와 pH의 감소가 있다. 이것은 적당한 양 보충 및 혈관 활성 약 사용을 가진 적당한 관류 압력을 유지해서 처리될 수 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
| 기준선 | 이식 후 3시간 | p 값 | |
| 폐 동맥 카테터 | |||
| 심장 지수 (L / 분) | 3.7 ± 0.8 | 2.8 ± 0.3 | 0.485 |
| 압력 부피 분석 | |||
| PRSW (erg∙cm-3∙10 3) 최대 dP/dt (mmHg∙s-1) 최소 dP/dt (mmHg∙s-1) |
62.1 ± 7 2500 ± 425 -1537 ± 238 |
53.8 ± 10 1815 ± 410 -1427 ± 317 |
0.841 0.309 0.547 |
| 심초음파 | |||
| LV EF (%) LV FAC (%) RV FAC (%) |
47.3 ± 3.0 53.8 ± 3.6 39.2 ± 1.3 |
37.0 ± 4.2 46.4 ± 2.9 32.8 ± 3.6 |
0.095 0.222 0.309 |
표 1. 기준선에서 수행된 5개의 이식 세트의 대표적인 압력 부피 관계 및 심초음파 파라미터 및 3회 재관류의 시간. 평균 ± 표준 오차로 제시된 데이터는 Wilcoxon 서명 랭크 테스트를 사용하여 비교되었습니다. FAC = 소수 영역 변경. LV = 좌심실. 최대 dP/dt = 좌심실의 압력 변화 최대 속도. 최소 dP/dt = 좌측 환구의 최소 속도 pf 압력 변화. PRSW = 모집 스트로크 작업을 미리로드합니다. RV = 우심실.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
이 원고는 정형화 심장 이식의 대형 동물 전임상 모델을 기술한다. 이종성 심장 이식의 다양한 작은 동물 모델은 장기 보존을 개선하고 허혈 재관류 손상을 감소시키기 위해 새로운 치료법의 효과를 연구하는 데 성공적으로 사용되어 왔다11,12 ,12, 13. 또한, 작은 동물 모델은 생존 모델과 거부 및 심장 동종 이식 혈관 병증의 개발을 조사하기 위해 장기 후속을 허용11,12,13. 그러나, 이러한 새로운 치료의 대부분에 실패 하거나 결코 임상 시험에 그것을 확인. 임상 번역을 용이하게 하고 간소화하기 위해서는 신뢰할 수 있고 임상적으로 관련된 대형 동물 모델이 필요합니다.
이 프로토콜은 1 차적인 이식 기능 장애 및 허혈 재관류 상해를 방지하거나 감소시키기 위하여 다른 처리 그리고 기관 보존 전략을 조사하기 위하여 디자인되었습니다. 위에서 언급 한 바와 같이,이 모델은 1994 년부터 사용되어 왔다. 저자는 이전에 기증자8 또는 수령인9에 있는 고압 식염수 주입의 유익한 효력을 각각 기관 조달 또는 임플란트 의 앞에 설명했습니다. 더욱이, 저자는 감기 저장 도중 기증자 창고 혈액 주입의 사용과 같은 다른 보존 프로토콜 및 전략을 조사했습니다6 및 심전도 해결책으로 인슐린 보충의 효력5.
여기에 설명된 기술의 주요 제한사항은 단기 후속 조치입니다. 장기 생존 돼지 심장 이식 모델은 자원 이강도 될 것이며 높은 비용을 수반할 것입니다. 여기에서 기술된 절차는 심각한 허혈 재관류 상해에 집중하고 murine 모형과 같은 더 작은 실험 모형에서 시험되고 검증된 새로운 내정간섭을 조사하기 위하여 믿을 수 있는 전임상 방법입니다. 또한, 이 기술은 장기적인 후속 실험에 적응함으로써 용이하게 적응할 수 있다. 이것은 적당한 헤파린 반전, 동물 decannulation, 적당한 지혈 및 가슴 폐쇄를 관련시킬 것입니다.
돼지 심장은 종종 큰 동물 모델을 사용할 때 인간의 심장과 가장 해부학적으로 유사한 것으로 간주됩니다. 이와 같이, 그것은 심장 수술 연구를 수행 하는 이상적인 플랫폼. 그러나, 조직은 전형적으로 눈물14에 수그리는, 오른쪽 심방 및 폐 동맥에서, 깨지기 쉽고 부서지기 쉬운 것으로 기술된다는 것을 주의하는 것이 중요합니다. 또한 돼지 심장은 조작에 민감하고 부정맥에 걸리기 쉬운 것으로 간주되기 때문에 황산 마그네슘은 실험 시작 시 각 동물에게 정기적으로 투여되어야 합니다. 돼지 모델과 임상 심장 이식사이의 중요한 차이점은 관상 동맥 부비동으로 직접 배출되는 돼지의 왼쪽 hemiazygous 정맥입니다. 이것은 지속적인 출혈을 피하기 위해 받는 사람 절차 동안 결찰되어야합니다. 마지막으로, 돼지 모델은 허혈에 매우 민감하며, 이는 심장 이식15의급성 연구에 적합한 것으로 보인다.
이식 후 받는 사람 관리는 때때로 어려울 수 있습니다. 모든 해부학을 수정하고 출혈을 보장하는 것이 중요합니다. 특히 귀찮은 지역은 후방 폐 동맥 의 주위에 있습니다. 위에서 언급 한 바와 같이, 돼지 조직 및 깨지기 쉬운 쉽게 찢어 수 있습니다; 이 경우 외과 의사는 신속하게 CPB로 돌아가 문제를 해결하고 다시 한 번 weaning을 시도 할 수 있습니다. 심실 세동은 일반적으로 초기 재관류 중에 발생합니다. 이것이 간단한 제세동으로 해결되지 않으면 황산 마그네슘 2 g 또는 리도카인 1 mg/kg과 같은 약리학적 개입이 투여 될 수 있으며 다음과 같은 제세동을 적용해야합니다. 정상적인 부비동 리듬은 3분 이내에 쉽게 달성할 수 있습니다.
이 절차는 적어도 하나의 훈련 된 외과 의사가 수행될 것을 요구합니다; 또한, 각 연구 그룹 내에서 프로토콜을 최적화하기 위해 3 ~5 개의 실험이 필요합니다. 또한 팀은 필요에 따라 동물 마취 및 수령인 관리(예: inotropic 지원)를 독점적으로 수행하기 위해 한 명의 구성원을 할당해야 합니다. 위에서 설명한 돼지 모델에 관한 중요한 고려 사항으로 인해 이 절차에서는 마취 유도 및 삽관 (저산소 기간을 연장하는 것이 중요함), 평가 중 심장 조작, 심폐 우회, 오른쪽 심방 및 폐 동맥 조작 및 해부학에 대한 통조림. 그러나, 이들은 임상 사례에서 수행 되는 일상적인 단계, 그들은 주의 하 고 세부 사항에 주의 하 게 수행 되어야 한다. 일관성과 반복은 다양한 용도에 최적화되고 신뢰할 수 있는 모델로 이어질 것입니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 공개 할 것이 없다.
Acknowledgments
저자는 아무런 인정이 없습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amiodarone | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Angiocath 20G | BD | 381704 | |
| Calcium Chloride 1g/10ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Cardioplegia solution | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Cautery Pencil | Covidien | E2515H | |
| Central Venous Catheter double-lumen | Cook Medical | C-UDLM-501J-LSC | |
| CPB pack | Medtronic | Custom-made cardiopulmonary bypass perfusion circuit. | |
| D5W 5% 250ml | Baxter | JB1064 | |
| DLP Aortic Root Cannula/stabber | Medtronic | 12218 | |
| DLP single-lumen venous cannula (24F or 28F) | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Dobutamine | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Electrode Polyhesive | Covidien | E7507 | |
| EOPA arterial cannula (17F or 21F) | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Epinephrine | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Eppendorf Tubes, 1.5 mL | Sarstedt | 72.690.001 | |
| Gloves, nitrile, medium | Fischer | 27-058-52 | |
| Heparin 1000 IU/ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Ketalean (Ketamine) inj. 100mg/ml, 50ml/vial | Health Canada | Requires health canada approval | |
| Lidocaine/Xylocaine 1% | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Magnesium Sulfate 5g/10ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Midazolam inj. USP 5mg/ml vial/10ml | Health Canada | Requires Health canada approval | |
| MPS Quest delivery disposable pack | Quest medical | 5001102-AS | |
| NACL 0.9% 1L | Baxter | JB1324 | |
| Organ Bag | CardioMed | 2990 | |
| Pipette Tips, 1 mL | Fisherbrand | 02-707-405 | |
| Propofol 1mg/ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Rocuronium | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Set Admin Prim NF PB W/Checkvalve | Smith Medical | 21-0442-25 | Intravenous infusion pump line. Researchers should choose infusion lines compatible with the infusion pump available at their facilities |
| Set Intro Sheath 8.5FRx 10CM | Arrow | SI-09880 | |
| Sofsilk 0 wax coated | Covidien | S316 | |
| Solumedrol 500mg/5ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Suction tip | Covidien | 8888501023 | |
| Suction Tubing 1/4" x 120" | Med-Rx | 70-8120 | |
| Suture 5.0 Prolene BB | Ethicon | 8580H | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 8521H | |
| Sutures 2.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8523H | |
| Sutures BB 4.0 Prolene | Ethicon | 8881H | |
| Tracheal Tube, 6.5mm | Mallinckrodt | 86449 |
References
- Lund, L. H., Edwards, L. B., et al. The Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-third Adult Heart Transplantation Report-2016; Focus Theme: Primary Diagnostic Indications for Transplant. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1158-1169 (2016).
- Lund, L. H., Edwards, L. B., et al. The Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation_ Thirty-first Official Adult Heart Transplant Report-2014; Focus Theme_ Retransplantation. The. Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (10), 996-1008 (2014).
- Cosío Carmena, M. D. G., Gómez Bueno, M., et al. Primary graft failure after heart transplantation: characteristics in a contemporary cohort and performance of the RADIAL risk score. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 32 (12), 1187-1195 (2013).
- Fedak, P. W. M., Rao, V., et al. Combined endothelial and myocardial protection by endothelin antagonism enhances transplant allograft preservation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129 (2), 407-415 (2005).
- Ramzy, D., Rao, V., et al. Cardiac allograft preservation using donor-shed blood supplemented with L-arginine. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (10), 1665-1672 (2005).
- Rao, V., Feindel, C. M., Weisel, R. D., Boylen, P., Cohen, G. Donor blood perfusion improves myocardial recovery after heart transplantation. Journal of Heart and Lung Transplantation. 16 (6), 667-673 (1997).
- Wicomb, W. N., Cooper, D. K., Barnard, C. N. Twenty-four-hour preservation of the pig heart by a portable hypothermic perfusion system. Transplantation. 34 (5), 246-250 (1982).
- Badiwala, M. V., Ramzy, D., et al. Donor pretreatment with hypertonic saline attenuates primary allograft dysfunction: a pilot study in a porcine model. Circulation. 120, 11 Suppl 206-214 (2009).
- Ribeiro, R. V. P., Badiwala, M. V., Ramzy, D., Tumiati, L. C., Rao, V. Recipient Hypertonic Saline Infusion Prevents Cardiac Allograft Dysfunction. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. , (2018).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Ratschiller, T., Deutsch, M. -A., et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 1, (2018).
- Gong, W. Mouse Heterotopic Abdominal Heart Transplant Model. Rodent Transplant Medicine. , Chapter 11 107-118 (2014).
- Robinson, N., Souslian, L., Gallegos, R. P., Rivard, A. L., Dalmasso, A. P., Bianco, R. W. Animal Models for Cardiac Research. Handbook of Cardiac Anatomy, Physiology, and Devices. , Chapter 27 469-491 (2015).
- Bianco, R. W., Gallegos, R. P., Rivard, A. L., Voight, J., Dalmasso, A. P. Animal Models for Cardiac Research. Handbook of Cardiac Anatomy, Physiology, and Devices. , Chapter 25 393-410 (2009).
