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Neuroscience

Chirurgia del nervo facciale nel modello di ratto per studiare l'inibizione assonale e la rigenerazione

Published: May 5, 2020 doi: 10.3791/59224

Summary

Questo protocollo descrive un approccio riproducibile alla chirurgia del nervo facciale nel modello del ratto, comprese le descrizioni di vari modelli inducibili di lesioni.

Abstract

Questo protocollo descrive metodi coerenti e riproducibili per studiare la rigenerazione assonale e l'inibizione in un modello di lesione del nervo facciale del ratto. Il nervo facciale può essere manipolato lungo tutta la sua lunghezza, dal suo segmento intracranico al suo corso extratemporale. Ci sono tre tipi principali di lesioni nervose utilizzati per lo studio sperimentale delle proprietà rigenerative: schiacciamento del nervo, transezione e divario nervoso. La gamma di possibili interventi è vasta, compresa la manipolazione chirurgica del nervo, la consegna di reagenti neuroattivi o cellule, e manipolazioni centrali o dell'organo finale. I vantaggi di questo modello per lo studio della rigenerazione dei nervi includono semplicità, riproducibilità, coerenza interspecie, tassi di sopravvivenza affidabili del ratto e un aumento delle dimensioni anatomiche rispetto ai modelli murini. I suoi limiti riguardano una manipolazione genetica più limitata rispetto al modello murino e la capacità rigenerativa superlativa del ratto, in modo che lo scienziato del nervo facciale debba valutare attentamente i punti di tempo per il recupero e se tradurre i risultati in animali e studi umani superiori. Il modello di ratto per la lesione del nervo facciale consente parametri funzionali, elettrofisiologici e itomorfometrici per l'interpretazione e il confronto della rigenerazione del nervo. Vanta quindi un enorme potenziale per promuovere la comprensione e il trattamento delle conseguenze devastanti delle lesioni nervose facciali nei pazienti umani.

Introduction

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Lesione del nervo cranico nella regione della testa e del collo possono essere secondarie a eziologia congenita, infettiva, idiopatica, iatrogena, traumatica, neurologica, oncologica o sistemica1. Nervo cranico VII, o il nervo facciale, è comunemente influenzato. L'incidenza della disfunzione del nervo facciale può essere significativa, in quanto colpisce 20 a 30 per 100.000 persone ogni anno2. I principali rami motori del nervo facciale sono i rami temporali, zigomatici, buccali, marginali e cervicali; a seconda del ramo coinvolto, le conseguenze possono includere incompetenza orale o sbavamento, secchezza corneale, ostruzione del campo visivo secondario alla ptosi, disartria, o asimmetria facciale2,3. La morbilità a lungo termine comprende il fenomeno della sicinesi, o movimento involontario di un gruppo muscolare facciale, con tentata contrazione volontaria di un gruppo muscolare facciale distinto. La sicinesi oculare-orale è la più comune della rigenerazione aberrante come sequela di lesioni facciali e provoca compromissione funzionale, imbarazzo, diminuzione dell'autostima e scarsa qualità della vita3. La lesione ai singoli rami determina le funzioni che vengono compromesse in modo selettivo.

Il trattamento clinico della lesione del nervo facciale non è ben standardizzato e ha bisogno di ulteriori ricerche per migliorare i risultati. Gli steroidi possono alleviare il gonfiore nervoso facciale acuto, mentre Botox è utile per temporizzare i movimenti sinanici; ma, le principali opzioni ricostruttive nell'armamentario del terapeuta comportano l'intervento chirurgico attraverso la riparazione del nervo, la sostituzione o la rianimazione3,4,5,6.6 A seconda del tipo di lesione del nervo facciale sostenuta, il chirurgo nervoso facciale può utilizzare una serie di opzioni. Per la transezione semplice, la reanastomosi nervosa è utile mentre la riparazione dell'innesto via cavo è più adatta per un difetto del nervo; per un ripristino della funzione, il chirurgo può scegliere procedure di rianimazione facciale statiche o dinamiche. In molti casi di lesioni nervose facciali e successiva riparazione, anche nelle mani di esperti chirurghi nervosi facciali, il miglior risultato si traduce ancora in asimmetria facciale persistente e compromesso funzionale7.

Questi risultati non ottimali hanno stimolato un'ampia ricerca sulla rigenerazione dei nervi facciali. Ampi argomenti di interesse includono il perfezionamento e l'innovazione delle tecniche di riparazione dei nervi, la determinazione dell'effetto di vari fattori di rigenerazione dei nervi e la valutazione del potenziale di specifici inibitori neurali per aiutare a combattere l'esito a lungo termine della sinocinesi8,9,10,11. Mentre i modelli in vitro possono essere utilizzati per valutare alcune caratteristiche dei fattori pro-crescita o inibitori, la vera ricerca traslazionale su questo argomento è meglio realizzata tramite modelli animali traducibili.

La decisione di quale modello animale utilizzare può essere difficile, in quanto i ricercatori hanno utilizzato sia animali di grandi dimensioni, come pecore e piccoli modelli animali, cometopi 12,13. Mentre i modelli animali di grandi dimensioni offrono una visualizzazione anatomica ideale, il loro uso richiede attrezzature e personale specializzati non facilmente o facilmente disponibili. Inoltre, potenziare uno studio per dimostrare l'effetto potrebbe essere altamente proibitivo e potenzialmente non nell'ambito fattibile di molti centri scientifici. Così, il modello animale di piccole dimensioni è più frequentemente utilizzato. Il modello di topo può essere utilizzato per valutare una serie di risultati relativi alla chirurgia del nervo facciale; tuttavia, la lunghezza limitata del nervo può limitare la capacità dello scienziato di modellare determinati modelli, come lesioni a grande spazio14.

Così, il prototipo di ratto murine è emerso come il modello di cavallo di battaglia attraverso il quale lo scienziato può eseguire procedure chirurgiche innovative o utilizzare fattori inibitori o pro-crescita e valutare l'effetto su una vasta gamma di parametri di risultato. L'anatomia del nervo facciale del ratto è prevedibile e facilmente avvicinata in modo riproducibile. La sua scala più grande, rispetto al modello del mouse, consente la modellazione di una vasta gamma di difetti chirurgici, che vanno da semplice transection a 5 mm lacune15,16. Questo permette ulteriormente l'applicazione di interventi complessi nel sito difettoso, tra cui il posizionamento topico del fattore, iniezioni intraneurali di fattore, e il posizionamento di isoini o ponti17,18,19,20,21,22,23.

La natura docile del ratto, la sua anatomia affidabile e la sua propensione per una rigenerazione efficace del nervo consentono la raccolta di molte misure esiti in risposta ai suddetti schemi chirurgici di lesioni24. Attraverso il modello di ratto, lo scienziato nervoso facciale è in grado di valutare le risposte elettrofisiologiche a lesioni, esiti istologici nervosi e muscolari tramite immunostochimica, esiti funzionali attraverso il monitoraggio del movimento del pad vibrissale e la valutazione della chiusura degli occhi, e micro- cambiamenti macro-scopici attraverso microorescente o microscopia confocale, tra gli altri11, 22,29,,23,23,25,26,28.28 Così, il seguente protocollo illustrerà un approccio chirurgico al nervo facciale del ratto e agli schemi di lesione che possono essere indotti.

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Protocol

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Tutti gli interventi sono stati eseguiti in stretta conformità con le linee guida dei National Institutes of Health (NIH). Il protocollo sperimentale è stato approvato dal Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) dell'Università del Michigan prima dell'implementazione. Sono stati utilizzati ratti Sprague-Dawley di dieci settimane.

1. Prima del giorno operativo

  1. Garantire uno stock adeguato di strumenti chirurgici sterilizzati, farmaci analgesici, farmaci anestetici e ossigeno prima della giornata operativa. Vedere La Tabella dei Materiali per un elenco completo.

2. Configurazione preoperatoria

  1. Garantire uno spazio di lavoro adeguato, compreso lo spazio per almeno due individui (il chirurgo e un assistente).
    NOTA: è necessario un tavolo operatorio dedicato, spazio per la configurazione della macchina per anestesia e spazio di archiviazione adeguato per le forniture sterilizzate e di backup.
  2. Calibrare un microscopio operativo per l'uso durante le procedure. Assicurarsi che il chirurgo abbia la capacità di regolare le maniglie del microscopio e i pulsanti zoom/focus posizionando una copertura sterilizzata sopra le maniglie /pulsanti
    NOTA: Abbiamo utilizzato un foglio di alluminio sterilizzato sopra le maniglie/pulsanti.

3. Anestesia e preparazione

  1. Posizionare l'animale nella camera di anestesia e indurre l'anestesia generale attraverso l'1,8% di isoflurane e 0,9 l/min di ossigeno.
    1. Confermare un adeguato piano di anestesia attraverso una valutazione della respirazione spontanea e una valutazione della coscienza valutando la risposta di smorfia dell'animale a un pizzico.
  2. Applicare il lubrificante per gli occhi bilateralmente per proteggersi dall'irritazione corneale o secchezza.
  3. Rasare i siti operativi con un rasoio o un clipper automatico.
    1. Stabilire un metodo per l'identificazione del ratto in questo momento, sia tramite un'etichetta dell'orecchio o un'etichetta/marcatura della coda.
  4. Somministrare un'iniezione sottocutanea di 0,05 mg/kg di buprenorphina lungo la schiena dell'animale per la profilassi contro il dolore postoperatorio.

4. Approccio chirurgico e modelli di lesioni

  1. Trasferire l'animale al tavolo operatorio e continuare il flusso di gas tramite un naso cono. Assicurarsi che una piastra di riscaldamento sia posizionata sotto l'animale e il campo sterile per mantenere la temperatura corporea.
  2. Mettere la garza sterilizzata (arrotolata e fissata con nastro adesivo) da utilizzare come rotolo di collo per il ratto; questo fornirà una maggiore esposizione del campo chirurgico. Si noti che il posizionamento appropriato dell'animale è fondamentale per un'efficiente identificazione del nervo e la dissezione.
  3. Preparare la pelle del viso dell'animale per la procedura. Utilizzare clorèxidine o una soluzione a base di iodio per pulire il sito chirurgico 3x, alternandolo al 70% di etanolo, per garantire la disinfezione.
  4. Pianificare e contrassegnare l'incisione chirurgica, se lo si desidera. Manipolare l'orecchio ipsilaterale in una direzione anteriore-posteriore per determinare il ripiegamento naturale della pelle postauricolare.
  5. Modellare un'incisione di 4-5 mm nella piega postauricolare con forbici iris taglienti o una lama numero 15. Questo può essere espanso più avanti nella procedura in base alle esigenze.
  6. Sezionata in modo schiacciante attraverso l'immediata fascia sottocutanea e posiziona un retrattore micro-Weitlaner per migliorare l'esposizione. Si noti che ci possono essere vasi sanguigni di piccolo calibro in questa zona; questi sono meglio evitati ritraendo in modo superiore o inferiore tramite il retrattore Weitlaner.
  7. Identificare il muscolo digastrico anteriore mentre viaggia in una direzione inferiore a superiore verso il suo inserimento lungo la base del cranio.
    1. Diffondere delicatamente attraverso il ventre muscolare lungo il suo punto di inserimento per rivelare il tendine del ventre digastrico anteriore. Si noti che il tendine appare come un processo bianco filmy emanato dal muscolo con un inserimento solido sulla base del cranio.
  8. Dopo l'identificazione del muscolo digastrico anteriore e del suo tendine, regolare il retrattore Weitlaner per ritrarre ulteriormente la pancia muscolare. Si noti che la regione successivamente esposta è lo spazio tridimensionale in cui si trova il tronco principale del nervo facciale.
    NOTA: Questa regione è delimitata in modo superiore e mediale dalla base del cranio, lateralmente dal muscolo digastrico anteriore, posteromediale dal canale uditivo e in modo inferiore dalle strutture del collo, compresa l'arteria temporale superficiale.
  9. Dopo un'adeguata esposizione, identificare il tronco principale del nervo facciale mentre viaggia in modo inferiore da sotto il tendine del muscolo digastrico, dove esce dal forame stilomastoide dalla base del cranio. Si noti che il nervo appare come una corda bianca perla, racchiusa nella fascia marina parotide dell'animale. Prestare attenzione quando espone ulteriormente il nervo, per i seguenti motivi.
    1. Evitare la dissezione aggressiva, o si diffonde perpendicolarmente, per proteggersi da lesioni neuroprassia mediata allungata.
    2. Evitare la dissezione aggressiva posteriormente e medialmente diretta per evitare di violare i tessuti sottili che sovrasserverono il condotto uditivo in quanto ciò potrebbe introdurre la flora dell'orecchio medio nel campo chirurgico.
    3. Evitare di danneggiare l'arteria temporale superficiale attraverso un'ampia dissezione mediale e inferiore. Si noti che una lesione sarà identificata da sangue vivace e pulsatile.
      1. Se l'arteria è ferita, applicare una pressione rapida con un applicatore con punta di cotone o una garza sterile tramite pinze. Gli agenti emostatici o sigillanti di fibrina liquida possono essere collocati in prossimità. Tenete a mente che l'animale può richiedere un'iniezione sottocutanea di 0.9% sterile salina per la stabilizzazione dei fluidi.
  10. Tracciare il tronco principale distay dissipando lungo il nervo in una direzione inferiore, distay dall'uscita del forame stylomastoid.
    1. Estendere l'incisione originale per consentire una piena esposizione del nervo e dei suoi rami. Fare attenzione a evitare una rottura della ghiandola parotide come questo potrebbe provocare sialocele postoperatorio.
  11. Indurre i modelli di lesioni desiderati come segue.
    1. Per una ferita da schiacciamento, utilizzare le pinze del gioielliere dalla superficie liscia per afferrare saldamente il nervo e comprimerlo9. Applicare una pressione costante e riproducibile sul nervo per un periodo di 30 s per garantire un'adeguata lesione da schiacciamento.
    2. Per una semplice transezione, afferrare la fascia sovrastante il nervo, o l'epineurium immediato, con pinze dai denti fini, e utilizzare microscissors taglienti per transetto pulito il nervo nel punto desiderato con un solo taglio. Fare attenzione a evitare l'eccesso di trazione sul nervo con le pinze.
    3. Per un modello di gap nervoso, creare il divario nervoso desiderato utilizzando un metodo simile alla semplice lesione di transezione. Utilizzare l'albero sterilizzato di un applicatore con punta di cotone tagliato al gap nervoso desiderato lunghezza-intraoperatorio per garantire la somiglianza del modello di lesione tra gli animali.

5. Chiusura delle ferite

  1. Irrigare la ferita con sterile salina e asciugarla con garza sterile.
  2. Approssimare i bordi della pelle in modo semplice e subcuticolare con suture assorbibili, o utilizzare colla della pelle o clip della ferita, che sono accettabili anche per la chiusura della ferita. Posizionare un punto sepolto prendendo un morso profondo-superficiale di un bordo della pelle e poi un successivo morso superficiale-profondo del bordo opposto della pelle.

6. Recupero postoperatorio

  1. Somministrare un'iniezione sottocutanea di analgesico antinfiammatorio non steroideo (ad esempio 0,05 mg/kg di buprenorfina e 0,5 mg /kg di Carprofen) per il controllo del dolore postoperatorio. Posizionare l'iniezione lungo la schiena dell'animale.
  2. Cessare la somministrazione dell'agente anestetico e consentire all'animale di inalare ossigeno per un ulteriore 1 min.
  3. Mettere l'animale in una scaldatto (tramite una lampada termica), gabbia asettica priva di materiale da letto per evitare l'ingestione accidentale. Si noti che l'animale in genere dimostra segni di recupero entro 1-2 min e può apparire disorientato, con un recupero ritardato della funzione della gamba posteriore.
  4. Riportare gli animali nelle loro gabbie nell'unità abitativa appropriata e somministrare analgesici postoperatori nei giorni #1 per garantire una continua profilassi contro il dolore.
  5. Monitorare gli animali 2 volte al giorno per valutare i segni di malnutrizione, irritazione corneale o infezione del sito chirurgico, e mantenere i registri chirurgici appropriati.
    1. Amministrare 0.9% sterile salina in modo sottocutaneo se c'è una significativa perdita di peso.
    2. Applicare l'unguento oculare lubrificante ogni giorno fino a quando il riflesso del battito di ciglia dell'animale è ristabilito.

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Representative Results

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Dopo la procedura chirurgica iniziale, ci sono due tipi principali di misure di esito: misurazioni seriali nell'animale vivo e misurazioni che richiedono il sacrificio dell'animale. Esempi di misurazioni seriali includono saggi elettrofisiologici, come una misura potenziale di azione muscolare composta30, valutazioni del movimento del muscolo facciale tramite laser-assistito o videografia significa9, o anche ripetitivo imaging dal vivo di ricrescita del nervo facciale in animali transgenici fluorescenti31,32. La figura 1 illustra l'imaging dal vivo del tronco principale del nervo facciale in un ratto transgenico Thy1-GFP adulto. È stata eseguita una lesione di schiacciamento sul ramo mandibolare marginale, distale di circa 2-3 mm fino al punto di diramazione del primo pes. Utilizzando il software di imaging MetaMorph, siamo stati in grado di quantificare l'intensità fluorescente in qualsiasi punto lungo il corso del nervo facciale. In particolare, è possibile quantificare la prossicità della fluorescenza e la dissoluzione in un sito di lesioni, valutando in modo seriale il ritorno della fluorescenza come indicatore per la rigenerazione dei nervi. La figura 2 illustra il graduale ritorno della fluorescenza (misurato come rapporto tra fluorescenza distale e fluorescenza prossimale attraverso un semplice sito di transezione) nei punti temporali di 1, 2, 3 e 4 settimane nel ratto Thy1-GFP.

L'analisi istomormortrametrica del nervo corretto o muscolare richiede di sacrificare l'animale dopo un periodo di tempo predeterminato per dimostrare l'effetto desiderato tra i gruppi. Figura 3 illustra le immagini trasversali della divisione mandibolare marginale. Questa tecnica richiede un'attenta manipolazione del tessuto, stoccaggio, preparazione, sezionamento e colorazione per consentire un'analisi istomorfometrica tra vari gruppi. Se eseguita in modo appropriato, questa tecnica consente la quantificazione del diametro assonale, la quantità di detriti, la fibra nervosa, la percentuale di misurazioni nervose e di densità.

Figure 1
Figura 1: Anatomia del nervo facciale dimostrata nel ratto Thy1-GFP 1 settimana dopo una lesione di schiacciamento al nervo mandibolare marginale. Il luogo della lesione di schiacciamento è dimostrato dalla freccia bianca. Sezioni del nervo sono etichettate come rami MT (tronco principale), B (buccal) e MM (mandibolare marginale). La barra della scala rappresenta 1,5 mm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Quantificazione del ritorno della fluorescenza come rapporto dell'intensità fluorescente del sito immediatamente distale alla lesione di transezione oltre l'intensità del sito prossima alla lesione transezione. Furono studiati quattro animali e fu modellata una ferita da schiacciamento. Il grafico viene tracciato come proporzione media, ovvero errore standard della media. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Sezione assiale del ramo mandibolare marginale del nervo facciale a seguito di macchie di blu toluidine. La barra della scala rappresenta 100 m. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

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Il modello di lesione del nervo facciale del ratto è emerso come il sistema più versatile per la valutazione di fattori neurotrofici grazie alla sua accessibilità chirurgica, al modello di ramificazione e al significato fisiologico27,29,33,34,35,36. La combinazione di dimostrazione video e applicazione di dati sugli animali transgenici apre nuove possibilità per lo studio scientifico dei fenomeni rigenerativi nervosi. Questo modello consente la caratterizzazione sistematica e dettagliata della risposta neurale al trauma, influenze neurotrofiche, influenze immunomodulatori e altri aspetti del microambiente. Anche se l'obiettivo primario dello studio clinico del nervo facciale si riferisce al recupero della funzione del motoneurone, il modello può anche essere utilizzato per comprendere meglio gli eventi alla giunzione neuromuscolare, le sfumature del trasporto assonale e l'interazione di influenze assonali27,36,37,38,39,40,41,42,43,44. Lo studio meccanicistico che usa il nervo facciale ha paradossalmente portato a importanti intuizioni relative all'infiammazione centrale e alle malattie neurodegenerative, come il morbo di Alzheimer e il morbo di Parkinson45,46,47. Lì, le implicazioni mediche del lavoro svolto in questo modello hanno notevoli implicazioni per una migliore comprensione e, infine, per migliorare l'assistenza clinica per i pazienti affetti da disturbi periferici e del sistema nervoso centrale che interessano sia le cellule di supporto che i tessuti neuronali.

C'è una curva di apprendimento iniziale con l'esecuzione di chirurgia del nervo facciale nel modello di ratto. Anche se non è necessario che lo scienziato sia addestrato chirurgicamente, dovrebbe essere a suo agio lavorando al di sotto di un microscopio operativo e utilizzando la visione binoculare. Lo scienziato dovrebbe inoltre essere a suo agio a lavorare con la mano non dominante, in quanto la regolazione della retrazione con il retrattore Weitlaner nella mano contralaterale può migliorare significativamente la visualizzazione. Ciò è particolarmente vero per identificare il tronco principale del nervo facciale, in quanto è possibile per il chirurgo alle prime armi perdere punti di riferimento e diventare disorientato nello spazio tridimensionale in cui il nervo esce dalla base del cranio. Tuttavia, una volta acquisita l'esperienza e il chirurgo è costantemente in grado di identificare il tendine del muscolo digastrico, allora le procedure sono abbastanza semplici. Dove la procedura- una semplice transezione del nervo-potrebbe richiedere fino a 30 min quando lo scienziato sta inizialmente imparando, nelle mani di un chirurgo esperto, può essere conveniente come 5 min dall'incisione alla chiusura della ferita. Con un assistente esperto che gestisce la preparazione e l'anestesia degli animali, nonché il rifornimento come necessario, è possibile operare su diversi animali in un'unica seduta. Se vengono eseguite complesse manovre intraoperatorie, come un'iniezione intraneurale stereotassica, il tempo necessario aumenterà.

Questo gruppo ha esperienza di lavoro con i ratti adulti Lewis e Sprague-Dawley e il ratto adulto Thy1-GFP. Questi modelli hanno dimostrato un'impressionante resilienza, sia intraoperatoria che postoperatoria. Sarebbe prudente lasciare il tempo per l'acclimatamento dell'animale (tipicamente 1 settimana) se ordinato da una struttura separata come richiesto dalla Guida NIH per la cura e l'uso di animali da laboratorio, in quanto operare troppo presto dopo un trasferimento potrebbe provocare uno stress eccessivo e una cattiva salute postoperatoria. Con lesioni nervose facciali unilaterali, il ratto non mostra segni spiacevoli di malnutrizione o irritazione corneale postoperatoria. Inoltre, tollerano periodi ripetitivi di anestesia abbastanza bene48, come i protocolli precedenti hanno richiesto analisi elettrofisiologiche seriali del ritorno della funzione baffi fino al sacrificio finale. Anche se gli operatori dovrebbero tentare di mantenere la sterilità intraoperatoria al meglio delle loro capacità, non abbiamo notato infezioni postoperatorie con nessuno degli animali operati. A volte, l'animale tenterà di graffiare al loro sito di incisione; tuttavia, in genere ritorna allo stato di base con ricrescita dei capelli entro 1-2 settimane postoperatori. Se la ghiandola parotide viene ferita o inavvertitamente rimossa, ne risulterà un polocele, che può richiedere l'anestesia ripetuta per il drenaggio.

È possibile apportare modifiche alla posizione della lesione, al tipo di lesione o all'intervento. Le lesioni possono essere indotte in qualsiasi punto del corso del nervo facciale, dalla transnsezione del nervo facciale intracranico alla lesione al tronco principale o a uno dei suoi rami periferici49. Gli ampi modelli di lesione includono lesioni da schiacciamento, semplice transezione con o senza riparazione, e gap-difetti con o senza riparazione o ponte11. La gamma di possibili interventi è esaustiva. In breve, l'intervento può essere intrapreso a livello del nervo corretto17, nel sito della lesione23, o al muscoloso end-organ50. L'elenco dei possibili parametri del risultato è ugualmente lungo. I parametri istomorfometrici del cavallo di lavoro includono la quantificazione assiale del conteggio del nervo, la densità nervosa e la percentuale di nervo, tra gli altri. Ulteriori misure includono analisi istologiche di sezioni longitudinali per illustrare l'entità della rigenerazione e la quantificazione della giunzione neuromuscolare per dimostrare il reinnervation della muscolatura facciale bersaglio51. Nuovi metodi di valutazione dei risultati continuano a essere sviluppati22. Ad esempio, Hadlock e altri hanno dimostrato un metodo complesso per valutare la contrattura di zone facciali indipendenti tramite reazioni indotte da odori o sbuffi; questo ha un potenziale per la valutazione e l'eventuale trattamento della rigenerazione sinciestetica fastidiosa11.

Come con qualsiasi modello animale, ci sono limitazioni nella traduzione dei risultati ai pazienti umani. I modelli di topo e ratto esibiscono entrambi il potenziale rigenerativo superiore inerente al sistema nervoso dei roditori; questa proprietà permette al roditore di dimostrare risultati rigenerativi che non potrebbero essere raggiunti negli esseri umani e negli animali superiori24. Pertanto, lo scienziato del nervo facciale deve selezionare attentamente i punti di tempo appropriati per la valutazione della rigenerazione e del recupero dei nervi; se viene selezionato un time-point prolungato, la stretta finestra di opportunità in cui i gruppi sperimentali possono affidabile dimostrare l'effetto del loro intervento unico può essere perso24.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

S.A.A. è finanziato dall'American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.8% isoflurane VetOne 13985-030-40
11-0 nylon microsutures AROSuture TK-117038
4-0 monocryl suture VWR 75982-084
Buprenorphine SR ZooPharm MIF 900-006
Carprofen Sigma-Aldrich MFCD00079028
Chlorhexidine VWR IC19135805
Jeweler forceps VWR 21909-458
Micro Weitlaner retractor VWR 82030-146
Micro-scissors VWR 100492-348
Mini tenotomy scissors VWR 89023-522
Number 15 scalpel blade VWR 102097-834
Operating microscope Leica
Petrolatum eye gel Pharmaderm B002LUWBEK
Sterile water VWR 89125-834
Tissue adhesive Vetbond, 3M NC9259532
Water conductor pad Aqua Relief System ARS2000B
Bupivacaine Use as a local analgesic

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Chirurgia del nervo facciale nel modello di ratto per studiare l'inibizione assonale e la rigenerazione
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Ali, S. A., Stebbins, A. W., Hanks, J. E., Kupfer, R. A., Hogikyan, N. D., Feldman, E. L., Brenner, M. J. Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration. J. Vis. Exp. (159), e59224, doi:10.3791/59224 (2020).More

Ali, S. A., Stebbins, A. W., Hanks, J. E., Kupfer, R. A., Hogikyan, N. D., Feldman, E. L., Brenner, M. J. Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration. J. Vis. Exp. (159), e59224, doi:10.3791/59224 (2020).

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