Summary
Ici, nous décrivons un modèle préclinique de grand animal (porcin) de transplantation orthotopic de coeur qui a été fermement établi et utilisé pour étudier de nouvelles stratégies cardioprotective.
Abstract
Cinquante ans après le premier rapport réussi, la transplantation cardiaque demeure le traitement de référence pour les patients admissibles atteints d'insuffisance cardiaque avancée. Plusieurs modèles de transplantation cardiaque pour les petits animaux ont été utilisés pour étudier les effets aigus et à long terme des nouvelles thérapies. Cependant, peu sont testés et ont démontré leur succès dans les essais cliniques. Il est d'une importance cruciale d'évaluer de nouvelles thérapies dans un modèle de grands animaux cliniquement pertinent pour une traduction efficace et fiable des résultats des études de base. Ici, nous décrivons un modèle préclinique de grand animal (porcin) de transplantation orthotopic de coeur qui a été fermement établi et précédemment employé pour étudier de nouvelles stratégies cardioprotective. Cette procédure se concentre sur les lésions aigues d'ischémie-reperfusion et est une méthode fiable pour étudier de nouvelles interventions qui ont été testées et validées dans de plus petits modèles expérimentaux, tels que le modèle murine. Nous démontrons son utilité en évaluant la performance cardiaque pendant la période de poteau-transplantation tôt et d'autres possibilités potentielles permises par le modèle.
Introduction
Cinquante ans après le premier rapport réussi, la transplantation cardiaque demeure le traitement de référence pour les patients admissibles atteints d'insuffisance cardiaque avancée1. Bien que les temps ischémiques de jusqu'à quatre heures soient tolérés convenablement,un temps ischémique de plus de six heures est associé aux résultats inférieurs 2. Le dysfonctionnement primaire de greffe demeure la cause principale de la morbidité et de la mortalité tôt après transplantation2,3. Les causes du dysfonctionnement primaire de greffe sont multifactorielles et incluent l'utilisation des organes marginaux, de lamaladie vasculaire pulmonaire de destinataire, du rejet hyperaigu, et des dommages de irischemia-reperfusion soutenus au moment de la transplantation 3.
De multiples études ont étudié de nouvelles méthodes pour la préservation du cœur des donneurs afin de réduire l'incidence du dysfonctionnement de la greffe primaire4,5,6,7. Il est pratique courante d'évaluer de nouvelles techniques et traitements dans les modèles murins des dommages ischémique-reperfusion ou de la transplantation hétérotopique de coeur. En outre, les modèles de petits animaux permettent des modèles de survie et de suivi à long terme pour étudier le développement du rejet et de la vasculopathie d'allogreffe cardiaque11,12,13. Cependant, la plupart de ces stratégies échouent aux premiers essais pilotes cliniques ou n'atteignent jamais ce stade. Il est d'une importance primordiale d'évaluer de nouvelles thérapies dans un modèle cliniquement pertinent pour une traduction efficace et fiable des résultats des études de base.
Le cœur porcin est souvent considéré comme le plus anatomiquement similaire au cœur humain lors de l'utilisation de modèles de grands animaux. En tant que tel, c'est une plate-forme idéale pour effectuer la recherche chirurgicale cardiaque. Cependant, il y a plusieurs facteurs importants à considérer lors de l'utilisation d'un modèle porcin. Tout d'abord, le tissu est généralement décrit comme fragile et friable, en particulier dans l'atrium droit et l'artère pulmonaire, étant sujette suctuères14. En outre, le cœur de porc est considéré comme sensible à la manipulation et sujette aux arythmies, c'est pourquoi on devrait régulièrement administrer un anti-arythmique à chaque animal au début de l'expérience. Une différence anatomique importante entre le modèle porcin et la transplantation clinique de coeur est la veine hemiazygous gauche dans le porc qui draine directement dans le sinus coronaire. Ceci doit être ligaté pendant la procédure de destinataire pour éviter le saignement continu. Enfin, le modèle porcin est très sensible à l'ischémie, mais il est toujours approprié pour les études aigues dans la transplantation cardiaque15.
Ce manuscrit décrit un modèle préclinique de grand animal (porcin) de transplantation orthotopic de coeur qui a été fermement établi et utilisé pour étudier de nouvelles stratégies cardioprotective5,6,8 ,9.
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Protocol
Le comité institutionnel de protection des animaux a approuvé tous les protocoles expérimentaux et les animaux ont été traités à la suite du « Guide pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire » préparé par l'Institut des ressources animales de laboratoire, Conseil national de recherches, 1996. Des porcs mâles du Yorkshire (40 à 50 kg) ont été utilisés pour effectuer les transplantations cardiaques orthopiques (la taille des animaux peut varier selon la discrétion des enquêteurs et les objectifs expérimentaux).
1. Procédure de don
- Induction anesthésique et préparation animale :
- Préméditer l'animal à l'aide d'une injection intramusculaire de kétamine (20 mg/kg), de midazolam (0,3 mg/kg) et d'atropine (0,04 mg/kg). Effectuer l'induction et l'entretien anesthésiques à l'aide d'Isoflurane inhalant (concentration de marée de fin : 1 % à 3 L/min O2 par masque facial.
- Confirmer l'adéquation anesthésique en assurant un ton de la mâchoire détendu et une absence de douleur pendant le pincement des orteils. L'adéquation anesthésique doit suivre les directives institutionnelles.
- Une fois que l'adéquation anesthésique est confirmée, effectuer une intubation orotrachéale à l'aide d'un tube endotrachéal de taille 6,5 à 8 mm.
- Placez un moniteur de saturation en oxygène sur l'oreille ou la lèvre inférieure pour une surveillance continue. Placez le tampon d'électrode de cautérisation sur le dos de l'animal.
- Insérer un accès intraveineux périphérique par la veine de l'oreille (p. ex. 20 g d'angiocath). Démarrer une perfusion d'entretien (par exemple 0,9% NaCl). Administrer 2 g de sulfate de magnésium pour prévenir les arythmies.
- Insérez un introducteur de gaine veineuse centrale percutanée utilisant la technique DeSeldinger dans la veine jugulaire droite si des mesures de cathétérisation cardiaque et des mesures de sortie cardiaque sont à effectuer. Placez l'animal en position Trendelenburg pour faciliter l'accès veineux. Alternativement, cela peut être fait dans la veine jugulaire interne gauche. Si l'accès ne peut pas être établi, cette étape peut être effectuée après la sténotomie de la ligne médiane en disséquant la veine jugulaire interne (à gauche ou à droite) et en insérant la gaine directement.
- Approvisionnement de coeur de donateur :
- Effectuer une stérilisation de la ligne médiane de la région cervicale moyenne au-dessous du processus xiphoïde à l'aide d'un stylo cautéris. Ouvrez le sternum avec une scie à os. Assurer une hémostase adéquate tout au long de l'intervention (p. ex. cauteriser le sternum et/ou l'application de cire osseuse).
- Dans la région cervicale, rétractez le muscle sternocleidomastoid au centre et disséquez l'artère carotide droite (alternativement, ceci peut être fait avec l'artère carotide gauche). Placez une ligne d'accès artériel (p. ex. 20 g d'angiocath) dans l'artère carotide droite pour une surveillance invasive de la pression artérielle.
- Disséquer et retirer le thymus du péricarde. Soulevez délicatement le thymus du péricarde, à l'aide de la cautérisation, et disséquez la structure du péricarde. Pour prévenir les saignements, cautérisez les petits vaisseaux qui proviennent de l'aorte et de la veine cava supérieure (SVC) pour irriguer le thymus.
- Ouvrez le péricarde. Disséquer l'espace aortopulmonaire à l'aide de la cautérisation. Pour cela, demandez à l'assistant de rétracter la voie d'écoulement ventriculaire droit de façon inférieure et l'artère pulmonaire vers la gauche et demandez au chirurgien de rétracter l'aorte vers la droite. Faites-le prudemment pour éviter les lésions directes à l'artère pulmonaire.
- Effacer l'aspect antérieur de l'aorte ascendante du tissu conjonctif. Retirez soigneusement le tractus ventriculaire droit et placez une suture de cordon de bourse en utilisant une prolène 4-0 sur l'aorte aorte adventitia ascendante proximale (éviter les sutures pleine épaisseur). Sécurisez cette suture avec un tourniquet.
- Administrer 30 000 unités d'héparine pour parvenir à une anticoagulation systémique. Insérez la canule de livraison de cardioplegia (par exemple canule aortique de racine de DLP) dans l'aorte ascendante entre la suture de corde de bourse précédemment placée et fixe en resserrant le tourniquet. Préparer la solution cardioplégique qui sera utilisée et se connecter à la canule de livraison.
- Ouvrez le SVC et le veau de veine inférieur (IVC), et la veine pulmonaire inférieure gauche pour assurer l'aération cardiaque proportionnel. Placez la pince transversale aortique sur l'aorte ascendante distale (au-dessus de la canule de cardioplégie). Alternativement, le ventricule gauche peut être venturé en ouvrant l'appendice auriculaire gauche et en plaçant l'aspiration.
- Initier l'infusion de cardioplégie ciblant une pression aortique de 80 à 100 mmHg.
REMARQUE : Les auteurs ont appliqué un modèle utilisant 1,5 L d'une solution cardioplegique hyperkalemic extracellulaire standard à 4 oC. Différentes solutions et volumes peuvent être utilisés en fonction de la configuration expérimentale. - Placer la neige fondante (0,9 % de NaCl) dans la cavité thoracique et au-dessus de l'organe pour le refroidissement après l'initiation de la cardioplégie. Après que l'infusion de cardioplégie soit finie, procédez avec le cardiectomy d'une manière traditionnelle. Section de l'aorte et de l'artère pulmonaire après l'artère innominée et à la bifurcation, respectivement, pour assurer une longueur suffisante pour l'implant.
- Après l'enlèvement, placez l'organe dans un sac d'organe avec au moins 500 ml de solution de conservation (solution hyperkalemic extracellulaire standard). Placez-le sur la glace et conservez-le à 4 oC. Cette étape peut être modifiée en fonction de la conception expérimentale et de l'objectif.
2. Procédure du bénéficiaire :
- Induction anesthésique et préparation animale :
- Effectuer l'anesthésie et la surveillance telles que décrites dans la procédure du donneur (étapes 1.1.1 à 1.1.6).
- Après avoir inséré l'introducteur de gaine veineuse centrale percutanée dans la veine jugulaire droite, insérez un cathéter veineux central (p. ex. double-lumen) dans la veine jugulaire gauche en utilisant la technique Seldinger. Alternativement, cela peut être fait après la stérilisation de la ligne médiane comme décrit ci-dessus.
- Déviation cardio-pulmonaire (CPB) :
- Effectuer la stérinomie médiane et exposer le cœur et les grands vaisseaux tels que décrits dans la procédure du donneur (étapes 1.2.1 à 1.2.4).
- Disséquez entre le VCS et l'artère innominée, et l'IVC et le péricarde à l'aide des forceps Metzenbaum et « angle droit ». Encerclez le SVC et l'IVC à l'aide d'un ruban ombilical (alternativement une simple suture en soie O peut être utilisée). Sécurisez chaque ruban/suture à l'effile avec un tourniquet.
- Placez 2 sutures concentriques à cordon de la bourse à l'aide d'une suture prolène 4-0 sur l'aorte adventitia ascendante distale (éviter les sutures pleine épaisseur). Placez les sutures à cordon de la bourse à l'aide de 4-0 prolène sur l'IVC et le SVC au niveau de la réflexion péricardique. Sécurisez ces sutures avec des tourniquets.
- Pendant la préparation du CPB, ayez une configuration d'assistant et amorcez le système selon les besoins et les besoins expérimentaux des investigateurs. La procédure actuelle utilise la même configuration utilisée que la Division de chirurgie cardiovasculaire de l'établissement et emploie l'aide d'un perfusionniste formé. Le système de dérivant est amorcé avec 2 litres de solution cristalloïde (p. ex. Plasmalyte) avec 500 mg de Solumedrol.
- Administrer 30 000 unités d'héparine pour parvenir à une anticoagulation systémique. Le temps de coagulation activé (ACT) doit être supérieur à 300 s, si le test est disponible.
- Cannulell l'aorte avec une canule artérielle de 17 à 21 F. Utilisez une canule extracorporeal oxygénatrice de membrane (ECMO) (p. ex. canule artérielle EOPA) insérée à l'aide de la technique Seldinger pour faciliter cette étape et éviter la perte de sang. Alternativement, une canule artérielle standard de déviation peut être employée.
- Connectez la canule à la ligne artérielle du circuit de contournement à l'aide d'un connecteur 3/8-3/8. Assurer un déaillage complet pour éviter l'embolie de l'air.
- Effectuer un cannulation bicaval. Pour cela, cannulelele le SVC, puis l'IVC en utilisant 24 à 28 F à angle droit canule veineuse à un étage (par exemple DLP un seul lumen angle canule veineuse).
- Tout d'abord, faire une petite incision (5 mm) au centre de la suture de cordon de bourse. Dilater l'incision à l'aide d'un petit instrument incliné (p. ex. angle droit ou claquement). Insérez la canule dirigeant l'angle de façon supérieure dans le VCS et de façon inférieure dans l'IVC (loin du cœur). Sécurisez en resserrant le tourniquet tenant la suture à cordon de la bourse.
- Entre chaque étape, couvrir l'incision avec un doigt pour éviter les saignements excessifs. Connectez les canules à la ligne veineuse du circuit de contournement à l'aide d'un connecteur 3/8-3/8-1/2 Y. Assurer le déairing pour éviter un sas dans le système.
- Lancer CPB. Ajuster les débits pour maintenir une pression artérielle supérieure à 50 mmHg (environ 4 L/min). Maintenir la normothermia tout au long de la procédure.
REMARQUE : Ces paramètres peuvent être modifiés en fonction de la conception expérimentale. Les médicaments vasoactifs ne devraient être administrés que pendant la DGPC si nécessaire pour faciliter la régulation de la pression (p. ex. perfusion d'épinéphrine).
- Implantation cardiaque du donneur :
- Après l'initiation de CPB, ouvrez la pleura gauche et rétractez le coeur indigène vers la droite. Disséquer et encercler la veine hemiazygous gauche à l'aide d'un instrument de dissection pointu (p. ex. Metzenbaum) et d'un angle droit, respectivement. Ligate distally avec une cravate O Silk. Une seule ligature est nécessaire car le cœur indigène sera enlevé.
- Recoupez l'aorte bénéficiaire proximally à la canule artérielle. Snare tous deux vena cava avec les tourniquets précédemment placés en utilisant des cravates de soie O. Retirez le cœur natif du receveur. Alternativement, le coeur peut être arrêté utilisant la cardioplégie hypothermique standard de sang.
- Pendant la cardicectomie, assurez-vous de maintenir de grandes menottes dans le receveur pour faciliter l'implant cardiaque du donneur. Pour cela, section de l'aorte et de l'artère pulmonaire proximally, près de leurs racines. De même, les atriums gauche et droit doivent être conservés avec de grands poignets. Laissez les appendices auriculaires de droite et de gauche dans les poignets du receveur, qui peuvent être nécessaires pendant les anastomoses.
- Préparer le cœur du donneur pour l'implant.
- Disséquer l'artère pulmonaire de l'atrium gauche et séparer complètement l'artère pulmonaire de l'aorte. Laisser au moins 2-3 cm de chaque vaisseau à couper pendant l'implant au besoin. Ligate à la fois vena cava avec une cravate en soie O. Unissez toutes les veines pulmonaires, créant un seul brassard atrial gauche pour être anastomosed.
- Comparez les tailles gauches des poignets auriculaires (donneur et receveur) et coupez chacune au besoin pour devenir des tailles similaires. L'appendice auriculaire laissé par le receveur peut être raccourci, ou le toit auriculaire gauche du donneur et l'appendice peuvent être ouverts pour cela.
- Délivrez la première dose de cardioplégie au coeur de distributeur utilisant la canule précédemment placée de cardioplegia comme décrit dans l'étape 1.2.6. La solution de protection cardioplégique se compose de 500 ml d'un mélange de 2:1 de sang:crystalloid contenant 24 mEq de potassium et livré à 10oC. Atteindre la concentration désirée de potassium en ajoutant du chlorure de potassium au mélange cardioplégique.
- Après l'achèvement de chaque anastomose, délivrez une dose supplémentaire de 300 ml de cardioplégie à 10 oC contenant 8 mEq de potassium.
- Après tous les anastomoses et avant l'enlèvement de la pince transversale aortique, administrer une dose supplémentaire de 500 ml de cardioplégie sanguine chaude (37 oC) avec 8 mEq de potassium.
- Retirez le cœur du donneur du stockage et de l'implant avec la technique anastomotique biatrial standard dans la séquence suivante : atrium gauche, atrium droit, artère pulmonaire et aorte. Utilisez une suture de prolene 4-0 avec une aiguille SH pour l'atrium gauche et droit, et l'aorte et une suture de prolène 5-0 avec une aiguille BB pour l'artère pulmonaire.
- Atrium gauche : placez une suture de prolène 4-0 à la jonction entre l'atrium gauche et l'IVC (marge inférieure droite) et une autre à 180 degrés du premier, reliant les menottes du donneur et du receveur. Complétez l'anastomose murale postérieure. Complétez l'anastomose antérieure du mur. Ceci est effectué de la suture supérieure à la suture inférieure.
- Atrium droit : ouvrez l'atrium droit du donneur de l'appendice vers l'IVC, en créant un brassard de donneur qui correspond à la taille du brassard du receveur. En commençant par l'angle inférieur (jonction entre IVC et l'atrium droit), complétez l'anastomose du mur intérieur, puis le mur latéral.
- Artère pulmonaire : taillez les bords des artères pulmonaires du receveur et du donneur pour créer des tailles assorties. Placez une suture de prolene 5-0 à la paroi latérale gauche unissant les vaisseaux donneurs et receveurs et un autre au bord latéral droit. Complétez l'anastomose inférieure de mur et puis l'anastomosis antérieur de mur.
- Aorta : garniture comme décrit avec l'artère pulmonaire. Placez une suture sur la paroi latérale gauche reliant les vaisseaux donneurs et receveurs. Complétez le mur inférieur, puis l'anastomose antérieure du mur.
- Effectuer des anastomoses à couches simples, à l'exception de l'artère pulmonaire, où une anastomose à double couche est nécessaire. Le tissu porcin est extrêmement fragile et doit être manipulé avec soin pour éviter les larmes. Fait important, l'anastomose de l'artère pulmonaire est l'étape la plus délicate de l'implant et doit être fait avec un soin extrême. La technique de l'implant peut être modifiée en fonction de la préférence des chirurgiens et de la conception expérimentale.
- Après l'achèvement de tous les anastomoses et la livraison chaude de dose de cardioplegia comme décrit ci-dessus, enlèvent le cross-clamp aortique. Inspecter tous les anastomoses pour les sites de saignement, ils doivent être corrigés à ce stade.
- Réperfuir le cœur du donneur pendant 60 min sur CPB. Les arythmies ventriculaires peuvent être traitées avec une défibrillation interne (20-50 J). Au besoin, le rythme ventriculaire peut être utilisé pour maintenir une fréquence cardiaque de 100 battements par min. Les médicaments antiarythmiques (p. ex. Amiodarone, Lidocaine ou Sulfate de magnésium) peuvent être utilisés à la discrétion des enquêteurs, si nécessaire.
- Après 60 min de réperfusion, administrer 1 g de chlorure de calcium. Initier le soudage de CPB en diminuant le flux à la moitié, puis un quart, puis hors tension. La ligne veineuse centrale peut être utilisée pour surveiller la pression veineuse centrale, ciblant 10 mmHg. Initier l'infusion de médicaments vasoactifs et inotropes (p. ex. dobutamine, épinéphrine, noradrénaline et vasopressine) selon la conception expérimentale ou la discrétion des chercheurs.
- Le soudage est jugé réussi si l'animal maintient une pression artérielle systolique supérieure à 60 mmHg pendant plus de 30 min après l'arrêt du CPB. Comme il ne s'agit pas d'un modèle de survie, n'inversez pas l'héparine; des saignements continus peuvent se produire à partir de trous d'aiguille et de structures disséquées (p. ex. sternum). Les cœurs de donneur répondent bien aux petites doses répétées de remplacement de volume utilisant le système de CPB. En outre, le modèle porcin répond bien à la dobutamine.
REMARQUE : La gestion des bénéficiaires doit être adaptée à l'expérience des chercheurs et à la conception expérimentale. Un anesthésiste cardiaque peut aider de cette manière.
3. Évaluation de la greffe :
- Évaluation fonctionnelle :
- Ce grand modèle animal a l'avantage d'avoir une approche de coffre ouverte en tout temps, ce qui facilite l'évaluation fonctionnelle directe. Pour mesurer la contractilité cardiaque, utilisez des analyses de boucle de volume de pression (PV), l'échocardiographie et/ou le cathétéris à droite.
- Boucles de volume de pression10: Placez un ruban ombilical autour de l'IVC, et insérez un cathéter de conductance PV dans le ventricule gauche par une petite ventriculotomie apical pour permettre des mesures continues des relations ventriculaires gauches. Obtenir des enregistrements à état stable pour générer des paramètres dépendants du volume (p. ex. le travail de pression et d'AVC développé) et obtenir ensuite des enregistrements d'occlusion en tripler en occlouant l'IVC pour générer des paramètres dépendants du volume (p. ex. précharge recticiable d'AVC).
- Échocardiographie : demandez aux anesthésistes cardiaques d'obtenir des images épicardiques à l'aide d'une sonde transœsophageal standard.
- Cathéterization côté droit : Insérez un cathéter Swans-Ganz à travers la gaine veineuse placée au début de la procédure et guid vers l'artère pulmonaire. Ceci permet la mesure de la pression veineuse centrale, de la pression ventriculaire droite, des pressions d'artère pulmonaire, de la pression de coin capillaire pulmonaire, et de la sortie cardiaque utilisant la technique de thermodilution.
- Effectuer l'évaluation contractile à la ligne de base et après 2 et 3 h après la réperfusion du cœur du donneur chez le receveur. Cela peut être modifié par les chercheurs selon la conception expérimentale.
- Évaluation métabolique :
- Pour les évaluations métaboliques, recueillir des échantillons de sang artériels et veineux (alternativement : veineux mélangés) et stocker le plasma pour des analyses ultérieures. Des analyses de gaz sanguin en temps réel et des niveaux de lactate devraient également être obtenus.
- Recueillir ces échantillons à la ligne de base chez le donneur, avant l'approvisionnement chez le donneur, à la ligne de base chez le receveur, et à 15, 30 et 60 minutes de réperfusion du cœur du donneur (après avoir enlevé la pince transversale). Cela peut être modifié en fonction de la conception expérimentale.
- Interruption de l'expérience et euthanasie :
- Une fois toutes les évaluations terminées, exsanguinez l'animal receveur dans le réservoir veineux du circuit CPB en ouvrant la pince veineuse. Alternativement, l'exsangination peut être réalisée en récoltant l'alogreffe cardiaque pour recueillir des échantillons (c.-à-d. biopsies myocardiques).
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Representative Results
Ce modèle préclinique a été utilisé avec succès depuis 19945,6,8,9. Le tableau 1 montre les résultats représentatifs des relations pression-volume et des paramètres échocardiographiques pris à la ligne de base, et 3 h après la transplantation dans un ensemble de 5 expériences. Bien que nous voyons une diminution de la contractilité myocadiale après la transplantation, ceci n'était pas statistiquement significatif.
La figure 1 montre les boucles représentatives de volume de pression recueillies à partir d'une expérience au même moment. Au cours des évaluations de l'état stable (figure1, rangée supérieure). les paramètres dépendants du volume sont enregistrés, tels que le taux maximum et minimum de pression développée. Les paramètres indépendants du volume sont obtenus par occlusion intermittente de l'IVC. Avec cela, le volume du ventricule gauche diminue progressivement et différentes relations peuvent être calculées. Dans la rangée médiane de la figure 1, nous voyons les relations de pression-volume fin-systoliques et findiastoliques enregistrées, qui représentent la relation entre les pressions fin-systoliques ou findiastoliques, respectivement, avec les pressions correspondantes volume en fin diastolique. Dans la rangée inférieure od Figure 1, nous voyons l'enregistrement du travail précharge recrutable course, qui est la relation entre le travail d'AVC et le volume correspondant end-diastolique.
Enfin, comme on le voit à la figure 2, divers autres paramètres métaboliques (p. ex. niveaux de lactate et pH) et fonctionnels (p. ex., sortie cardiaque) peuvent être mesurés à l'aide de ce modèle pour tester différentes hypothèses.
Figure 1 . Les boucles de volume de pression représentatives dans un état régulier, pendant l'occlusion de Vena Cava (IVC) d'intérieur, et les relations (travail de course rectifiable de précharge). (A) Une expérience à la ligne de base. (B) Une expérience après 3 h de réperfusion. PRSW - précharge de travail d'AVC recruable. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 . Tendances de lactate et de pH pendant le protocole de transplantation cardiaque. Après la réperfusion, il y a une augmentation significative du lactate et une diminution du pH. Ceci peut être contrôlé en maintenant la pression de perfusion proportionnel avec le remplacement approprié de volume et la consommation de drogue vasoactive. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| ligne | 3 heures après la transplantation | p-valeur | |
| Cathéter d'artère pulmonaire | |||
| Indice cardiaque (L/min) | 3,7 à 0,8 | 2,8 à 0,3 | 0,485 |
| Analyse du volume de pression | |||
| PRSW (erg-cm-3'103) Max dP/dt (mmHg-1) Min dP/dt (mmHg-1) |
62,1 à 7 2500 à 425 -1537 à 238 |
53,8 à 10 en 1815 et 410 -1427 à 317 |
0,841 0,309 0,547 |
| Échocardiographie | |||
| LV EF (%) LV FAC (%) RV FAC (%) |
47,3 à 3,0 53,8 à 3,6 39,2 à 1,3 |
37,0 à 4,2 46,4 à 2,9 32,8 à 3,6 |
0,095 0,222 0,309 |
Tableau 1. Relations de pression-volume représentatives et paramètres échocardiographiques d'un ensemble de 5 greffes exécutées à la ligne de base et suivant 3 h de réperfusion. Données présentées comme une erreur moyenne et standard et comparées à l'aide du test de rang signé Wilcoxon. EF - fraction d'éjection. FAC - changement de zone fractionnaire. LV et ventricule gauche. Max dP/dt - taux maximum de changement de pression dans le ventricule gauche. Min dP/dt - changement de pression pf de taux minimum dans le ventricule gauche. PRSW - précharge de travail d'AVC recruable. RV et ventricule droit.
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Discussion
Ce manuscrit décrit un modèle préclinique de grand animal de transplantation orthotopic de coeur. Divers modèles de petits animaux de transplantation cardiaque hétérotopique ont été utilisés avec succès pour étudier les effets de nouveaux traitements pour améliorer la préservation des organes et diminuer les lésions ischémiques-réperfusion11,12, 13. En outre, les modèles de petits animaux permettent des modèles de survie et un suivi à long terme pour étudier le développement du rejet et de la vasculopathie d'allogreffe cardiaque11,12,13. Cependant, la plupart de ces nouvelles thérapies échouent dans ou ne parviennent jamais à des essais cliniques. Afin de faciliter et de rationaliser la traduction clinique, un modèle fiable et cliniquement pertinent pour les grands animaux est nécessaire.
Ce protocole a été conçu pour étudier différentes stratégies de traitement et de conservation d'organe pour empêcher ou diminuer le dysfonctionnement primaire de greffe et les dommages d'ischémie-reperfusion. Comme mentionné ci-dessus, ce modèle est utilisé depuis 1994. Les auteurs ont précédemment démontré les effets bénéfiques de l'infusion saline hypertonique dans le donneur8 ou le destinataire9 avant l'acquisition ou l'implant d'organe, respectivement. En outre, les auteurs ont étudié différents protocoles et stratégies de conservation, tels que l'utilisation des perfusions de sang de versé de distributeur pendant le stockage froid6 et l'effet de la supplémentation d'insuline dans la solution cardioplégique5.
La principale limitation de la technique décrite ici est le suivi à court terme. Un modèle de transplantation cardiaque porcine de survie à long terme serait extrêmement élevé en ressources et entraînerait des coûts élevés. La procédure décrite ici se concentre sur les dommages aigus d'ischémie-reperfusion et est une méthode préclinique fiable pour étudier de nouvelles interventions qui ont été examinées et validées dans de plus petits modèles expérimentaux, tels que le modèle de murine. En outre, cette technique peut facilement s'adapter pour des expériences de suivi à plus long terme. Cela impliquerait l'inversion adéquate d'héparine, la décannulation animale, l'hémostase proportionnelle, et la fermeture de coffre.
Le cœur porcin est souvent considéré comme le plus anatomiquement similaire au cœur humain lors de l'utilisation de modèles de grands animaux. En tant que tel, c'est une plate-forme idéale pour effectuer la recherche chirurgicale cardiaque. Cependant, il est important de noter que le tissu est généralement décrit comme fragile et friable, en particulier dans l'atrium droit et l'artère pulmonaire, étant sujettes aux larmes14. En outre, le cœur de porc est considéré comme sensible à la manipulation et sujette aux arythmies, c'est pourquoi le sulfate de magnésium doit être systématiquement administré à chaque animal au début de l'expérience. Une différence importante entre le modèle porcin et la transplantation clinique de coeur est la veine hemiazygous gauche dans le porc, qui draine directement dans le sinus coronaire. Ceci doit être ligaté pendant la procédure de destinataire pour éviter le saignement continu. Enfin, le modèle porcin est très sensible à l'ischémie, ce qui semble approprié pour les études aigues en transplantation cardiaque15.
La prise en charge du receveur après la transplantation peut parfois être difficile. Il est important de réviser tous les anastomoses et de s'assurer qu'il n'y a pas de saignement. Une zone particulièrement gênante est autour de l'artère pulmonaire postérieure. Comme mentionné ci-dessus, les tissus porcins et fragiles et peuvent facilement se déchirer; si cela se produit, le chirurgien peut rapidement revenir sur CPB pour corriger le problème et tenter de sevrer une fois de plus. La fibrillation ventriculaire se produit habituellement pendant la réperfusion initiale ; si cela ne se résout pas avec une simple défibrillation, des interventions pharmacologiques, telles que 2 g de sulfate de magnésium ou 1 mg/kg de lidocaïne, peuvent être administrées et une défibrillation suivante doit être appliquée. Le rythme normal des sinus peut être facilement atteint en moins de 3 min.
Cette procédure nécessite au moins un chirurgien qualifié à effectuer; en outre, 3 à 5 expériences sont nécessaires pour optimiser le protocole au sein de chaque groupe de recherche. De plus, l'équipe devrait affecter un membre à l'anesthésie animale et à la prise en charge des receveurs au besoin (p. ex. soutien inotropique). En raison des considérations importantes concernant le modèle porcin décrit ci-dessus, les étapes suivantes sont critiques dans cette procédure : induction anesthésique et intubation (important pour éviter prolonger des périodes hypoxémiques), manipulation cardiaque pendant l'évaluation, cannulation pour le pontage cardio-pulmonaire, et la manipulation atriale et pulmonaire droite d'artère et l'anastomose. Cependant, comme il s'agit d'étapes courantes effectuées en pratique clinique, elles doivent être effectuées avec soin et attention aux détails. La cohérence et la répétition mèneront à un modèle optimisé et fiable pour diverses utilisations.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Les auteurs n'ont aucune reconnaissance.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amiodarone | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Angiocath 20G | BD | 381704 | |
| Calcium Chloride 1g/10ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Cardioplegia solution | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Cautery Pencil | Covidien | E2515H | |
| Central Venous Catheter double-lumen | Cook Medical | C-UDLM-501J-LSC | |
| CPB pack | Medtronic | Custom-made cardiopulmonary bypass perfusion circuit. | |
| D5W 5% 250ml | Baxter | JB1064 | |
| DLP Aortic Root Cannula/stabber | Medtronic | 12218 | |
| DLP single-lumen venous cannula (24F or 28F) | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Dobutamine | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Electrode Polyhesive | Covidien | E7507 | |
| EOPA arterial cannula (17F or 21F) | This should be chosen at the investigators discretion. | ||
| Epinephrine | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Eppendorf Tubes, 1.5 mL | Sarstedt | 72.690.001 | |
| Gloves, nitrile, medium | Fischer | 27-058-52 | |
| Heparin 1000 IU/ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Ketalean (Ketamine) inj. 100mg/ml, 50ml/vial | Health Canada | Requires health canada approval | |
| Lidocaine/Xylocaine 1% | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Magnesium Sulfate 5g/10ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Midazolam inj. USP 5mg/ml vial/10ml | Health Canada | Requires Health canada approval | |
| MPS Quest delivery disposable pack | Quest medical | 5001102-AS | |
| NACL 0.9% 1L | Baxter | JB1324 | |
| Organ Bag | CardioMed | 2990 | |
| Pipette Tips, 1 mL | Fisherbrand | 02-707-405 | |
| Propofol 1mg/ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Rocuronium | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Set Admin Prim NF PB W/Checkvalve | Smith Medical | 21-0442-25 | Intravenous infusion pump line. Researchers should choose infusion lines compatible with the infusion pump available at their facilities |
| Set Intro Sheath 8.5FRx 10CM | Arrow | SI-09880 | |
| Sofsilk 0 wax coated | Covidien | S316 | |
| Solumedrol 500mg/5ml | Purchased from institutional pharmacy | ||
| Suction tip | Covidien | 8888501023 | |
| Suction Tubing 1/4" x 120" | Med-Rx | 70-8120 | |
| Suture 5.0 Prolene BB | Ethicon | 8580H | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 8521H | |
| Sutures 2.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8523H | |
| Sutures BB 4.0 Prolene | Ethicon | 8881H | |
| Tracheal Tube, 6.5mm | Mallinckrodt | 86449 |
References
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