Summary
Detta protokoll beskriver en reproducerbar strategi för facial nerv kirurgi i råtta modellen, inklusive beskrivningar av olika inducible mönster av skada.
Abstract
Detta protokoll beskriver konsekventa och reproducerbara metoder för att studera axonal regenerering och hämning i en råtta facial nerv skada modell. Ansiktsnerven kan manipuleras längs hela sin längd, från dess intrakraniella segment till dess extratemporal kurs. Det finns tre primära typer av nervskada som används för experimentell studie av regenerativa egenskaper: nervkross, transection, och nervgap. Utbudet av möjliga ingrepp är stort, inklusive kirurgisk manipulering av nerven, leverans av neuroaktiva reagenser eller celler, och antingen centrala eller end-organ manipulationer. Fördelar med denna modell för att studera nerv regenerering inkluderar enkelhet, reproducerbarhet, interspecies konsistens, tillförlitlig överlevnad av råtta, och en ökad anatomisk storlek i förhållande till murine modeller. Dess begränsningar innebär en mer begränsad genetisk manipulation kontra musen modellen och superlativ regenerativ förmåga råtta, så att ansiktsnerven vetenskapsman måste noggrant bedöma tidpunkter för återhämtning och om att översätta resultat till högre djur och studier på människa. Råttmodellen för ansiktsnerven skada möjliggör funktionella, elektrofysiologiska och histomorphometriska parametrar för tolkning och jämförelse av nervregenerering. Det har därmed en enorm potential mot att främja förståelsen och behandlingen av de förödande konsekvenserna av ansiktsnerven skada hos mänskliga patienter.
Introduction
Kranial nervskada i huvud och hals regionen kan vara sekundärt till medfödda, infektiösa, idiopatisk, iatrogen, traumatisk, neurologiska, onkologiska, eller systemiska etiologier1. Kranial nerv VII, eller ansiktsnerven, påverkas ofta. Förekomsten av ansiktsnerv dysfunktion kan vara betydande, eftersom det påverkar 20 till 30 per 100.000 personer varje år2. De viktigaste motoriska grenarna av ansiktsnerven är de tidsmässiga, zygomatiska, buccal, marginella mandibular och livmoderhalscancer grenarna; beroende på vilken gren det innebär kan konsekvenserna omfatta oral inkompetens eller dreglande, hornhinnans torrhet, bildfältsobstruktion sekundärt till ptos, dysartri eller ansiktsasymmetri2,3. Långsiktig sjuklighet omfattar fenomenet synkinesi, eller ofrivillig rörelse av en ansiktsmuskelgrupp, med försök till frivillig sammandragning av en distinkt ansiktsmuskelgrupp. Okulär-oral synkinesis är den vanligaste av avvikande förnyelse som en sequela av ansiktsnerv skada och orsakar funktionsnedsättning, förlägenhet, minskad självkänsla, och dålig livskvalitet3. Skada på enskilda grenar dikterar de funktioner som är selektivt äventyras.
Den kliniska behandlingen av ansiktsnerven skada är inte väl standardiserad och är i behov av ytterligare forskning för att förbättra resultaten. Steroider kan lindra akut ansiktsnerv svullnad, medan Botox är användbart för temporizing synkinetiska rörelser; men, de primära rekonstruktiva alternativen i utövarens beväpning innebär kirurgiskt ingrepp genom nerv reparation, substitution, eller reanimation3,4,5,6. Beroende på vilken typ av ansiktsnerven skada lidit, ansiktsnerven kirurgen kan utnyttja ett antal alternativ. För enkel transekt är nervreanastomos användbar medan kabeltransplantat reparation är bättre lämpad för en nervdefekt; för återställande av funktion kan kirurgen välja antingen statiska eller dynamiska ansiktsreanimeringsprocedurer. I många fall av ansiktsnerven skada och efterföljande reparation, även i händerna på erfarna ansiktsnerv kirurger, det bästa resultatet fortfarande resulterar i ihållande ansiktsasymmetri och funktionell kompromiss7.
Dessa suboptimala resultat har sporrat omfattande forskning om ansiktsnerven förnyelse. Breda ämnen av intresse inkluderar fullända och nyskapande nerv reparation tekniker, bestämma effekten av olika nerv regenerering faktorer, och bedöma potentialen hos specifika neurala hämmare för att bekämpa det långsiktiga resultatet av synkinesis8,9,10,11. Medan in vitro-modeller kan användas för att bedöma vissa egenskaper hos pro-tillväxt eller hämmande faktorer, är sann translationell forskning om detta ämne bäst uppnås via översättningsbara djurmodeller.
Beslutet om vilken djurmodell att använda kan vara utmanande, eftersom forskare har använt både stora djur, såsom får och små djur modeller, såsom möss12,13. Medan stora djurmodeller erbjuder idealisk anatomisk visualisering, kräver deras användning specialiserad utrustning och personal som inte är lätt eller lättillgänglig. Dessutom, driver en studie för att visa effekt kan vara mycket kostnad-oöverkomliga och potentiellt inte inom den möjliga omfattningen av många vetenskapliga centra. Således är den lilla djurmodellen oftast utnyttjas. Musen modellen kan användas för att bedöma ett antal resultat relaterade till ansiktsnerven kirurgi; Dock kan den begränsade längden på nerven begränsa forskarens förmåga att modellera vissa mönster, såsom stora gap skada14.
Således har råtta murine prototypen framträtt som arbetshäst modell genom vilken forskaren kan utföra innovativa kirurgiska ingrepp eller utnyttja hämmande eller pro-tillväxt faktorer och bedöma effekten över ett brett spektrum av resultatparametrar. Råttan ansiktsnerven anatomi är förutsägbart och lätt närmade sig på ett reproducerbart sätt. Dess större skala, i jämförelse med musmodellen, möjliggör modellering av ett brett spektrum av kirurgiska defekter, allt från enkel transection till 5 mm luckor15,16. Detta möjliggör ytterligare tillämpning av komplexa ingrepp på defektstället, inklusive topikal placering av faktor, intraneural injektioner av faktor, och placering av isografts eller broar17,18,19,20,21,22,23.
Råttans fogliga natur, dess pålitliga anatomi och dess benägenhet för effektiv nervregenerering möjliggör insamling av många resultatåtgärder som svar på de ovan nämnda kirurgiska mönstren för skada24. Via råttmodellen ansiktsnervforskaren kan bedöma elektrofysiologiska reaktioner på skador, nerv- och muskelhologiska resultat via immunohistokemi, funktionella resultat via spårningsförflyttning av vibrissala pad och bedömning av ögonstängning, och mikro- och makroskopiska förändringar via fluorescerande eller konfokalmikroskopi, bland annat11,22,23,25,26,27,28,29. Således kommer följande protokoll beskriva en kirurgisk strategi för råtta ansiktsnerven och de skademönster som kan induceras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla insatser utfördes i strikt överensstämmelse med National Institutes of Health (NIH) riktlinjer. Det experimentella protokollet godkändes av University of Michigan's Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) före genomförandet. Tio veckor gamla vuxna hondjur Sprague-Dawley råttor utnyttjades.
1. Före den avgörande dagen
- Se till att ett lämpligt lager av steriliserade kirurgiska instrument, smärtstillande läkemedel, bedövningsmedel och syre före driftsdagen. Se Tabell över material för en komplett lista.
2. Preoperativ inställning
- Se till att det finns tillräckligt med arbetsutrymme, inklusive plats för minst två personer (kirurgen och en assistent).
OBS: Det finns behov av en särskild operationsbord, utrymme för anestesi maskin setup, och tillräckligt lagringsutrymme för steriliserade och backup leveranser. - Kalibrera ett fungerande mikroskop för användning under procedurerna. Se till att kirurgen har möjlighet att justera handtagen på mikroskopet och zoom-/fokusknapparna genom att placera ett steriliserat lock över handtagen/knapparna
OBS: Vi använde steriliserad aluminiumfolie över handtagen/knapparna.
3. Anestesi och förberedelse
- Placera djuret i anestesikammaren och framkalla narkos via 1,8% isofluran och 0,9 L/min syre.
- Bekräfta ett adekvat plan av anestesi genom en bedömning av spontan andning och en utvärdering av medvetandet genom att bedöma djurets grimas svar på en tå nypa.
- Applicera ögonsmörjmedel bilateralt för att skydda mot hornhinnans irritation eller torrhet.
- Raka den eller de operativa sajterna med en rakkniv eller automatisk klippare.
- Fastställa en metod för identifiering av råtta vid denna tidpunkt, antingen via ett öronmärke eller en svansetikett/märkning.
- Administrera en subkutan injektion på 0,05 mg/kg buprenorfin längs djurets rygg för profylax mot postoperativ smärta.
4. Kirurgiska tillvägagångssätt och skademönster
- Överför djuret till operationsbordet och fortsätt gasflödet via en näskon. Se till att en värmedyna är placerad under djuret och det sterila fältet för att bibehålla kroppstemperaturen.
- Placera steriliserad gasväv (rullas upp och fäst med tejp) att använda som en hals rulle för råtta; detta kommer att ge en ökad exponering av det kirurgiska fältet. Observera att lämplig placering av djuret är av största vikt för effektiv nerv identifiering och dissekering.
- Förbered djurets hud i ansiktet för förfarandet. Använd klorhexidin eller en jodbaserad lösning för att skrubba operationsområdet 3x, omväxlande med 70% etanol, för att säkerställa desinfektion.
- Planera och markera det kirurgiska snittet om så önskas. Manipulera det ensidiga örat i en främre-bakre riktning för att bestämma den naturliga vikningen av den postauricular huden.
- Mode en 4-5 mm snitt i postauricular veck med vass iris sax eller ett nummer 15 blad. Detta kan utökas senare i förfarandet efter behov.
- Trubbigt dissekera genom den omedelbara subkutan fascia och placera en mikro-Weitlaner upprullningsdon för att öka exponeringen. Observera att det kan finnas små kaliber blodkärl i detta område; dessa undviks bäst genom att dra tillbaka överlägset eller underlägset via Weitlaner upprullningsdonet.
- Identifiera den främre digastric muskeln när den färdas i en sämre till överlägsen riktning mot dess införande längs skallbasen.
- Sprid försiktigt genom muskeln magen längs dess insättningspunkten för att avslöja senan i den främre digastric magen. Observera att senan visas som en filmig vit process som härrör från muskeln med en fast insättning på skallbasen.
- Efter identifiering av den främre digastric muskeln och dess sena, justera Weitlaner upprullningsdon för att ytterligare dra tillbaka muskel magen. Observera att den senare exponerade regionen är det tredimensionella rummet där ansiktsnervens huvudstam ligger.
OBS: Denna region avgränsas överlägset och mediat av skallen basen, i sidled av den främre digastric muskeln, posteromedially av hörselgången, och inferiorly av strukturerna i halsen, inklusive den ytliga temporala artären. - Efter adekvat exponering, identifiera huvudstammen av ansiktsnerven som den färdas inferiorly under senan i digastric muskeln, där den lämnar stylomastoid foramen från skallbasen. Observera att nerven visas som en pärlvit sladd, innesluten i djurets parotid-masseteric fascia. Öva försiktighet när du ytterligare exponerar nerven, av följande skäl.
- Undvik aggressiv dissekering, eller vinkelräta spridningar, för att skydda mot stretch-medierad neuropraxiskada.
- Undvik aggressiva posteriort och mediat riktade dissekering för att skydda mot brott mot de tunna vävnaderna överliggande hörselgången eftersom detta kan införa mellanörat flora i operationsområdet.
- Undvik att skada den ytliga tidsmässiga artären genom bred medialigt och inferiorly riktad dissekering. Observera att en skada kommer att identifieras genom rask, pulserande blödning.
- Om artären är skadad, applicera snabbt tryck med en bomullsspetsad applikator eller steril gasväv via pincett. Hemostatiska medel eller flytande fibrintätningsmedel kan placeras i närheten. Tänk på att djuret kan kräva en subkutan injektion på 0,9 % steril koksaltlösning för vätskestabilisering.
- Spåra huvudstammen distally genom att dissekera längs nerven i en sämre riktning, distally från utgången av stylomastoid foramen.
- Utöka det ursprungliga snittet för att möjliggöra en fullständig exponering av nerven och dess grenar. Var noga med att undvika en störning i glandomkörteln eftersom detta kan resultera i postoperativa sialocele.
- Inducera de önskade skademönstren enligt följande.
- För en krossskada, använd slätalade juvelerare s pincett för att stadigt greppa nerven och komprimera den9. Applicera konstant och reproducerbart tryck på nerven under en period av 30 s för att säkerställa en lämplig krossskada.
- För en enkel transection, förstå fascia överliggande nerven, eller den omedelbara epineurium, med fintandade pincett, och använda skarpa mikroscissorer att rent transect nerven vid önskad punkt med ett enda snitt. Var noga med att undvika överskott dragkraft på nerverna med pincett.
- För en nervspaltmodell, skapa önskat nervgap med en liknande metod som den enkla transsektionsskadan. Använd den steriliserade axeln av en bomullsspetsad applikator-cut till önskad nervspalt längd-intraoperatively för att säkerställa likheten av skada mönster mellan djur.
5. Sårstängning
- Skölj såret med steril koksaltlösning och torka det med steril gasväv.
- Approximera hudkanterna på ett enkelt, subkutiliskt sätt med absorberbara suturer, eller använd hudlim eller sårklämmor, som också är acceptabla för sårstängning. Placera en begravd söm genom att ta en djup-till-ytlig bit av en hud kant och sedan en efterföljande ytlig-till-djup bita av den motsatta hudkanten.
6. Postoperativ återhämtning
- Administrera en subkutan injektion av icke-steroida antiinflammatoriska smärtstillande medel (såsom 0,05 mg/kg buprenorfin och 0,5 mg /kg Carprofen) för postoperativ smärtkontroll. Placera injektionen längs djurets rygg.
- Upphör med administrering av bedövningsmedel och låt djuret andas in syre i ytterligare 1 min.
- Placera djuret i en uppvärmd (via en värmelampa), aseptisk bur utan strömaterial för att undvika oavsiktligt intag. Observera att djuret normalt kommer att visa tecken på återhämtning inom 1-2 min och kan visas desorienterad, med en fördröjd återhämtning av bakbensfunktion.
- Återför djuren till sina burar i lämplig bostadsenhet och administrera postoperativa analgetika på postoperativ dag #1 för att säkerställa fortsatt profylax mot smärta.
- Övervaka djuren 2x per dag för att utvärdera för tecken på undernäring, hornhinnans irritation, eller kirurgiska plats infektion, och upprätthålla lämpliga kirurgiska loggar.
- Administrera 0,9% steril saltlösning på ett subkutant sätt om det finns betydande viktminskning.
- Applicera smörjande ögonsalva dagligen tills djurets blinkreflex återupprättas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter det första kirurgiska ingreppet finns det två huvudtyper av resultatmått: seriella mätningar i det levande djuret och mätningar som kräver att djuret offras. Exempel på seriella mätningar är elektrofysiologiska analyser, såsom en sammansatt muskelverkning potentiell mätning30, bedömningar av ansiktsmuskelrörelser via laserassisterad eller videografi betyder9, eller till och med repetitiv levande avbildning av återväxt av ansiktsnerven hos fluorescerande transgena djur31,,32. Figur 1 illustrerar levande bildbehandling av huvudstammen av ansiktsnerven i en vuxen transgen Thy1-GFP råtta. En krossskada har utförts på den marginella mandibular grenen, cirka 2-3 mm distala till grenen punkt av de första pes. Med hjälp av MetaMorph imaging programvara, kunde vi kvantifiera fluorescerande intensitet när som helst längs loppet av ansiktsnerven. I synnerhet är det möjligt att kvantifiera fluorescensproximala och distala till ett skadeområde, och därmed seriellt bedöma för retur av fluorescens som en markör för nervregenerering. Figur 2 illustrerar den gradvisa avkastningen av fluorescens (mätt som ett förhållande mellan distal fluorescens och proximal fluorescens över en enkel transsektionsplats) vid 1, 2, 3 och 4 veckors tidpunkter i Thy1-GFP-råttan.
Histomorphometrisk analys av nerven korrekt eller muskel kräver att offra djuret efter en förutbestämd tid för att visa önskad effekt i olika grupper. Figur 3 visar tvärsnittsbilder av den marginella mandibular-divisionen. Denna teknik kräver noggrann vävnadshantering, lagring, beredning, snittning och färgning för att möjliggöra en histomorphometrisk analys över olika grupper. Om det utförs på lämpligt sätt möjliggör denna teknik kvantifiering av axonaldiametern, mängden skräp, nervfiber, procentandel nerv och densitetsmätningar.
Figur 1: Facial nerv anatomi visat i Thy1-GFP råtta 1 vecka efter en crush skada på marginella mandibular nerv. Platsen för krossskadan visas av den vita pilen. Delar av nerven är märkta som MT (huvudstam), B (buccal), och MM (marginell mandibular) grenar. Skallisten representerar 1,5 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Kvantifiering av fluorescensens återkomst som ett förhållande mellan områdets fluorescerande intensitet som omedelbart distalar till transektionsskadan över intensiteten hos området proximalt till transsektionsskadan. Fyra djur studerades och en krosskada modellerades. Grafen ritas som medelvärdesandel ± standardfel för medelvärdet. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Axial tvärsnitt av den marginella mandibular grenen av råtta ansiktsnerven efter färgning med toluidin blå. Skalbaren representerar 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Råttan ansiktsnerven skada modellen har dykt upp som den mest mångsidiga systemet för utvärdering av neurotrofa faktorer på grund av dess kirurgiska tillgänglighet, förgrening mönster, och fysiologiska betydelse27,29,33,34,35,36. Kombinationen av videodemonstration och tillämpning av transgena djurdata öppnar nya möjligheter för vetenskapliga studier av nerv regenerativa fenomen. Denna modell möjliggör systematisk och detaljerad karakterisering av neurala svar på trauma, neurotrofa influenser, immunmodulerande influenser och andra aspekter av mikromiljön. Även om det primära målet för klinisk ansiktsnerv studie avser återvinning av motoneuron funktion, kan modellen också användas för att bättre förstå händelser vid neuromuskulär korsningen, nyanser av axonal transport, och samspelet mellan axonal-glial influenser27,36,37,38,39,40,,41,42,43,44. Mekanistisk studie med ansiktsnerven har paradoxalt nog lett till viktiga insikter om central inflammation och neurodegenerativa sjukdomar, såsom Alzheimers sjukdom och Parkinsons sjukdom45,,46,47. Där, de medicinska konsekvenserna av arbete som utförs i denna modell har betydande konsekvenser för bättre förståelse och så småningom förbättra klinisk vård för patienter som lider av både perifera och centrala nervsystemet störningar som påverkar både stödjande celler och neuronala vävnader.
Det finns en första inlärningskurva med att utföra ansiktsnervkirurgi i råtta modellen. Även om det inte är nödvändigt för forskaren att vara kirurgiskt utbildad, bör de vara bekväm att arbeta under ett fungerande mikroskop och använda binokulär vision. Forskaren bör ytterligare vara bekväm att arbeta med sin icke-dominerande hand, som justerar upprullningen med Weitlaner upprullningsdon i den kontralaterala handen kan avsevärt förbättra visualisering. Detta gäller särskilt för att identifiera huvudstammen i ansiktsnerven, eftersom det är möjligt för nybörjare kirurgen att förlora landmärken och bli desorienterad i det tredimensionella rummet där nerven lämnar skallbasen. Men när erfarenheten har vunnits och kirurgen är genomgående kunna identifiera senan i den digastric muskeln, då förfarandena är ganska rakt fram. Om förfarandet-en enkel transection av nerv-kan ta så länge som 30 min när forskaren är ursprungligen lärande, i händerna på en erfaren kirurg, kan det vara så lämpligt som 5 min från snitt till sår stängning. Med en erfaren assistent som hanterar beredningen och anestesi av djuren-samt utsättning leveranser som behövs, är det möjligt att arbeta på flera djur i ett enda sammanträde. Om komplexa intraoperativa manövrar utförs, såsom en stereotaxisk intraneural injektion, kommer den tid som krävs att öka.
Denna grupp har erfarenhet av att arbeta med de vuxna Lewis och Sprague-Dawley råttor och den vuxna Thy1-GFP råtta. Dessa modeller har visat imponerande motståndskraft, både intraoperatively och postoperatively. Det skulle vara klokt att ge tid för acklimatisering av djuret (vanligtvis 1 vecka) om de beställs från en separat anläggning på uppdrag av NIH Guide for Care and Use of Laboratory Animals, eftersom drift för tidigt efter en överföring kan leda till överdriven stress och dålig postoperativ hälsa. Med ensidiga facial nerv skada, råtta visar inte ogynnsamma tecken på undernäring eller hornhinnans irritation postoperatively. Dessutom tolererar de repetitiva perioder av anestesi ganska bra48, som tidigare protokoll har krävt seriella elektrofysiologiska analyser av återlämnande av morrhår funktion tills eventuella offer. Även om operatörerna bör försöka upprätthålla intraoperativ sterilitet efter bästa förmåga, har vi inte noterat postoperativa infektioner med någon av de opererade djuren. Ibland kommer djuret att försöka skrapa på deras snitt plats; emellertid, Det återgår vanligtvis till baslinjen status med återväxt av hår inom 1-2 veckor postoperatively. Om glandjolen är skadad eller oavsiktligt bort, då sialocele kommer att resultera, vilket kan kräva upprepa anestesi för dränering.
Ändringar kan göras på platsen för skada, typ av skada eller utförd ingrepp. Skada kan induceras när som helst längs ansiktsnerven, från intrakraniell ansiktsnervtranssektion till skada på huvudstammen eller någon av dess perifera grenar49. De breda skademönstren inkluderar krossskada, enkel transsektion med eller utan reparation, och gap-defekt med eller utan reparation eller bro11. Utbudet av möjliga insatser är uttömmande. Kortfattat, intervention kan utföras på nivån för nerven korrekt17, på platsen för skadan23, eller vid muskulös änd-organ50. Listan över möjliga utfallsparametrar är lika lång. Arbetshäst histomorphometrisk parametrar inkluderar axiell-baserad kvantifiering av nervräkning, nervdensitet, och procent av nerv, bland annat. Ytterligare åtgärder inkluderar histologic analyser av längsgående sektioner för att illustrera omfattningen av regenerering och neuromuskulär korsning kvantifiering för att visa reinnervation av målet ansiktsmuskulatur51. Nya metoder för att bedöma resultaten fortsätter att utvecklas22. Hadlock et al. har till exempel visat en komplex metod för att bedöma kontrakturen av oberoende ansiktszoner via doft- eller puffinducerade reaktioner; detta har potential för bedömning och eventuell behandling av besvärlig synkinetisk regenerering11.
Som med alla djur modell, det finns begränsningar i att översätta resultaten till mänskliga patienter. Musen och råtta modeller både uppvisar överlägsen regenerativ potential inneboende i gnagare nervsystemet; denna egenskap gör det möjligt för gnagaren att visa regenerativa resultat som omöjligen kunde uppnås hos människor och högre djur24. Därför måste ansiktsnerven vetenskapsman noggrant välja lämpliga tidpunkter för utvärdering av nervregenerering och återhämtning; Om en längre tidpunkt väljs kan det smala fönstret för möjligheter där experimentella grupper på ett tillförlitligt sätt visar effekten av deras unika ingrepp24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
S.A.A. finansieras av American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.8% isoflurane | VetOne | 13985-030-40 | |
| 11-0 nylon microsutures | AROSuture | TK-117038 | |
| 4-0 monocryl suture | VWR | 75982-084 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | MIF 900-006 | |
| Carprofen | Sigma-Aldrich | MFCD00079028 | |
| Chlorhexidine | VWR | IC19135805 | |
| Jeweler forceps | VWR | 21909-458 | |
| Micro Weitlaner retractor | VWR | 82030-146 | |
| Micro-scissors | VWR | 100492-348 | |
| Mini tenotomy scissors | VWR | 89023-522 | |
| Number 15 scalpel blade | VWR | 102097-834 | |
| Operating microscope | Leica | ||
| Petrolatum eye gel | Pharmaderm | B002LUWBEK | |
| Sterile water | VWR | 89125-834 | |
| Tissue adhesive | Vetbond, 3M | NC9259532 | |
| Water conductor pad | Aqua Relief System | ARS2000B | |
| Bupivacaine | Use as a local analgesic |
References
- Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
- Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
- Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
- Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
- Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
- Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
- Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
- Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
- Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
- Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
- Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
- Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
- Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
- Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
- Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
- Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
- Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
- Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
- Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
- Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
- Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
- Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
- Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
- Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
- Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
- Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
- Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
- Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
- Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
- Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
- Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
- Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
- Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
- Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
- Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
- Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
- Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
- Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
- Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
- Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
- Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
- Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
- Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
- Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
- Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).
