Summary
Ce protocole décrit la génération des modèles de xénogreffe orthotopic-dérivés du patient en inculquant intra-vesically les cellules de carcinome urothelial de haut grade ou les cellules de cancer colorectal intra-rectally injectant dans le diabétique non-obèse/grave combiné Souris d'immunodéficience (NOD/SCID) pour la croissance primaire de tumeur et les métastases spontanées sous l'influence des cellules stromal de ganglion lymphatique, qui imite la progression des maladies métastatiques humaines.
Abstract
Les patients cancéreux ont de mauvais pronostics lorsque la participation des ganglions lymphatiques (LN) est présente dans le carcinome urothélial à haut grade (HG-UCC) de la vessie et le cancer colorectal (CRC). Plus de 50% des patients atteints d'UCC herminant, en dépit de la thérapie curative pour la maladie cliniquement localisée, développeront des métastases et mourront dans les 5 ans, et le CRC métastatique est une cause principale de décès liés au cancer aux États-Unis. Les modèles de Xénogreffe qui imitent uniformément la métasse d'UCC et de CRC vu dans les patients sont nécessaires. Cette étude vise à générer des modèles de xénogreffe orthotopique d'origine du patient (PDOX) de l'UCC et du CRC pour la croissance tumorale primaire et les métastases spontanées sous l'influence des cellules stromales de LN imitant la progression des maladies métastatiques humaines pour le dépistage des médicaments. Des tumeurs fraîches d'UCC et de CRC ont été obtenues des patients consentés subissant la résection pour HG-UCC et adénocarcinome côlorectal, respectivement. Co-inoculés avec des cellules HK analogiques de cellules stromales de LN (LNSC), les cellules d'UCC luciferase-étiquetées ont été intra-vesically (IB) inculquées dans les souris femelles diabétiques/graves combinées d'immunodéficience (NOD/SCID), et les cellules de CRC ont été intra-rectally (IR) injectées dans souris mâles NOD/SCID. La croissance et la métatasie de tumeur ont été surveillées hebdomadairement utilisant la formation image de bioluminescence (BLI). Au sacrifice, les tumeurs primaires et les organes de souris ont été moissonnés, pesés, et formalin-fixés pour l'hématoxylin et l'éosine et la coloration d'immunohistochemistry. Dans nos modèles uniques de PDOX, les tumeurs de xénogreffe ressemblent aux tumeurs de préimplantation patiente. En présence des cellules de HK, les deux modèles ont des taux élevés d'implantation de tumeur mesurés par BLI et poids de tumeur, 83.3% pour UCC et 96.9% pour CRC, et les taux éloignés élevés de métastes d'organe (33.3% ont détecté la métaste de foie ou de poumon pour UCC et 53.1% pour CRC). En outre, les deux modèles ont zéro mortalité de la procédure. Nous avons établi des modèles PDOX uniques et reproductibles pour les hG-UCC et crC humains, qui permettent la formation, la croissance, et les études de métatasie de tumeur. Avec ces modèles, l'essai de nouveaux médicaments thérapeutiques peut être exécuté efficacement et d'une manière cliniquement-mimétique.
Introduction
Il a été démontré que la métasse des ganglions lymphatiques (LN) est un mauvais indicateur pronostique dans de nombreuses malignités d'organes solides, y compris le carcinome urothélial à haut grade (UCC) de la vessie et du cancer colorectal (CRC)1,2. Plus de la moitié des patients atteints d'UCC (MIUCC) invasif musculaire, malgré la thérapie curative pour la maladie cliniquement localisée, développeront des métastases et mourront dans les 5 ans. Le CRC métastatique est l'une des principales causes de décès liés au cancer aux États-Unis.
On estime que 81 190 nouveaux patients et 17 240 décès par cancer devraient survenir en 2018 aux États-Unis en raison de l'UCC de la vessie3,4. Alors que les patients seront principalement (70%) avec la maladie invasive non-musculaire, 30% auront MIUCC5. En dépit de la thérapie curative (cystectomie radicale [RC] avec ou sans chimiothérapie systémique) pour la maladie médicalement localisée, la moitié des patients présentant MIUCC de la vessie développeront toujours des métastases et mourront dans les 5 ans3. La participation de ganglion lymphatique est trouvée dans approximativement 20%-25% de patients ayant subi RC6,7,8. Le taux de survie à cinq ans dans les patients positifs de LN est moins de 35% même après RC, suggérant la participation de LN comme prédicteur négatif crucial pour le pronostic dans les patients d'UCC.
Le cancer colorectal est le troisième cancer le plus fréquent diagnostiqué chez les hommes et les femmes aux États-Unis. Les résultats de patient dépendent en grande partie des caractéristiques de tumeur et du microenvironnement de tumeur, tels que la profondeur de l'invasion, la participation de LN, et les métastases éloignées d'organe. Bien que le taux de mortalité au CRC ait diminué au cours de la dernière décennie en raison du dépistage et des chirurgies efficaces, on estime que près de 50 % des patients atteints du CRC développeront des métastases ou des maladies récurrentes9.
Les modèles de petits animaux fournissent une plate-forme expéditive, reproductible, et modifiable pour étudier la progression de tumeur et les modèles métastatiques différents. Il n'y a actuellement aucun modèle décrit de xénogreffe qui imitent uniformément la métaste de CRC et d'UCC vue dans les patients. La voie principale de la métastes lointaines de cancer est par la propagation lymphatique. De nouvelles recherches suggèrent que les LN fournissent aux tumeurs un microenvironnement unique, et ne sont pas seulement des cibles fixes où les cellules cancéreuses passent transitoirement, mais jouent également un rôle intégral en interagissant avec les cellules cancéreuses dans le processus métastatique. En effet, nos études ont découvert que, en plus d'éduquer et de promouvoir la progression tumorale et les métastases, le microenvironnement stromal LN est également responsable de la résistance aux médicaments dans CRC10,11. Notre laboratoire a récemment confirmé les effets tumorigènes des cellules stromales LN (LNSC) sur le CRC et les UCC à l'aide de modèles de souris orthopiques dérivés du patient12,13.
Le développement de modèles PDOX constitue une plate-forme importante pour la recherche translationnelle sur le cancer14,15. En maintenant les principales caractéristiques histologiques et génétiques de leur tumeur donneuse, les modèles PDOX restent stables sur tous les passages et constituent de bonnes plateformes pour la recherche translationnelle sur le cancer12,15. Les modèles PDOX sont utilisés pour l'évaluation préclinique des médicaments, l'identification des biomarqueurs et l'évaluation préclinique de stratégies de médecine personnalisée permettant de prédire les résultats cliniques. Actuellement, il n'y a aucun modèle décrit de xénogreffe qui considèrent l'importance de la participation de LN et sont capables de reproduire uniformément la tumeur primaire et la métaste éloignée d'organe dans CRC et UCC. Dans cette étude, nous décrivons le développement des modèles de PDOX chez les souris NOD/SCID avec la reproduction des maladies métastatiques de CRC et d'UCC avec la participation de LNSC.
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Protocol
Toutes les méthodes décrites dans ces études sur les animaux ont été menées en vertu des lignes directrices approuvées par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux du système de santé Ochsner et conformément aux lignes directrices de recherche sur les animaux. Toutes les tumeurs des patients pour cette étude ont été recueillies auprès de patients consentés subissant des chirurgies de résection du cancer conformément à la Commission d'examen d'enquête du système de santé Ochsner et aux normes éthiques du Comité institutionnel sur l'homme Expérimentation. Les pathologistes certifiés par le conseil au système de santé d'Ochsner ont déterminé les diagnostics pathologiques des spécimens de patient basés sur les dispositifs microscopiques des cellules de tumeur, leur type histologique, et niveau de catégorie.
REMARQUE : Le protocole suivant décrit les étapes de deux modèles séparés de xénogreffe, un modèle d'UCC par l'intermédiaire de l'électrocutérisation de la paroi de réservoir souple pour inculquer des cellules d'UCC et une injection intrarectale des cellules de CRC pour l'étude dans un modèle de CRC. Toutes les étapes de préparation et de surveillance des expériences sont identiques pour les deux modèles, tandis que les sections 7 et 8 décrivent spécifiquement la procédure d'instillation ucc et d'injection de CRC, respectivement.
1. Cultiver des lignées cellulaires
- Cultivez des cellules HK dans le milieu complet de RPMI-1640 complété avec le sérum bovin foetal de 10%, 2 nM de glutamine, 100 U/mL de pénicilline G, et la streptomycine de 100 mg/mL à 37 oC dans un incubateur humidifié de CO2 de 5%.
REMARQUE : Les cellules de HK sont des cellules dendritiques folliculaires humaines normales et peuvent être cultivées et étendues pour 15 passages in vitro16. - Pour se préparer à une expérience, trypsiniser les cellules.
- Retirez les médias et ajoutez 2 ml de trypsine de 1 % dans la solution de sel équilibrée (HBSS) de Hank aux cellules. Remettre les cellules dans l'incubateur humidifié CO2 à 37 oC pendant 4 min.
- Recueillir les cellules du plat dans un tube de 15 ml à l'aide d'une aide à la tuyauterie de poche avec un tuyau sérologique de 10 ml attaché. Ajouter 8 ml de milieu complet RPMI-1640.
- Combiner 40 l de cellules et 40 l de bleu trypan dans un seul puits d'une plaque de puits de 96. Ajouter 10 ll de mélange à un hémocytomètre et compter les cellules vivantes. Ajouter 1 million de cellules dans 25 ml de RPMI-1640 moyen complet à un 150 mm stérile tissu culture traitée plat pour continuer à croître les cellules.
REMARQUE : La suspension de cellules de HK préparée dans cette étape doit être employée dans une heure pour mélanger avec des cellules de tumeur pour l'injection.
2. Collection de spécimens de patients
- Recueillir les tumeurs UCC du patient consenti 15 (BlCaPt15, pT3b N1 M0) et 37 (BlCaPt37, pT3b pN0 M0) à la chirurgie de résection.
- Recueillir les tumeurs CRC du patient consenti 155 (CoCaPt155, T1 N0 M0) et 302 (CoCaPt302, T1 N0 M0) à la chirurgie de résection.
3. Expansion de la tumeur patiente
- Recueillir des tumeurs à la chirurgie dans le milieu stérile froid McCoy contenant la pénicilline G (500 U/mL) et la streptomycine (500 mg/mL).
- Implanter des tumeurs directement dans le flanc gauche et droit des souris femelles de 6 à 8 semaines NOD/SCID.
- Hacher mécaniquement les tissus en petits morceaux (1 mm3) à l'aide de petits ciseaux chirurgicaux.
- Implanter le tissu sous-cutané au flanc gauche et droit utilisant des aiguilles de biopsie d'aspiration de moelle de 13 G.
REMARQUE : Implanter un volume total de 8 mm3 divisé uniformément des deux côtés du flanc.
4. Marquage et enrichissement des tumeurs étiquetées par la luciferase
- Mesurer la croissance tumorale bihebdomadaire à l'aide d'un étrier numérique.
- À 1 cm de diamètre, transduire la tumeur. Injecter directement dans la tumeur avec une dose unique de Luc / protéine fluorescente rouge (RP)-lentivirus (50 L /tumeur, 1:30 dilution à partir de stock concentré de lentivirus de titre élevé) à l'aide d'une seringue de 1 cc avec une aiguille de 27 G.
REMARQUE : La tumeur patiente atteint typiquement 1 cm de diamètre en 1/2 mois. Cependant, le taux de croissance est extrêmement variable et basé sur un certain nombre de facteurs, y compris le grade tumoral et le type. - Surveiller la tumeur chaque semaine par imagerie bioluminescente (BLI) chez les animaux vivants.
- Pesez les souris. Injectez la souris consciente avec 150 mg/kg de luciferinparionalement et attendez 5 min pour que le substrat circule dans le corps de la souris.
- Anesthésiez la souris avec 2,5% d'isoflurane à 100% d'oxygène, 1 L/min dans une chambre à induction.
- Placez la souris sur l'estomac dans une machine d'imagerie BLI avec isoflurane qui coule et l'image. Prenez des images séquentielles pour confirmer la présence de luc/ RFP régions tumorales positives (image bio-luminescente fausse couleur). Remettre la souris en cage une fois l'imagerie terminée.
5. Sélectionnez la partie appropriée de la tumeur pour la digestion enzymatique
- Le jour de l'UCC ou de la procédure de CRC, souris d'image avec la tumeur marquée de luciferase comme dans des étapes 4.3.1-4.3.3.
REMARQUE: La durée de croissance de la tumeur sous-cutanée dépend de la vitesse de croissance de la tumeur et du nombre prévu d'animaux à injecter dans l'expérience. - Récolte de la tumeur du flanc de la souris et de l'image.
- Euthanasier la souris par inhalation de CO2 après l'imagerie. Placer la souris dans la chambre CO 2, allumer le gaz à 1,4 L/min jusqu'à l'arrêt respiratoire et laisser agir pendant 3 min. Suivez-le avec une luxation cervicale.
- Nettoyer la peau avec 70% d'éthanol. Tente la peau directement au-dessus de la tumeur. Avec des ciseaux chirurgicaux faire une petite incision dans la peau. Séparer la peau de la tumeur avec des ciseaux.
- Enlever la tumeur et la placer dans un pétri-plat stérile. Image plat entier dans une machine d'imagerie.
- Utilisez des ciseaux stériles ou scalpel pour séparer les sections luciferase-négatives des sections positives de luciferase dans la tumeur et la ré-image.
- Répétez jusqu'à ce que seuls les morceaux de tumeur très positifs restent.
6. Digestion enzymatique de la tumeur
- Sous le capot d'écoulement laminaire, hachez les morceaux positifs de tumeur de luciferase (étape 5.4) dans les plus petits morceaux possibles utilisant les ciseaux chirurgicaux stériles et mettez-les dans un tube conique stérile de 50 ml.
REMARQUE : Le mi-t-il de la tumeur dans les plus petits morceaux possibles donnera plus de cellules individuelles. - Préparer la solution de digestion en ajoutant 10 ml de collagène IV (1,5 mg/ml), 80 l d'hyaluronidase (20 mg/mL) et 160 l de désoxyribonuclease I (0,1 mg/ml) à 40 mL de HBSS. Mélanger la solution en inversant.
- Ajouter 35 à 40 ml de la solution de digestion à la tumeur hachée. Incuber à 37 oC avec rotation continue pendant 2 h.
REMARQUE : Secouez vigoureusement le tube périodiquement tout au long de l'incubation pour empêcher le tissu tumoral de s'agglutiner. - Filtrer la digestion entière à travers une passoire stérile à cellules de 100 m, suivie d'une passoire cellulaire de 40 m pour enlever les débris. Enregistrez le flux à travers et jetez les débris.
- Laver les cellules libres en ajoutant 20 ml de HBSS et la centrifugeuse à 329 x g pendant 5 min. Aspirer le supernatant et resuspendre le granule dans 30 ml de HBSS.
- Combiner 10 l de solution cellulaire et 90 l de bleu trypan dans un seul puits d'une plaque de puits de 96. Comptez les cellules vivantes à l'aide d'un hémacytomètre.
- Transférer 1 x 104 à 1 x 106 cellules tumorales par souris dans un tube conique stérile de 15 ml. Ajouter 3 x 105 cellules HK de l'étape 1.2.3 par souris, au même tube avec des cellules tumorales.
REMARQUE : Utilisez un tube conique stérile de 50 ml si le volume total dépasse 15 ml. Calculez toujours plus de doses pour les animaux supplémentaires par groupe d'étude pour tenir compte de la perte de liquide pendant l'utilisation des seringues. Par exemple, si un groupe contient 5 souris, faire suffisamment de cellules pour 6 ou 7 souris. - Centrifugeuse à 329 x g pendant 5 min. Jeter le supernatant soit par l'aspiration ou la pipetting.
- Resuspendre les cellules en 50 L par souris pour le modèle UCC ou 10 l par souris pour le modèle CRC dans un support RPMI complet. Conserver la suspension cellulaire sur la glace jusqu'à ce qu'elle soit prête à l'emploi.
7. Modèle de souris UCC
- Préparation des souris pour la procédure
- Obtenir une souris NOD/SCID femelle de six à huit semaines. Raser le bas du dos de la souris à l'aide de crème d'épilation. Anesthésiez la souris dans une chambre d'induction avec de l'isoflurane (2,5 % en oxygène à 100 %, 1 L/min).
- Une fois sous sédatif, placez la souris en position de supine avec son museau dans un cône de nez isoflurane et le dos nu fermement ancré sur une électrode dispersive.
REMARQUE : La souris est complètement sédative si elle ne réagit pas à la pincée d'orteil.
- Inculquez les cellules UCC préparées à l'étape 6.9 à la vessie à l'aide d'un angiocatheter (Figure 1Aa,Ab).
- Mettre en place une machine d'électrocautérisation monopolaire et mis à une puissance de 4 W. Lubricate un angiocatheter stérile 24 G avec de la gelée lubrifiante et insérer à travers l'urètre de la souris femelle.
REMARQUE : Une légère résistance peut être ressentie. Poussez doucement vers l'avant ou retirez l'angiocatheter et répétez. Ne forcez pas. Si le cathéter se plie à l'entrée, insérez un fil de guidage stérile (voir 7.2.2) à mi-chemin dans le cathéter pour assurer la stabilité. - Insérez entièrement le fil de guidage droit fixe de 0,025 po 1 mm après l'extrémité de l'angiocatheter.
REMARQUE : Le fil est marqué de ruban adhésif avant la procédure pour indiquer le point d'arrêt de 1 mm et assurer la consistance. - Maintenez la goupille monopolaire au fil de guidage pendant 1 s permettant l'irritation électrique de la muqueuse de réservoir souple.
- Fixez un angiocatheter stérile frais à 1 cc de seringue luer-lok et dessinez 200 l de cellules collectées à partir de l'étape 6.9.
REMARQUE : Au moins 100 L sont perdus de l'angiocatheter à la seringue. Compenser le volume de perte lors du calcul du volume de suspension cellulaire nécessaire. - Retirez le fil de guidage et l'angiocatheter de l'urètre de souris. Insérer l'angiocatheter avec la seringue des cellules attachées dans l'urètre.
REMARQUE : L'avancement devrait être plus facile qu'auparavant. - Inculquez 50 l de cellules à la vessie de souris. Attendez quelques secondes avant d'enlever l'angiocatheter pour permettre aux cellules d'adhérer à la paroi de la vessie.
REMARQUE : Les cellules restent dans la vessie et se développent en tumeur primaire.
- Mettre en place une machine d'électrocautérisation monopolaire et mis à une puissance de 4 W. Lubricate un angiocatheter stérile 24 G avec de la gelée lubrifiante et insérer à travers l'urètre de la souris femelle.
- Retirer la souris du cône nasal isoflurane et de la garniture de mise à la terre. Observez la souris pendant 1 h suivant la procédure. Recherchez les signes de détresse, c'est-à-d. le dos voûté, la respiration laborieuse, etc.
8. Modèle de souris CRC
- Anesthésiez la souris NOD/SCID mâle de six à huit semaines avec l'isoflurane (2,5 % en oxygène à 100 %, 1 L/min) dans la chambre d'induction. Confirmer la sédation avec une pincée d'orteil.
- Placez la souris anesthésié en position de supine sous un microscope disséquant, en veillant à fixer leur museau à un nez isoflurane et à fixer leurs membres avant avec du ruban adhésif pour la stabilité.
REMARQUE : Les loupes peuvent être utilisées au lieu d'un microscope disséquant. Un petit objet peut être utilisé pour améliorer la visibilité et l'angle lorsqu'il est placé sous la base de la queue, élevant l'anus. Typiquement, de petites sections de gaze sont roulées dans une forme de cylindre de 1 pouce de diamètre. - Dilate le canal anal avec les forceps à pointe émoussée lubrifiés courbés pour exposer la muqueuse anale et rectale distale. Enlever les excréments.
- Utilisez une aiguille stérile amovible de 30 G sur une seringue en verre de 50 l pour injecter 10 L de cellules tumorales et HK (à partir de l'étape 6.9) dans le submucosa rectal réctal distal de 1 à 2 mm au-dessus du canal anal. Le belvéd'aiguille doit être recouvert de muqueuse. Veillez à ne pas passer dans la cavité pelvienne.
- Retirer la souris du cône nasal isoflurane. Observez la souris pendant 1 h suivant la procédure. Recherchez les signes de détresse, c'est-à-d. le dos voûté, la respiration laborieuse, etc.
9. Imagerie bioluminescente
- Surveiller la tumeur primaire, le foie, et le fardeau métastatique de poumon hebdomadaire utilisant un système de formation image bioluminescente pour l'activité de luciferase.
- Obtenir une souris de l'expérience UCC ou CRC et peser. Injecter 150 mg/kg de luciferinparion par voie intrapéritoyonne et attendre 5 min pour que le substrat circule dans le corps de la souris.
- Anesthésiez la souris avec 2,5% d'isoflurane à 100% d'oxygène, 1 L/min dans la chambre d'induction.
- Placez la souris dans la machine d'imagerie BLI avec le nez fixé dans le cône de nez. Lorsque vous exposez pour l'image, assurez-vous que la zone d'intérêt est face à la caméra. Pour l'injection d'UCC et de CRC, le côté ventral doit faire face à la caméra pour chaque image. Souris d'image en position de supine.
10. Récolte d'organes et de tumeurs
- Lorsque l'éclat de luminescence tumorale primaire atteint 1 x 1011 photons ou si les souris présentent des signes de détresse (c.-à-d. perte de poids, dos voûté, respiration dure/travaillée, etc.), euthanasiez les souris par inhalation de CO2 (comme à l'étape 5.2.1) après la luciférine l'injection et l'imagerie du corps entier.
- Enlever le foie et les poumons, placer dans un plat de Pétri et l'image pour identifier les métastases. Enlever la tumeur, peser et l'image. Fixer les organes et la tumeur dans la formaline tamponnée neutre de 10% pendant 48 h à la température ambiante.
REMARQUE : Nettoyez/essuyez les ciseaux et les forceps entre chaque organe pour éviter le transfert de tissu.
11. Évaluation histologique
- Intégrez les tissus fixes de formaline dans la paraffine et coupez les tissus à une épaisseur de 5 m sur un microtome pour la coloration de l'hématoxylin et de l'éosine (H et E) et de l'immunohistochemical (IHC).
REMARQUE : Toutes les taches de H et E des glissières de paraffine ont été faites dans le laboratoire de pathologie du système de santé d'Ochsner, et toutes les taches de CiSCH dans cet article ont été exécutées dans un laboratoire de recherche du système de santé d'Ochsner après la récupération d'antigène à haute température utilisant Ki67 et Cytokeratin 20 anticorps, suivi s'il y a des anticorps secondaires biotinylated et des complexes avidin-biotine-peroxidase selon les instructions du fabricant13,17.
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Representative Results
Dans le modèle UCC PDOX, les cellules BlCaPt15 ou BlCaPt37 des patients de l'UCC ont été inculquées intra-vesically (IB) en présence de cellules HK dans la vessie femelle de souris NOD/SCID (figure 1A). Vingt-cinq sur trente (83,3 %) les animaux ont produit des tumeurs primaires et ont montré la croissance primaire dépendante de tumeur de temps basée sur BLI hebdomadaire (figure 1B, C et tableau 1). De même, dans le modèle CRC PDOX, 31 sur 32 (96,9 %) les souris ont augmenté la tumeur primaire quand intra-rectally (IR) injecté avec les patients' CoCaPt155 ou CoCaPt302 cellules plus les cellules de HK (figure 1D-F et tableau 1). Selon la tumeur patiente, la croissance de tumeur de souris a eu une période différente de latence, qui reflète la différence dans les caractéristiques cliniques du patient (figure 1C,F).
Dans les modèles d'IB et d'IR, l'injection de cellules de tumeur a non seulement produit les tumeurs primaires orthotopiques (figure 2A,B,flèches bleues), mais beaucoup de souris examinées ont également développé des métastases de foie et/ou de poumon. Dans 10 sur 30 (33,3%) et 17 sur 32 (53,1 %) les souris inculquées avec des cellules d'UCC et des cellules de CRC avec des cellules de HK, respectivement, nous avons détecté la métaste éloignée d'organe par l'intermédiaire ex vivo BLI (figure 2A,B et tableau1).
Pour confirmer la morphologie semblable de tissu, la coloration de H et E et d'IHC ont été exécutées comparant des xénogreffes et des tumeurs primaires de patient. L'histopathologie du carcinome patient de réservoir souple a été maintenue dans les xénogreffes de BlCaPt15 et de BlCaPt37 (figure 3A). Les résultats montrent la tumeur de xénogreffe correspondant au modèle de croissance invasif de muscle des tumeurs primaires des patients. L'anticorps spécifique au marqueur de prolifération cellulaire humain Ki67 a été utilisé dans le CSI. La coloration nucléaire positive de Ki67 indique des cellules de tumeur humaines fortement proliérantes et à croissance rapide. Les résultats de coloration des xénogreffes étaient semblables à ceux des biopsies chirurgicales originales. De même, dans le modèle ir, la coloration de H et E indique la similitude de l'architecture entre les xénogreffes et les tumeurs patientes de CoCaPt155 et CoCaPt302. IHC utilisant l'anticorps contre la cytokératine 20 a également montré le modèle semblable de croissance de tumeur dans les deux modèles de PDOX (figure 3B). Ainsi, notre modèle de PDOX a récapitulé la progression clinique clinique de patient d'UCC et de CRC.
Figure 1 : Modèles de souris orthopiques UCC et CRC. (A-C) Instillation intravésicule (IB) des cellules UCC dans la vessie de souris13. (Aa) Un angiocatheter a été inséré dans la vessie d'une souris femelle de NOD/SCID et un choc d'électrocautérisation a été appliqué à la paroi de réservoir souple par l'intermédiaire d'un fil de guidage. (Ab) Luciferase étiqueté cellules tumorales UCC, BlCaPt15 (2 x 104 cellules), ou BlCaPt37 (5 x 105 cellules) avec l'ajout de 3 x 105 cellules Stromal HK LN, ont été instillés dans la vessie de souris NOD / SCID à travers l'angiocatheter. (D-F) Injection intra-rectale (IR) des cellules du CRC dans la couche de tissu submucosal du rectum de souris17. (D) Le canal anal a été dilaté avec des forceps à pointe émoussée lubrifiés pour permettre l'accès à la muqueuse anale et rectale distale et une aiguille de 30 G a été insérée dans le submucosa rectal réctifère distal 1-2 mm au-dessus du canal anal jusqu'à ce que le bevel ait été couvert avant l'injection a lieu. Luciferase étiqueté cellules tumorales CRC, CoCaPt155 (5 x 105 cellules), ou CoCaPt302 (1 x 104 cellules) avec l'ajout de 3 x 105 cellules HK ont été injectés. La charge de tumeur a été surveillée et quantifiée par l'intermédiaire de la formation image bioluminescente (BLI ; B et E). La croissance tumorale des cellules uucc ou CRC étiquetées de luciferase a été surveillée kinétiquement par l'intermédiaire de BLI et analysée utilisant le logiciel d'analyse d'image (C et F). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Les modèles PDOX produisent des métastases spontanées d'organes éloignés. Souris représentatives (panneaux supérieurs) des mêmes expériences que dans la figure 1, par exemple, inculquées intra-vesiquement avec des cellules tumorales d'UCC étiquetées par luciferase, des cellules blCaPt15 ou BlCaPt37 avec des cellules de HK ( A ) ou intra-rectally avec la tumeur de CRC étiquetée luciferased, les cellules de BlCaPt15 ou de BlCaPt37 avec des cellules de HK ( A ) ou intra-rectally avec la tumeur de CRC marquée luciferased, les cellules de BlCaPt15 ou de BlCaPt37 avec des cellules de HK ( A ) ou intra-rectally avec la tumeur de CRC marquée luciferased, les cellules de BlCaPt15 ou de BlCaPt37 avec des cellules de HK (A) ou intra-rectally avec la tumeur de CRC marquée luciferased, les cellules de BlCaPt15 ou de BlCaPt cellules, CoCaPt155 ou CoCaPt302 cellules avec des cellules HK (B) sont montrés. Les flèches jaunes indiquent la vessie de souris (A). Les photos prises au moment du sacrifice indiquent la formation de tumeurs orthotopiques (flèches bleues). Le foie, le poumon, et la tumeur (panneaux moyens) rassemblés à l'autopsie et leur BLI ex vivo (panneaux inférieurs) ont montré le foie de souris et la métaste de poumon aussi bien que la tumeur avec l'activité de luciferase. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Les tumeurs de Xénogreffe ressemblent aux tumeurs de préimplantation patiente. Le tissu tumoral incorporé de paraffine de tumeur patient ou les tumeurs rassemblées des souris dans les mêmes expériences que dans la figure 1 ont été sectionnés et souillés par H et E (A et B) ou IHC avec des anticorps contre le Ki67 humain (A) ou cytokatin 20 (CK20; B). La couleur brune indique une coloration positive. La coloration de H et E montre des nids de tumeur disséquant dans les faisceaux lisses de muscle (A). Des photographies ont été prises à l'aide d'un microscope décongestionnant numérique et analysées à l'aide d'un logiciel d'analyse d'images. Barres d'échelle : 100 m. Toutes les images ont été prises dans un grossissement original de 200 degrés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Implant tumoral (%) | Métastes pulmonaires/hépatiques (%) | Mortalité (%) | |
| UCC, n-30 | 83,3 | 33,3 | 0 (en) |
| CRC, n-32 | 96,9 | 53,1 Annonces | 0 (en) |
Tableau 1 : Résumé de la formation tumorale, des métastes et de la mortalité dans les modèles IB et IR.
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Discussion
La maladie métastatique est responsable de la plupart des décès des patients atteints de cancer. Dans les essais thérapeutiques précliniques, il est crucial d'établir des modèles de souris qui imitent le plus étroitement la croissance humaine de tumeur avec les métastases lointaines spontanées d'organe. L'utilisation de modèles murins avec des cellules cancéreuses dérivées de tumeurs du patient implanté (xénogreffes) permet une meilleure compréhension de la biologie tumorale et des biomarqueurs prédictifs ainsi que des tests et des prédictions des effets antinéoplastiques des nouvelles thérapies18. De nombreux modèles ont été utilisés pour montrer les métastases UCC et CRC dans des expériences murines, telles que des injections intraveineuses de veine de queue montrant la capacité de produire la maladie pulmonaire19 ou l'implantation sous-cutanée des cellules tumorales ou des fragments de tumeur dans le flanc pour croissance localisée de tumeur20,21. Un laboratoire a précédemment rapporté un modèle de murine de cancer de la vessie en utilisant des traitements d'acide chlorhydrique pour favoriser avec succès l'utilisation de tumeur22. Bien que ces méthodes produisent une croissance locale fiable et peuvent démontrer certaines activités métastatiques, elles ne ressemblent pas spécifiquement au cours naturel du cancer développé chez l'homme et n'utilisent pas le mécanisme métastatique observé chez les patients18, 23. D'autres modèles de murine ont été rapportés pour imiter la croissance de tumeur en injectant des cellules de tumeur directement dans des organes tels que le foie ou le mésentéro, mais ils ont porté des risques de fuite de cellules de tumeur et n'ont pas produit des métastases significatives.
Nous avons précédemment démontré la corrélation entre le contenu de cellules cancéreuses dans la tumeur primaire et la participation de LN24 et le rôle de l'interaction stromal de cellules de cancer/LN au cours de la progression primaire de tumeur à la maladie métastatique10 , 12 Ans, états-unis , 17. En intégrant nos travaux antérieurs sur l'influence du microenvironnement stromal LN dans la progression métastatique, nous avons établi des modèles orthotopiques (en particulier les modèles PDOX) qui imitent le cours naturel de la diffusion métastatique, sont techniquement reproductible, préserver l'hétérogénéité des tumeurs patientes originales, et générer la tumeur primaire cohérente et les résultats métastatiques12,13,17. L'utilisation des effets tumoraux du microenvironnement stromal LN est important parce qu'il fournit un microenvironnement tumoral similaire dans l'UCC humain et le CRC, développe toutes les étapes de la cascade métastatique, réduit le nombre de cellules cancéreuses nécessaires dans le modèle de souris qui minimise le nombre de passages de xénogreffe, et a comme conséquence un modèle fiable qui imite étroitement la croissance de tumeur et les métastases chez l'homme.
Nous avons établi une méthode unique d'électrostimulation de l'IB en utilisant la co-instillation des cellules HK qui produit un modèle fiable pour le développement de MIUCC. Notre modèle imite le cours naturel de la progression d'UCC par l'implantation de tumeur commençant dans la muqueuse, menant dans le muscle, puis métasassant aux poumons13.
Nos résultats montrent également que le modèle IR est sûr, reproductible et réussi. Le modèle orthotopic de souris de CRC comporte la croissance primaire de tumeur et la métaste lointaine spontanée12,17. La procédure IR est rapide, facile à apprendre, techniquement facile à exécuter, et pas trop stressant sur les animaux. Les groupes de l'IB et de l'IR ont eu une mortalité nulle (tableau 1) dans la période postopératoire précédant la mesure finale du BLI. Cependant, la technique nécessite de la pratique. Si l'injection intrarectale est réussie, il devrait y avoir une « bulle » visible qui se forme lorsque le liquide est introduit dans le sous-mucosa rectal et entraînera une croissance tumorale primaire qui deviendra éventuellement palpable comme le montre la figure 1. Si la tumeur a été injectée trop profondément dans la cavité pelvienne, elle sera non attachée au tractus côlorectal et se développera très grande pour remplir le bassin, causant parfois l'obstruction. Si l'injection est trop peu profonde ou n'entre pas du tout dans la couche submucosal rectale, elle s'échappera, ce qui entraînera une réduction ou l'absence de charge tumorale primaire.
Nous avons établi des modèles PDOX uniques et reproductibles pour les hG-UCC et CRC humains. Ces modèles permettent la formation de tumeurs et les métastes. Nous pouvons maintenant utiliser ces modèles comme méthode primaire pour continuer à étudier le microenvironnement stromal LN et son interaction avec les tumeurs primaires des patients. Ces modèles nous permettront également d'étudier des thérapies qui interfèrent avec les effets pro-tumorigenic du LNSC sur la tumeur primaire. Avec ces modèles, l'essai de nouveaux médicaments thérapeutiques peut être exécuté efficacement et de manière cliniquement-mimétique.
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Disclosures
Cette étude a été partiellement soutenue par la Subvention Ochsner Translational Medicine Research Initiative 2014. Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Brian Reuter, Danielle Bertoni, Peter Miller et Shannon McChesney qui ont aidé à lancer ces études pour leur excellent soutien technique. Les auteurs remercient également Heather Green Matrana, Margaret Variano, Sunil Talwar et Maria Latsis pour leur aide dans le consentement des patients et la fourniture de spécimens tumoraux.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Avidin-biotin-peroxidase | Vector Labs Inc | PK-6100 | |
| Biotinylated secondary antibody | Vector Labs Inc | BA-1000 | |
| Collagenase IV (1.5 mg/mL) | Worthington Biochemical Corporation | LS004189 | |
| Deoxyribonuclease I (0.1 mg/mL) | Sigma | D4263 | |
| D-Luciferin (150 mg/kg) | Perkin Elmer | 122796 | |
| Formalin (10% neutral buffered) | Leica | 46129 | |
| glutamine (2 nM) | Fisher Scientific | 35050061 | |
| Hair Removal Cream | Church & Dwight Co., Inc | 1 (800) 248-8820 | |
| Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) | Fisher Scientific | SH30016.02 | |
| Hyaluronidase (20 mg/mL) | Sigma | H3884 | |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 108333 | |
| Luc/RFP-lentivirus | From our collaborators. See reference 13: Gills, J. et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729, doi:10.18632/oncotarget.26024 (2018). | ||
| McCoy’s medium | Life Technologies | 110862 | |
| penicillin/streptomycin 100 mL (100 U/mL) | Fisher Scientific | 15140-122 | |
| RPMI-1640 Medium | American Type Culture Collection | 110636 | |
| Trypan Blue | Sigma | T6146 | |
| Trypsin/EDTA | Life Technologies | 15400-054 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Gas | |||
| 100% Oxygen | Airgas Inc | OX USP200 | |
| 100% CO2 | Airgas Inc | CD USPE | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Mice | |||
| 6-8 week old NOD/SCID Mice (male) | Jackson Lab | 001303 | |
| 6-8 week old NOD/SCID Mice (female) | Jackson Lab | 001303 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Immunohistochemistry | |||
| Hematoxylin | Sigma | GHS232 | |
| Ki-67 Rabbit Monoclonal Antibody | Thermo Scientific | RM-9106-S | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tools | |||
| 40 µm cell strainer | Fisher Scientific | 08-771-1 | |
| 100 µm cell strainer | Fisher Scientific | 08-771-19 | |
| 15 mL Conical Tube | Sarstedt | 11799 | |
| 50 mL Conical tube | Sarstedt | 15762 | |
| 150 mm Tissue Culture Dish | USA Scientific Inc | CC7682-3614 | |
| 96 Well plate | USA Scientific Inc | CC7682-7596 | |
| Forceps | Symmetry Surgical Inc | 06-0011 | |
| Surgical scissors | Symmetry Surgical Inc | 02-2011 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| 5% CO2 humidified incubator | Thermo Scientific | 3110 | |
| Bioluminescent (BLI) Imaging Machine | Perkin Elmer | CLS136334 | |
| BLI Imaging Machine Software | Perkin Elmer | CLS136334 | |
| Centrifuge | Beckman | 366830 | |
| Deconvoluting Microscope | Intelligent Imaging Innovations | Marianas | |
| Deconvoluting Microscope Imaging Software | Intelligent Imaging Innovations | +1 (303) 607-9429 x1 | |
| Digital caliper | Fowler Tools and Instruments | 54-115-330 | |
| Dissecting microscope | Precision Instruments LLC | (504) 228-0076 | |
| Electrosurgical generator | ValleyLab | FORCE1C20 | |
| Isoflurane Induction Chamber | Perkin Elmer | 119038 | |
| Microtome | American Optical Corporation | 829 | |
| Pipet Aid | Fisher Healthcare | 13-681-15E | |
| Serological pipet (10 mL) | Sarstedt | 86.1254.001 |
References
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