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Medicine

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Published: April 27, 2019 doi: 10.3791/59197

Summary

Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras.

Abstract

Cincuenta años después del primer informe exitoso, el trasplante cardíaco sigue siendo el tratamiento estándar de oro para pacientes elegibles con insuficiencia cardíaca avanzada. Múltiples modelos de pequeños animales de trasplante de corazón se han utilizado para estudiar los efectos agudos y a largo plazo de las terapias novedosas. Sin embargo, pocos son probados y demostrados éxito en ensayos clínicos. Es de vital importancia evaluar nuevas terapias en un modelo de gran animal clínicamente relevante para una traducción eficiente y fiable de los resultados de los estudios básicos. Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado anteriormente para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras. Este procedimiento se centra en la lesión aguda de isquemia-reperfusión y es un método fiable para investigar nuevas intervenciones que han sido probadas y validadas en modelos experimentales más pequeños, como el modelo murino. Demostramos su utilidad en la evaluación del rendimiento cardíaco durante el período post-trasplante temprano y otras posibilidades potenciales habilitadas por el modelo.

Introduction

Cincuenta años después del primer informe exitoso, el trasplante cardíaco sigue siendo el tratamiento estándar de oro para pacientes elegibles con insuficiencia cardíaca avanzada1. Aunque los tiempos isquémicos de hasta cuatro horas se toleran adecuadamente, un tiempo isquémico de más de seis horas se asocia con resultados inferiores2. La disfunción del injerto primario sigue siendo laprincipal causa de morbilidad y mortalidad tempranas tras el trasplante 2,3. Las causas de la disfunción del injerto primario son multifactoriales e incluyen el uso de órganos marginales, enfermedad vascularpulmonar receptora, rechazo hiperagudo y lesión isquemia-reperfusión sufrida en el momento del trasplante 3.

Múltiples estudios han investigado nuevos métodos para la preservación del corazón del donante para reducir la incidencia de disfunción del injerto primario4,5,6,7. Es una práctica común evaluar nuevas técnicas y tratamientos en modelos murinos de lesión isquemia-reperfusión o trasplante de corazón heterotópico. Además, los modelos animales pequeños permiten modelos de supervivencia y seguimiento a largo plazo para investigar el desarrollo de la vasculopatía de rechazo y aloinjerto cardíaco11,12,13. Sin embargo, la mayoría de estas estrategias fallan en los ensayos piloto clínicos iniciales o nunca llegan a esta etapa. Es de suma importancia evaluar nuevas terapias en un modelo de gran animal clínicamente relevante para una traducción eficiente y fiable de los resultados de los estudios básicos.

El corazón porcino se considera a menudo el más anatómicamente similar al corazón humano cuando se utilizan modelos de animales grandes. Como tal, es una plataforma ideal para realizar investigaciones quirúrgicas cardíacas. Sin embargo, hay varios factores importantes a tener en cuenta al usar un modelo porcino. En primer lugar, el tejido se describe típicamente como frágil y friable, especialmente en la aurícula derecha y la arteria pulmonar, siendo propenso a lágrimas14. Además, el corazón del cerdo se considera sensible a la manipulación y propenso a las arritmias, razón por la cual uno debe administrar rutinariamente un anti-arrythmetic a cada animal al principio del experimento. Una diferencia anatómica importante entre el modelo porcino y el trasplante clínico de corazón es la vena hemiazygosa izquierda en el cerdo que drena directamente en el seno coronario. Esto tiene que ser ligado durante el procedimiento del receptor para evitar el sangrado continuo. Por último, el modelo porcino es muy sensible a la isquemia, pero sigue siendo apropiado para estudios agudos en trasplante de corazón15.

Este manuscrito describe un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras5,6,8 ,9.

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Protocol

El comité institucional de cuidado de animales aprobó todos los protocolos experimentales y los animales fueron tratados siguiendo la "Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio" preparada por el Instituto de Recursos Animales de Laboratorio, Consejo Nacional de Investigación, 1996. Los cerdos machos de Yorkshire (40-50 kg) se utilizaron para realizar los trasplantes de corazón ortotópicos (el tamaño del animal puede variar de acuerdo con la discreción de los investigadores y los objetivos experimentales).

1. Procedimiento del donante

  1. Inducción anestésica y preparación animal:
    1. Premedice al animal utilizando una inyección intramuscular de ketamina (20 mg/kg), Midazolam (0,3 mg/kg) y atropina (0,04 mg/kg). Realizar la inducción anestésica y el mantenimiento utilizando isoflurano inhalacional (concentración de marea final: 1%–3%) + 3 L/min O2 a través de máscara facial.
    2. Confirme la adecuación anestésica asegurando un tono de mandíbula relajado y una ausencia de dolor durante el pellizco del dedo del dedo del tiempo. La adecuación anestésica debe seguir las directrices institucionales.
    3. Una vez confirmada la adecuación anestésica, realice una intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal de tamaño 6,5-8 mm.
    4. Coloque un monitor de saturación de oxígeno en el oído o en el labio inferior para una monitorización continua. Coloque la almohadilla de electrodo de cautery en la espalda del animal.
    5. Inserte un acceso intravenoso periférico a través de la vena del oído (por ejemplo, 20 g de angiocath). Iniciar una perfusión de mantenimiento (por ejemplo, 0,9% NaCl). Administrar 2 g de sulfato de magnesio para prevenir arritmias.
    6. Inserte un introductor de vaina venosa central percutánea utilizando la técnica Seldinger en la vena yugular derecha si se deben realizar mediciones de cateterismo cardíaco y salida cardíaca del lado derecho. Coloque al animal en posición de Trendelenburg para facilitar el acceso venoso. Alternativamente, esto se puede hacer en la vena yugular interna izquierda. Si no se puede establecer el acceso, este paso se puede realizar después de la esternotomía de línea media disección la vena yugular interna (izquierda o derecha) e insertando la vaina directamente.
  2. Adquisición del corazón del donante:
    1. Realice una esternotomía de línea media desde la región cervical media hasta debajo del proceso de xifoide utilizando una pluma de cauterización. Abra el esternón con una sierra ósea. Asegurar una hemostasis adecuada durante todo el procedimiento (por ejemplo, cauterizar el esternón y/o la aplicación de cera ósea).
    2. En la región cervical, retraiga el músculo esternocleidomastoideo al centro y diseccione la arteria carótida derecha (alternativamente, esto se puede hacer con la arteria carótida izquierda). Coloque una línea de acceso arterial (por ejemplo, 20 g de Angiocath) en la arteria carótida derecha para la monitorización invasiva de la presión arterial.
    3. Disecciona y retira el timo de sobre el pericardio. Levante suavemente el timo del pericardio, usando el cauterio, y diseccione la estructura del pericardio. Para prevenir el sangrado, cauterizar los pequeños vasos que se originan en la aorta y vena cava superior (SVC) para regar el timo.
    4. Abre el pericardio. Diseccionar el espacio aortopulmonar usando la cauteridad. Para ello, pida al asistente que retraiga la pista de salida ventricular derecha de forma inferior y la arteria pulmonar a la izquierda y haga que el cirujano retraiga la aorta a la derecha. Haga esto cuidadosamente para evitar lesiones directas a la arteria pulmonar.
    5. Borrar el aspecto anterior de la aorta ascendente del tejido conectivo. Retraiga cuidadosamente el tracto de salida ventricular derecho y coloque una sutura de cuerda de bolso usando un proleno 4-0 en la aorta adventitia ascendente proximal (evitar suturas de espesor completo). Asegure esta sutura con un torniquete.
    6. Administrar 30.000 unidades de heparina (>300 U/Kg) para lograr la anticoagulación sistémica. Inserte la cánula de entrega de cardioplejia (por ejemplo, la cánula de raíz aórtica DLP) en la aorta ascendente entre la sutura de la cuerda del bolso previamente colocada y segura apretando el torniquete. Preparar la solución cardiopléjica que se utilizará y conectar a la cánula de parto.
    7. Abra el SVC y la vena cava inferior (IVC), y la vena pulmonar inferior izquierda para asegurar una ventilación cardíaca adecuada. Coloque la abrazadera cruzada aórtica en la aorta ascendente distal (por encima de la cánula cardioplejia). Alternativamente, el ventrículo izquierdo se puede ventilar abriendo el apéndice auricular izquierdo y colocando la succión.
    8. Iniciar la perfusión de cardioplejia dirigida a una presión radicular aórtica de 80 a 100 mmHg.
      NOTA: Los autores aplicaron un modelo utilizando 1,5 L de una solución cardiopléjica hipercalémica extracelular estándar a 4 oC. Diferentes soluciones y volúmenes se pueden utilizar de acuerdo con la configuración experimental.
    9. Coloque el aguahielo (0,9% NaCl) en la cavidad torácica y sobre el órgano para enfriarse después del inicio de la cardioplejia. Una vez finalizada la perfusión de cardioplejia, proceda a la cardiectomía de una manera tradicional. Seccionar la aorta y la arteria pulmonar después de la arteria innominada y en la bifurcación, respectivamente, para asegurar la longitud suficiente para el implante.
    10. Después de la extracción, coloque el órgano en una bolsa de órgano con al menos 500 ml de solución de conservación (solución hipercalémica extracelular estándar). Colocar esto sobre hielo y mantener a 4oC. Este paso se puede modificar de acuerdo con el diseño experimental y el objetivo.

2. Procedimiento del destinatario:

  1. Inducción anestésica y preparación animal:
    1. Realizar anestesia y monitoreo como se describe en el procedimiento del donante (pasos 1.1.1 a 1.1.6).
    2. Después de insertar el introductor de vaina venosa central percutánea en la vena yugular derecha, inserte un catéter venoso central (por ejemplo, doble lumen) en la vena yugular izquierda utilizando la técnica Seldinger. Alternativamente, esto se puede hacer después de la esternotomía de línea media como se describió anteriormente.
  2. Bypass cardiopulmonar (CPB):
    1. Realice la esternotomía de línea media y exponga el corazón y los grandes vasos como se describe en el procedimiento del donante (pasos 1.2.1 a 1.2.4).
    2. Disecciona entre el SVC y la arteria innominada, y el CIV y el pericardio usando el Metzenbaum y los fórceps "ángulo recto". Rodear el SVC y el IVC usando una cinta umbilical (alternativamente se puede utilizar una simple sutura de seda O). Asegure cada cinta/sutura con un torniquete.
    3. Coloque 2 suturas concéntricas de cuerda de bolso usando una sutura de proleno 4-0 en la aorta adventitia aorta ascendente distal (evitar suturas de espesor completo). Coloque las suturas de cuerda de monedero usando 4-0 proleno en el IVC y el SVC en el nivel de la reflexión pericárdica. Asegure estas suturas con torniquetes.
    4. Durante la preparación del CPB, tenga un asistente de configuración y el pelar el sistema de acuerdo con las necesidades de los investigadores y experimentales. El procedimiento actual utiliza la misma configuración utilizada que la División de Cirugía Cardiovascular de la institución y emplea la ayuda de un perfusionista capacitado. El sistema de derivación está preparado con 2 litros de solución cristaloides (por ejemplo, Plasmalyte) con 500 mg de Solumedrol.
    5. Administrar 30.000 unidades de heparina (>300 U/Kg) para lograr la anticoagulación sistémica. El tiempo de coagulación activado (ACT) debe ser superior a 300 s, si la prueba está disponible.
    6. Cannuar la aorta con una cánula arterial de 17 a 21 F. Utilice una cánula de oxigenador de membrana extracorpórea (ECMO) (por ejemplo, cánula arterial EOPA) insertada utilizando la técnica Seldinger para facilitar este paso y evitar la pérdida de sangre. Alternativamente, se puede utilizar una cánula arterial de derivación estándar.
    7. Conecte la cánula a la línea arterial del circuito de derivación utilizando un conector 3/8-3/8. Asegurar una desfile completa para evitar la embolia de aire.
    8. Realice una cannulation bival. Para ello, cándale el SVC y luego el IVC usando una cánula venosa de una sola etapa en ángulo recto de 24 a 28 F (por ejemplo, cánula venosa de ángulo único DLP).
      1. Primero, haz una pequeña incisión (5 mm) en el centro de la sutura de la cuerda del bolso. Dilatar la incisión con un pequeño instrumento en ángulo (por ejemplo, ángulo recto o un chasquido). Inserte la cánula dirigiendo el ángulo superiormente en el SVC e inferiormente en el IVC (lejos del corazón). Asegure apretando el torniquete sosteniendo la sutura de la cuerda del bolso.
      2. Entre cada paso, cubra la incisión con un dedo para evitar el sangrado excesivo. Conecte las cánulas a la línea venosa del circuito de derivación utilizando un conector 3/8-3/8-1/2 Y. Asegúrese de desaeró para evitar una esclusa de aire en el sistema.
    9. Inicie el CPB. Ajuste los caudales para mantener una presión arterial superior a 50 mmHg (aproximadamente 4 L/min). Mantener la normotermia durante todo el procedimiento.
      NOTA: Estos ajustes se pueden modificar según el diseño experimental. Los medicamentos vasoactivos solo deben administrarse durante el CPB si es necesario para ayudar en la regulación de la presión (por ejemplo, perfusión de epinefrina).
  3. Implantación del corazón del donante:
    1. Después del inicio del CPB, abra la pleura izquierda y retraiga el corazón nativo a la derecha. Diseccione y rodea la vena hemiazygous izquierda utilizando un instrumento de disección aguda (por ejemplo, Metzenbaum) y un ángulo recto, respectivamente. Ligar disalmente con una corbata O Silk. Solo se necesita una ligadura, ya que se extirpará el corazón nativo.
    2. Sujete con cruz la aorta receptora proximalmente a la cánula arterial. Snare tanto vena cava con los torniquetes previamente colocados con lazos de seda O. Retire el corazón nativo del destinatario. Alternativamente, el corazón puede ser arrestado usando cardioplejia estándar hipotérmica basada en la sangre.
    3. Durante la cardiectomía, asegúrate de mantener los puños grandes en el receptor para facilitar el implante cardíaco del donante. Para ello, secciona la aorta y la arteria pulmonar proximalmente, cerca de sus raíces. Del mismo modo, las aurículas izquierda y derecha deben mantenerse con puños grandes. Deje los apéndices auriculares derecho e izquierdo en los puños receptores, que pueden ser necesarios durante las anastomosas.
    4. Prepare el corazón del donante para el implante.
      1. Diseccionar la arteria pulmonar de la aurícula izquierda y separar completamente la arteria pulmonar de la aorta. Deje al menos 2-3 cm de cada recipiente para ser recortado durante el implante según sea necesario. Ligar ambos vena cava con una corbata de seda O. Une todas las venas pulmonares, creando un solo brazalete auricular izquierdo para ser anastomosed.
      2. Compare los tamaños de los puños auriculares izquierdos (donante y receptor) y recorte cada uno según sea necesario para convertirse en tamaños similares. El apéndice auricular izquierdo del destinatario se puede acortar, o el techo auricular izquierdo del donante y el apéndice se pueden abrir para esto.
    5. Entregue la primera dosis de cardioplejia al corazón del donante utilizando la cánula de cardioplejia previamente colocada como se describe en el paso 1.2.6. La solución protectora cardiopléjica consiste en 500 ml de una mezcla de 2:1 de sangre:cristaloides que contienen 24 mlde de potasio y se entregan a 10oC. Lograr la concentración de potasio deseada mediante la adición de cloruro de potasio a la mezcla cardiopléjica.
    6. Después de la finalización de cada anastomosis, entregar una dosis adicional de 300 ml de cardioplejia a 10 oC que contenga 8 ml de potasio.
    7. Después de todas las anastomosas y antes de la eliminación de la abrazadera cruzada aórtica, administrar una dosis adicional de 500 ml de cardioplejia en sangre tibia (37 oC) con 8 mEq de potasio.
    8. Retire el corazón del donante del almacenamiento y el implante con la técnica anastomótica biatrial estándar en la siguiente secuencia: aurícula izquierda, aurícula derecha, arteria pulmonar y aorta. Utilice una sutura de proleno 4-0 con una aguja SH para la aurícula izquierda y derecha, y la aorta y una sutura de proleno 5-0 con una aguja BB para la arteria pulmonar.
      1. Atrio izquierdo: coloque una sutura de proleno 4-0 en la unión entre el atrio izquierdo y el IVC (margen inferior derecho) y otro a 180o desde el primero, conectando los puños del donante y del receptor. Completa la anastomosis de la pared posterior. Completa la anastomosis de la pared anterior. Esto se realiza desde la sutura superior hasta la sutura inferior.
      2. Atrio derecho: abra la aurícula derecha del donante desde el apéndice hacia el IVC, creando un manguito del donante que coincida con el tamaño del manguito del receptor. Comenzando en el ángulo inferior (unión entre IVC y atrio derecho), complete la anastomosis de la pared interior y luego la pared lateral.
      3. Arteria pulmonar: recorta los bordes de las arterias pulmonares del receptor y del donante para crear tamaños coincidentes. Coloque una sutura de proleno 5-0 en la pared lateral izquierda que une los recipientes del donante y receptor y otra en el borde lateral derecho. Completa la anastomosis de la pared inferior y luego la anastomosis de la pared anterior.
      4. Aorta: recorte como se describe con la arteria pulmonar. Coloque una sutura en la pared lateral izquierda que conecte los recipientes del donante y del receptor. Completa la pared inferior y luego la anastomosis de la pared anterior.
      5. Realizar anastomosas de una sola capa, excepto la arteria pulmonar, donde se requiere una anastomosis de doble capa. El tejido porcino es extremadamente frágil y debe manipularse cuidadosamente para evitar las lágrimas. Es importante destacar que la anastomosis de la arteria pulmonar es el paso más delicado del implante y debe hacerse con extremo cuidado. La técnica del implante se puede modificar según las preferencias de los cirujanos y el diseño experimental.
    9. Después de completar todas las anastomosas y la administración de dosis de cardioplejia caliente como se describió anteriormente, retire la abrazadera cruzada aórtica. Inspeccione todas las anastomosas en busca de sitios de sangrado, deben corregirse en este punto.
    10. Repermee el corazón del donante durante 60 min en CPB. Las arritmias ventriculares se pueden tratar con desfibrilación interna (20-50 J). Si es necesario, el ritmo ventricular se puede utilizar para mantener una frecuencia cardíaca de 100 latidos por minuto. Los medicamentos antiarrítmicos (por ejemplo, Amiodarona, Lidocaína o Sulfato de Magnesio) se pueden utilizar a discreción de los investigadores, si es necesario.
    11. Después de 60 min de reperfusión, administrar 1 g de cloruro de calcio. Inicie el destete desde el CPB disminuyendo el flujo a la mitad, luego un cuarto y luego apagado. La línea venosa central se puede utilizar para controlar la presión venosa central, apuntando a 10 mmHg. Iniciar la infusión de medicamentos vasoactivos e inotrópicos (por ejemplo, dobutamina, epinefrina, noradrenalina y vasopresina) de acuerdo con el diseño experimental o la discreción de los investigadores.
    12. El destete se considera exitoso si el animal mantiene una presión arterial sistólica superior a 60 mmHg durante más de 30 minutos después de la interrupción del CPB. Como este no es un modelo de supervivencia, no revierta la heparina; el sangrado continuo puede ocurrir por agujeros de aguja y estructuras diseccionadas (por ejemplo, esternón). Los corazones de los donantes responden bien a pequeñas y repetidas dosis de reemplazo de volumen utilizando el sistema CPB. Además, el modelo porcino responde bien a la dobutamina.
      NOTA: La gestión de destinatarios debe adaptarse a la experiencia de los investigadores y al diseño experimental. Un anestesiólogo cardíaco puede ayudar de esta manera.

3. Evaluación del injerto:

  1. Evaluación funcional:
    1. Este gran modelo animal tiene la ventaja de tener un enfoque de pecho abierto en todo momento, lo que facilita la evaluación funcional directa. Para medir la contractilidad cardíaca, utilice análisis de bucle de volumen de presión (PV), ecocardiografía y/o cateterismo del lado derecho.
    2. Lazos de volumen de presión10:Coloque una cinta umbilical alrededor de la IVC e inserte un catéter de conductancia fotovoltaica en el ventrículo izquierdo a través de una pequeña ventriculotomía apical para permitir mediciones continuas de las relaciones fotovoltaicas ventriculares izquierdas. Obtener grabaciones de estado estacionario para generar parámetros dependientes del volumen (por ejemplo, trabajo de presión y carrera desarrollado) y luego obtener grabaciones de oclusión en triplicado mediante la oclusión de la Civ para generar parámetros independientes del volumen (por ejemplo, precarga reclutable trabajo de accidente cerebrovascular).
    3. Ecocardiografía: hace que los anestesiólogos cardíacos obtengan imágenes epicardiales utilizando una sonda transesofágica estándar.
    4. Cateterismo del lado derecho: Inserte un catéter Swans-Ganz a través de la vaina venosa colocada al comienzo del procedimiento y guie hacia la arteria pulmonar. Esto permite la medición de la presión venosa central, la presión ventricular derecha, las presiones de la arteria pulmonar, la presión de cuña capilar pulmonar y la salida cardíaca mediante la técnica de termodilución.
    5. Realizar una evaluación contráctea al inicio y después de 2 y 3 h después de la reperfusión del corazón del donante en el receptor. Esto puede ser modificado por los investigadores de acuerdo con el diseño experimental.
  2. Evaluación metabólica:
    1. Para las evaluaciones metabólicas, recoger muestras de sangre arteriales y venosas (alternativamente: venosas mixtas) y almacenar el plasma para análisis posteriores. También se deben obtener análisis de gases sanguíneos en tiempo real y niveles de lactato.
    2. Recoger estas muestras en la línea de base en el donante, antes de la adquisición en el donante, en la línea de base en el receptor, y a 15, 30 y 60 minutos de reperfusión del corazón del donante (después de quitar la abrazadera cruzada). Esto se puede modificar de acuerdo con el diseño experimental.
  3. Terminación del experimento y eutanasia:
    1. Una vez finalizadas todas las evaluaciones, exsanguinar al animal receptor en el depósito venoso del circuito CPB abriendo la abrazadera de línea venosa. Alternativamente, la exsanginación se puede lograr mediante la cosecha del aloinjerto cardíaco para recoger muestras (es decir, biopsias miocárdicas).

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Representative Results

Este modelo preclínico se ha utilizado conéxito desde 1994 5,6,8,9. La Tabla 1 muestra los resultados representativos de las relaciones presión-volumen y los parámetros ecocardiográficos tomados al inicio, y 3 h después del trasplante en un conjunto de 5 experimentos. Aunque vemos una disminución de la contractilidad miocadial después del trasplante, esto no fue estadísticamente significativo.

La Figura 1 muestra bucles de volumen de presión representativos recopilados de un experimento en los mismos puntos de tiempo. Durante las evaluaciones de"estado estable" (Figura 1, fila superior). se registran parámetros dependientes del volumen, como la tasa máxima y mínima de presión desarrollada. Los parámetros independientes del volumen se obtienen por oclusión intermitente de la CIV. Con esto, el volumen del ventrículo izquierdo disminuye progresivamente y se pueden calcular diferentes relaciones. En la fila central de la Figura1, vemos que se registran las relaciones de presión-volumen diastólica sistólica sistólica sistólica y final, que representan la relación entre las presiones diastólicas finales o finales, respectivamente, con las correspondientes volumen diastólico final. En la fila inferior od Figura 1, vemos la grabación del trabajo de trazo reclutable precarga, que es la relación entre el trabajo de trazo y el volumen diastólico final correspondiente.

Por último, como se ve en la Figura2, se pueden medir varios otros parámetros metabólicos (por ejemplo, niveles de lactato y pH) y funcionales (por ejemplo, salida cardíaca) con este modelo para probar diferentes hipótesis.

Figure 1
Figura 1 . Bucles de volumen de presión representativos en un estado estable, durante la oclusión de Interior Vena Cava (IVC) y las relaciones (precarga de trabajo de carrera reclutable). (A) Un experimento en línea de base. (B) Un experimento después de 3 h de reperfusión. PRSW: trabajo de carrera reclutable de precarga. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2 . Tendencias de lactato y pH durante el protocolo de trasplante de corazón. Después de la reperfusión, hay un aumento significativo en el lactato y disminución del pH. Esto se puede manejar manteniendo una presión de perfusión adecuada con el reemplazo de volumen adecuado y el uso de fármacos vasoactivos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Base 3 horas después del trasplante valor p
Catéter de arteria pulmonar
Indice cardíaco (L/min) 3,7 a 0,8 2,8 x 0,3 0.485
Análisis de volumen de presión
PRSW (erg-cm-3x 103)
Max dP/dt (mmHg's-1)
Mínimo dP/dt (mmHg's-1)
62,1 x 7
2500 x 425
-1537 a 238
53,8 a 10
1815 a 410
-1427 a 317
0.841
0.309
0.547
Ecocardiografía
LV EF (%)
FAC de LV (%)
RV FAC (%)
47,3 a 3,0
53,8 x 3,6
39,2 a 1,3
37,0 a 4,2
46,4 x 2,9
32,8 a 3,6
0.095
0.222
0.309

Tabla 1. Relaciones presión-volumen representativas y parámetros ecocardiográficos a partir de un conjunto de 5 trasplantes realizados al inicio y después de 3 h de reperfusión. Datos presentados como media - error estándar y comparados usando la prueba de rango firmada de Wilcoxon. FAC: cambio de área fraccionaria. LV - Ventrículo izquierdo. Max dP/dt - tasa máxima de cambio de presión en el ventrículo izquierdo. Min dP/dt - tasa mínima pf cambio de presión en el ventrículo izquierdo. PRSW: trabajo de carrera reclutable de precarga. RV - ventrículo derecho.

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Discussion

Este manuscrito describe un modelo preclínico animal grande de trasplante de corazón ortotópico. Varios modelos animales pequeños de trasplante de corazón heterotópico se han utilizado con éxito para estudiar los efectos de nuevos tratamientos para mejorar la preservación de órganos y disminuir la lesión isquemia-reperfusión11,12, 13. Además, los modelos animales pequeños permiten modelos de supervivencia y seguimiento a largo plazo para investigar el desarrollo de la vasculopatía por rechazo y aloinjerto cardíaco11,12,13. Sin embargo, la mayoría de estas nuevas terapias fallan o nunca lo granen en los ensayos clínicos. Con el fin de facilitar y agilizar la traducción clínica, se necesita un modelo de gran animal fiable y clínicamente relevante.

Este protocolo fue diseñado para investigar diferentes estrategias de tratamiento y preservación de órganos para prevenir o disminuir la disfunción del injerto primario y la lesión por isquemia-reperfusión. Como se mencionó anteriormente, este modelo se ha utilizado desde 1994. Los autores demostraron previamente los efectos beneficiosos de la perfusión salina hipertónica en el donante8 o el receptor9 antes de la adquisición de órganos o implantes, respectivamente. Además, los autores investigaron diferentes protocolos y estrategias de conservación, como el uso de infusiones de sangre derramadas por donantes durante el almacenamiento en frío6 y el efecto de la suplementación con insulina en la solución cardiopléjica5.

La principal limitación de la técnica descrita aquí es el seguimiento a corto plazo. Un modelo de trasplante de corazón porcino de supervivencia a largo plazo sería intenso en recursos e implicaría altos costos. El procedimiento descrito aquí se centra en la lesión aguda de isquemia-reperfusión y es un método preclínico fiable para investigar nuevas intervenciones que han sido probadas y validadas en modelos experimentales más pequeños, como el modelo murino. Además, esta técnica puede adaptarse fácilmente para experimentos de seguimiento a largo plazo. Esto implicaría una reversión adecuada de la heparina, decantación animal, hemostasis adecuada y cierre de pecho.

El corazón porcino se considera a menudo el más anatómicamente similar al corazón humano cuando se utilizan modelos de animales grandes. Como tal, es una plataforma ideal para realizar investigaciones quirúrgicas cardíacas. Sin embargo, es importante tener en cuenta que el tejido se describe típicamente como frágil y friable, especialmente en la aurícula derecha y la arteria pulmonar, siendo propenso a las lágrimas14. Además, el corazón del cerdo se considera sensible a la manipulación y propenso a las arritmias, razón por la cual el sulfato de magnesio debe administrarse rutinariamente a cada animal al principio del experimento. Una diferencia importante entre el modelo porcino y el trasplante clínico de corazón es la vena hemiazygosa izquierda en el cerdo, que drena directamente en el seno coronario. Esto tiene que ser ligado durante el procedimiento del receptor para evitar el sangrado continuo. Por último, el modelo porcino es muy sensible a la isquemia, que parece adecuado para estudios agudos en trasplante de corazón15.

La gestión de destinatarios después del trasplante puede ser difícil a veces. Es importante revisar todas las anastomosas y asegurarse de que no haya sangrado. Un área particularmente problemática está alrededor de la arteria pulmonar posterior. Como se mencionó anteriormente, los tejidos porcinos y frágiles y pueden desgarrarse fácilmente; si esto sucede, el cirujano puede volver rápidamente al CPB para corregir el problema e intentar destejar una vez más. La fibrilación ventricular generalmente ocurre durante la reperfusión inicial; si esto no se resuelve con una simple desfibrilación, se pueden administrar intervenciones farmacológicas, como 2 g de sulfato de magnesio o 1 mg/kg de lidocaína, y se debe aplicar una siguientes desfibrilaciones. El ritmo sinusal normal se puede lograr fácilmente en menos de 3 min.

Este procedimiento requiere que se realice al menos un cirujano capacitado; además, se necesitan de 3 a 5 experimentos para optimizar el protocolo dentro de cada grupo de investigación. Además, el equipo debe asignar un miembro para realizar exclusivamente anestesia animal y el manejo del receptor según sea necesario (por ejemplo, soporte inotrópico). Debido a las consideraciones importantes con respecto al modelo porcino descrito anteriormente, los siguientes pasos son críticos en este procedimiento: inducción anestésica e intubación (importante para evitar períodos hipoxémicos prolongados), manipulación cardíaca durante la evaluación, puede la usuelidad para el bypass cardiopulmonar, y la manipulación auricular y pulmonar derecha y la anastomosis. Sin embargo, como estos son pasos rutinarios realizados en la práctica clínica, deben llevarse a cabo con cuidado y atención al detalle. La consistencia y la repetición darán lugar a un modelo optimizado y fiable para diversos usos.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Los autores no tienen reconocimientos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Amiodarone Purchased from institutional pharmacy
Angiocath 20G BD 381704
Calcium Chloride 1g/10ml Purchased from institutional pharmacy
Cardioplegia solution This should be chosen at the investigators discretion. 
Cautery Pencil Covidien E2515H
Central Venous Catheter double-lumen Cook Medical C-UDLM-501J-LSC
CPB pack Medtronic Custom-made cardiopulmonary bypass perfusion circuit.
D5W 5% 250ml Baxter JB1064
DLP Aortic Root Cannula/stabber Medtronic 12218
DLP single-lumen venous cannula (24F or 28F) This should be chosen at the investigators discretion. 
Dobutamine Purchased from institutional pharmacy
Electrode Polyhesive Covidien E7507
EOPA arterial cannula (17F or 21F) This should be chosen at the investigators discretion. 
Epinephrine Purchased from institutional pharmacy
Eppendorf Tubes, 1.5 mL Sarstedt  72.690.001
Gloves, nitrile, medium Fischer 27-058-52
Heparin 1000 IU/ml Purchased from institutional pharmacy
Ketalean (Ketamine) inj. 100mg/ml, 50ml/vial Health Canada Requires health canada approval
Lidocaine/Xylocaine 1% Purchased from institutional pharmacy
Magnesium Sulfate 5g/10ml Purchased from institutional pharmacy
Midazolam inj. USP 5mg/ml vial/10ml Health Canada Requires Health canada approval
MPS Quest delivery disposable pack Quest medical 5001102-AS
NACL 0.9% 1L Baxter JB1324
Organ Bag CardioMed 2990
Pipette Tips, 1 mL Fisherbrand 02-707-405
Propofol 1mg/ml Purchased from institutional pharmacy
Rocuronium Purchased from institutional pharmacy
Set Admin Prim NF PB W/Checkvalve Smith Medical 21-0442-25 Intravenous infusion pump line. Researchers should choose infusion lines compatible with the infusion pump available at their facilities
Set Intro Sheath 8.5FRx 10CM Arrow SI-09880
Sofsilk 0 wax coated Covidien S316
Solumedrol 500mg/5ml Purchased from institutional pharmacy
Suction tip Covidien 8888501023
Suction Tubing 1/4" x 120" Med-Rx 70-8120
Suture 5.0 Prolene BB Ethicon 8580H
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 Ethicon 8521H
Sutures 2.0 Prolene Blu M SH Ethicon 8523H
Sutures BB 4.0 Prolene  Ethicon 8881H
Tracheal Tube, 6.5mm Mallinckrodt 86449

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References

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Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón
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Ribeiro, R. V. P., Alvarez, J. S.,More

Ribeiro, R. V. P., Alvarez, J. S., Yu, F., Adamson, M. B., Fukunaga, N., Serrick, C., Bissoondath, V., Meineri, M., Badiwala, M. V., Rao, V. A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation. J. Vis. Exp. (146), e59197, doi:10.3791/59197 (2019).

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