Summary
Denne protokol beskriver en reproducerbar tilgang til facial nerve kirurgi i rotte model, herunder beskrivelser af forskellige uikuible mønstre af skade.
Abstract
Denne protokol beskriver konsekvente og reproducerbare metoder til at studere axonal regenerering og hæmning i en rotte facial nerve skade model. Ansigtsnerven kan manipuleres langs hele sin længde, fra dens intrakranielle segment til sin ekstratemporal kursus. Der er tre primære typer af nerveskade, der anvendes til den eksperimentelle undersøgelse af regenerative egenskaber: nerve knuse, transection, og nerve hul. Rækken af mulige indgreb er enorme, herunder kirurgisk manipulation af nerven, levering af neuroaktive reagenser eller celler, og enten centrale eller ende-organ manipulationer. Fordele ved denne model for at studere nerve regenerering omfatter enkelhed, reproducerbarhed, interspecies konsistens, pålideligoverlevelsesrater af rotten, og en øget anatomisk størrelse i forhold til murine modeller. Dens begrænsninger indebærer en mere begrænset genetisk manipulation versus musemodellen og den superlative regenerative evne til rotten, således at facial nerve videnskabsmand skal omhyggeligt vurdere tidspunkter for nyttiggørelse, og om at oversætte resultater til højere dyr og humane undersøgelser. Den rotte model for facial nerve skade giver mulighed for funktionelle, elektrofysiologiske, og histomorfoometriske parametre for fortolkning og sammenligning af nerve regenerering. Det kan derved prale af enorme potentiale i retning af at fremme forståelsen og behandlingen af de ødelæggende konsekvenser af facial nerve skade hos menneskelige patienter.
Introduction
Kranienerver skade i hoved og hals regionen kan være sekundært til medfødt, infektiøs, idiopatisk, iatrogen, traumatisk, neurologisk, onkologisk, eller systemiske ætiologier1. Kranienerver VII, eller facial nerve, er almindeligt påvirket. Forekomsten af facial nerve dysfunktion kan være signifikant, da det påvirker 20 til 30 per 100.000 mennesker hvert år2. De vigtigste motorgrene i facial nerve er den tidsmæssige, zygomatic, buccal, marginal mandibulære, og cervikale grene; afhængigt af den involverede gren, kan konsekvenserne omfatte oral inkompetence eller savlen, hornhinde tørhed, synsfelt obstruktion sekundært til ptose, dysartri, eller facial asymmetri2,3. Langsigtet sygelighed omfatter fænomenet synkinese, eller ufrivillig bevægelse af en ansigtsmuskel gruppe, med forsøg på frivillig sammentrækning af en særskilt ansigtsmuskel gruppe. Okulær-oral synkinese er den mest almindelige af den afvigende regenerering som en sequela af facial nerve skade og forårsager funktionel svækkelse, forlegenhed, formindsket selvværd, og dårlig livskvalitet3. Skade på de enkelte grene dikterer de funktioner, der er selektivt kompromitteret.
Den kliniske behandling af facial nerve skade er ikke godt standardiseret og har brug for yderligere forskning for at forbedre resultaterne. Steroider kan lindre akut facial nerve hævelse, mens Botox er nyttigt for temporizing synkinetiske bevægelser; men de primære rekonstruktive muligheder i den praktiserende læges armamentarium indebærer kirurgisk indgreb gennem nerve reparation, substitution, eller reanimation3,4,5,6. Afhængigt af typen af facial nerve skade lidt, ansigtet nerve kirurg kan udnytte en række muligheder. For simpel transection, nerve reanastomose er nyttigt, mens kabel-graft reparation er bedre egnet til en nervedefekt; for en restaurering af funktion, kirurgen kan vælge enten statisk eller dynamisk facial reanimation procedurer. I mange tilfælde af facial nerve skade og efterfølgende reparation, selv i hænderne på erfarne facial nerve kirurger, det bedste resultat stadig resulterer i vedvarende facial asymmetri og funktionelle kompromis7.
Disse suboptimale resultater har ansporet omfattende forskning i facial nerve regenerering. Brede emner af interesse omfatter perfektionering og innovation nerve reparation teknikker, bestemmelse af effekten af forskellige nerve regenerering faktorer, og vurdere potentialet i specifikke neurale hæmmere til at hjælpe med at bekæmpe den langsigtede resultat af synkinese8,9,10,11. Mens in vitro-modeller kan bruges til at vurdere nogle karakteristika for vækstfremmende eller hæmmende faktorer, opnås ægte translationel forskning om dette emne bedst via dyremodeller, der kan oversættes.
Beslutningen om, hvilken dyremodel at udnytte kan være udfordrende, som forskere har udnyttet både store dyr, såsom får og små dyremodeller, såsom mus12,13. Mens store dyremodeller tilbyder ideel anatomisk visualisering, kræver deres anvendelse specialiseret udstyr og personale, der ikke er let eller let tilgængeligt. Endvidere, kraftmagt en undersøgelse for at påvise effekt kunne være meget omkostningseffektive uoverkommelige og potentielt ikke inden for det mulige omfang af mange videnskabelige centre. Således er den lille dyremodel oftest udnyttet. Musen model kan udnyttes til at vurdere en række resultater i forbindelse med facial nerve kirurgi; dog kan den begrænsede længde af nerven begrænse videnskabsmandens evne til at modellere visse mønstre, såsom store huller skade14.
Således har rotte murine prototype opstået som arbejdshest model, hvorigennem videnskabsmanden kan udføre innovative kirurgiske procedurer eller udnytte hæmmende eller pro-vækstfaktorer og vurdere effekt på tværs af en bred vifte af resultatparametre. Den rotte facial nerve anatomi er forudsigeligt og let nærmede sig i en reproducerbar måde. Dens større skala, i forhold til musen model, giver mulighed for modellering af en bred vifte af kirurgiske defekter, der spænder fra simple transection til 5 mm huller15,16. Dette giver yderligere mulighed for anvendelse af komplekse interventioner på defektstedet, herunder aktuel placering af faktor, intraneurale injektioner af faktor, og placering af isografts eller broer17,18,19,,20,21,22,23.
Den føjelige karakter af rotten, dens pålidelige anatomi, og dens tilbøjelighed til effektiv nerve regenerering giver mulighed for indsamling af mange resultat foranstaltninger som reaktion på de førnævnte kirurgiske mønstre af skade24. Via rottemodellen er ansigtsnerveforskeren i stand til at vurdere elektrofysiologiske reaktioner på skader, nerve- og muskelhistologiske resultater via immunhistokemi, funktionelle resultater via sporingsbevægelse af vibrissalpuden og vurdering af øjenlukning samt mikro- og makroskopiske ændringer via fluorescerende eller konfokal mikroskopi, blandt andet11,22,23,25, 26,27,27,28,29. Således vil følgende protokol skitsere en kirurgisk tilgang til rotte facial nerve og de skade mønstre, der kan induceres.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle interventioner blev udført i nøje overensstemmelse med National Institutes of Health (NIH) retningslinjer. Den eksperimentelle protokol blev godkendt af University of Michigan's Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) forud for gennemførelsen. Ti uger gamle voksne kvindelige Sprague-Dawley rotter blev udnyttet.
1. Før den udløsende dag
- Sørg for en passende bestand af steriliserede kirurgiske instrumenter, smertestillende medicin, bedøvelsesmiddel medicin, og ilt før arbejdsdagen. Se Materialetabel for at få en komplet liste.
2. Præoperativ opsætning
- Sørg for en passende arbejdsplads, herunder plads til mindst to personer (kirurgen og en assistent).
BEMÆRK: Der er behov for et dedikeret operationsbord, plads til anæstesimaskinens opsætning og tilstrækkelig opbevaringsplads til steriliserede forsyninger og backupforsyninger. - Kalibrer et betjeningsmikroskop til brug under procedurerne. Sørg for, at kirurgen har evnen til at justere håndtagene på mikroskopet og zoom-/fokusknapperne ved at placere et steriliseret dæksel over håndtagene/knapperne
BEMÆRK: Vi udnyttede steriliseret aluminiumsfolie over håndtagene / knapperne.
3. Anæstesi og forberedelse
- Læg dyret i anæstesikammeret, og der fremkaldes generel anæstesi via 1,8 % isofluran og 0,9 L/min oxygen.
- Bekræft et passende anæstesiplan via en vurdering af spontan vejrtrækning og en vurdering af bevidstheden ved at vurdere dyrets grimassesrespons på en tåklemme.
- Påfør øjensmøremiddel bilateralt for at beskytte mod hornhindeirritation eller tørhed.
- Barber det eller de operative anlægsanlæg med en barbermaskine eller en automatisk klipper.
- Etablere en metode til identifikation af rotte på nuværende tidspunkt, enten via et øremærke eller en haleetiket/-mærkning.
- Indgiv en subkutan injektion på 0,05 mg/kg buprenorphin langs dyrets ryg for profylakse mod postoperative smerter.
4. Kirurgisk tilgang og skade mønstre
- Overfør dyret til operationsbordet, og gasstrømmen fortsættes via en nosecone. Sørg for, at en varmpude er placeret under dyret og det sterile felt for at opretholde kropstemperaturen.
- Placer steriliseret gaze (rullet op og fastgjort med tape) til brug som en hals roll for rotten; dette vil give en øget eksponering af det kirurgiske felt. Bemærk, at en passende placering af dyret er altafgørende for effektiv nerve identifikation og dissektion.
- Forbered dyrets ansigtshud til proceduren. Brug chlorhexidin eller en jodbaseret opløsning til at skrubbe operationsstedet 3x, skiftevis med 70% ethanol, for at sikre desinfektion.
- Planlæg og marker det kirurgiske snit, hvis det ønskes. Manipuler det ipsilaterale øre i en anterior-posterior retning for at bestemme den naturlige foldning af den postaurikulære hud.
- Fashion en 4-5 mm snit i postauricular krølle ved hjælp af skarpe iris saks eller en række 15 klinge. Dette kan udvides senere i proceduren efter behov.
- Stumpt dissekere gennem den umiddelbare subkutane fascia og placere en mikro-Weitlaner retractor at øge eksponeringen. Bemærk, at der kan være små kaliber blodkar i dette område; disse undgås bedst ved at trække sig bedre eller ringere tilbage via Weitlaner-retractoren.
- Identificer den anterior digastriskmuskel, da den bevæger sig i en ringere-til-overlegen retning mod sin indsættelse langs kraniet base.
- Spred forsigtigt gennem musklen maven langs sin indsættelse punkt at afsløre senen af den anterior digastric mave. Bemærk, at senen vises som en filmy hvid proces stammer fra musklen med en solid indsættelse på kraniet base.
- Efter identifikation af den anterior digastriskmuskel og dens sene, justere Weitlaner retractor til yderligere at trække muskelmaven. Bemærk, at den efterfølgende eksponerede region er de tre-dimensionelle rum, hvor de vigtigste stammen af facial nerve ligger.
BEMÆRK: Denne region er afgrænset overlegent og medialt af kraniet base, sideværts af den anterior digastrisk muskel, posteromedially af øregangen, og inferiorly af strukturerne i nakken, herunder den overfladiske tidsmæssige arterie. - Efter tilstrækkelig eksponering, identificere de vigtigste stammen af facial nerve, da det rejser inferiorly fra undersiden af senen af den digastriske muskel, hvor det forlader stylomastoid foramen fra kraniet base. Bemærk, at nerven fremstår som en perlemorsfarvet hvid snor, indkapslet i dyrets parotideale-masseteric fascia. Praksis forsigtighed, når yderligere udsætter nerve, af følgende grunde.
- Undgå aggressiv dissektion, eller vinkelret spreads, at beskytte mod stretch-medieret neuropraxia skade.
- Undgå aggressiv posteriort og medially rettet dissektion til at beskytte mod at overtræde det tynde væv overliggende øregangen, da dette kunne indføre mellemøreflora i det kirurgiske felt.
- Undgå at beskadige den overfladiske tidsmæssige arterie gennem bred medialt og inferiorly rettet dissektion. Bemærk, at en skade vil blive identificeret ved rask, pulsatile blødning.
- Hvis arterien er skadet, anvende hurtigt tryk med en bomuld-tippet applikator eller steril gaze via pincet. Hæmostatiske midler eller flydende fibrinfugemasse kan placeres i nærheden. Husk, at dyret kan kræve en subkutan injektion af 0,9% sterilt saltvand til væskestabilisering.
- Spor hovedstammen distalt ved at dissekere langs nerven i en ringere retning, distalt fra udgangen af stylomastoid foramen.
- Udvid den oprindelige snit for at give mulighed for en fuld eksponering af nerven og dens grene. Vær omhyggelig med at undgå en afbrydelse af parotideale kirtel, da dette kan resultere i postoperative sialocele.
- Fremfør de ønskede skadesmønstre som følger.
- For en knuse skade, bruge glat overflade guldsmed's pincet til fast fat nerven og komprimere det9. Påfør konstant og reproducerbart tryk på nerven i en periode på 30 s for at sikre en passende knuse skade.
- For en simpel transektion, forstå fascia overliggende nerven, eller den umiddelbare epineurium, med fine-tandede pincet, og bruge skarpe mikrosaks til rent transect nerven på det ønskede punkt med et enkelt snit. Vær omhyggelig med at undgå overskydende trækkraft på nerven med pincet.
- For en nerve hul model, skabe den ønskede nerve hul ved hjælp af en lignende metode til den simple transection skade. Brug den steriliserede skaft af en bomuld-tippet applikator-cut til den ønskede nerve hul længde-intraoperativt for at sikre ligheden af skade mønster mellem dyr.
5. Sårlukning
- Skyl såret med sterilt saltvand og tør det med steril gaze.
- Tilnærme hudens kanter på en enkel, subkutikulær måde med absorberbare suturer, eller bruge hud lim eller sårclips, som også er acceptable for sårlukning. Placer en begravet søm ved at tage en dyb-til-overfladisk bid af en hud kant og derefter en efterfølgende overfladisk-til-dyb bid af den modsatte hud kant.
6. Efterfølgende inddrivelse
- Administrere en subkutan injektion af nonsteroide antiinflammatorisk egeriske (såsom 0,05 mg/kg buprenorphin og 0,5 mg /kg Carprofen) til postoperativ smertekontrol. Læg injektionen langs dyrets ryg.
- Ophøre med at indgiftaf bedøvelsesmidlet og lad dyret indånde ilt i yderligere 1 minut.
- Placer dyret i en opvarmet (via en varmelampe), aseptisk bur blottet for strøelse materiale for at undgå utilsigtet indtagelse. Bemærk, at dyret typisk vil vise tegn på bedring inden for 1-2 min og kan forekomme desorienteret, med en forsinket genopretning af bagbenet funktion.
- Tilbagefør dyrene til deres bure i den relevante opstaldningsenhed, og indgift postoperativ analgetika på den postoperative dag #1 for at sikre fortsat profylakse mod smerter.
- Overvåg dyrene 2x om dagen for at vurdere for tegn på fejlernæring, hornhinde irritation, eller kirurgisk sted infektion, og opretholde passende kirurgiske logs.
- Administrere 0,9% sterilt saltvand i en subkutan måde, hvis der er betydeligt vægttab.
- Påfør smørende øjensalve r og ud dagligt, indtil dyrets blinkrefleks er genetableret.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter den indledende kirurgiske procedure er der to hovedtyper af resultatmål: seriemålinger i det levende dyr og målinger, der kræver at ofre dyret. Eksempler på serielle målinger omfatter elektrofysiologiske analyser, såsom en sammensat muskel handling potentielle måling30, vurderinger af ansigtsmusklen bevægelse via laser-assisteret eller videography betyder9, eller endda gentagne levende billeddannelse af genvækst af facial nerve i fluorescerende transgene dyr31,32. Figur 1 illustrerer levende billeddannelse af ansigtsnervens hovedstammen hos en voksen transgent Thy1-GFP-rotte. Der er sket en knuseskade på den marginale mandibulære gren, ca. 2-3 mm distalt til grenpunktet for den første pes. Ved hjælp af MetaMorph billeddannelse software, vi var i stand til at kvantificere fluorescerende intensitet på ethvert tidspunkt langs forløbet af facial nerve. Det er navnlig muligt at kvantificere fluorescensprokimale og distale på et skadessted og dermed serielt at vurdere, om fluorescens ender som markør for nerveregenerering. Figur 2 illustrerer den gradvise tilbagevenden af fluorescens (målt som et forhold mellem distale fluorescens og proksimalt fluorescens på tværs af et simpelt transsektionssted) på 1,2, 3 og 4 ugers tidspunkter i Thy1-GFP-rotten.
Histomorphometrisk analyse af nerven korrekt eller muskel kræver at ofre dyret efter en forudbestemt længde af tid til at demonstrere den ønskede effekt på tværs af grupper. Figur 3 viser tværsnitsbilleder af den marginale mandibulære opdeling. Denne teknik kræver omhyggelig vævshåndtering, opbevaring, forberedelse, skæring og farvning for at give mulighed for en histomorphometrisk analyse på tværs af forskellige grupper. Hvis det er korrekt udført, denne teknik giver mulighed for kvantificering af aksonale diameter, mængden af snavs, nervefiber, procentdel af nerve, og tæthed målinger.
Figur 1: Facial nerve anatomi demonstreret i Thy1-GFP rotte 1 uge efter en crush skade på den marginale mandibulære nerve. Det sted, hvor crush skade er påvist ved den hvide pil. Dele af nerven er mærket som MT (hovedstammen), B (buccal), og MM (marginal mandibulære) grene. Skalalinjen repræsenterer 1,5 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Kvantificering af fluorescensens genkomst i forhold til stedets fluorescerende intensitet umiddelbart distalt og transektionsskaden i forhold til stedets intensitet, der er direkte i forhold til den transsektionsskade. Fire dyr blev undersøgt, og en crush skade blev modelleret. Grafen afbildes som middelproportion ± standardfejl for middelværdien. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Aksial tværsnit af den marginale mandibulære gren af rotteansigtsnerven efter farvning med toluidinblå. Skalalinjen repræsenterer 100 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den rotte facial nerve skade model har vist sig som den mest alsidige system til evaluering af neurotrofiske faktorer på grund af sin kirurgiske tilgængelighed, forgrening mønster, og fysiologiske betydning27,,29,33,34,35,36. Kombinationen af videodemonstration og anvendelse af transgene dyredata åbner nye muligheder for videnskabelig undersøgelse af nerveregenerative fænomener. Denne model giver mulighed for systematisk og detaljeret karakterisering af neurale reaktion på traumer, neurotrofiske påvirkninger, immunmodulerende påvirkninger, og andre aspekter af mikromiljøet. Selv om det primære mål for klinisk facial nerve undersøgelse vedrører inddrivelse af motoneuron funktion, modellen kan også bruges til bedre at forstå begivenhederne på neuromuskulære krydset, nuancer af axonal transport, og samspillet mellem axonal-glial påvirkninger27,36,37,38,39,,40,41,42,43,44. Mekanistisk undersøgelse ved hjælp af facial nerve har paradoksalt nok ført til vigtige indsigter vedrørende central inflammation og neurodegenerative sygdomme, såsom Alzheimers sygdom og Parkinsons sygdom45,46,47. Der, de medicinske konsekvenser af arbejde udført i denne model har bemærkelsesværdige konsekvenser for bedre forståelse og i sidste ende forbedre klinisk pleje for patienter ramt af både perifere og centralnervesystemet lidelser, der påvirker både støtte celler og neuronal væv.
Der er en indledende indlæringskurve med at udføre facial nerve kirurgi i rotte model. Selv om det ikke er nødvendigt for videnskabsmand, der skal kirurgisk uddannet, bør de være behageligt at arbejde under en fungerende mikroskop og udnytte kikkertsyn. Forskeren bør yderligere være behageligt at arbejde med deres ikke-dominerende hånd, som justere tilbagetrækning med Weitlaner retractor i den kontralaterale hånd kan forbedre visualisering. Dette gælder især for at identificere den vigtigste stammen af facial nerve, da det er muligt for den uerfarne kirurg til at miste landemærker og blive desorienteret i de tre-dimensionelle rum, hvor nerven forlader kraniet base. Men, når erfaring er opnået, og kirurgen er konsekvent i stand til at identificere senen af den digastriske muskel, så procedurerne er ganske ligetil. Hvor proceduren-en simpel transektion af nerve-kunne tage så længe som 30 min, når videnskabsmanden er i første omgang at lære, i hænderne på en erfaren kirurg, kan det være så hensigtsmæssigt som 5 min fra snit til sårlukning. Med en erfaren assistent styre forberedelse og anæstesi af dyrene-samt udsætning forsyninger efter behov, er det muligt at operere på flere dyr i et enkelt møde. Hvis komplekse intraoperative manøvrer udføres, såsom en stereotaxic intraneuralt injektion, så den nødvendige tid vil stige.
Denne gruppe har erfaring med at arbejde med de voksne Lewis og Sprague-Dawley rotter og den voksne Thy1-GFP rotte. Disse modeller har vist imponerende modstandskraft, både intraoperativt og postoperativt. Det ville være klogt at give tid til akklimatisering af dyret (typisk 1 uge), hvis bestilt fra et separat anlæg som bemyndiget af NIH Guide for Care and Use of Laboratory Animals, da drift for hurtigt efter en overførsel kan resultere i overdreven stress og dårlig postoperativ sundhed. Med ensidig facial nerve skade, rotten ikke viser uheldige tegn på fejlernæring eller hornhinde irritation postoperativt. Desuden tolererer de gentagne perioder med anæstesi ganske godt48, som tidligere protokoller har krævet serielle elektrofysiologiske analyser af tilbagelevering af whisker funktion indtil eventuel ofring. Selv om operatørerne bør forsøge at opretholde intraoperativ sterilitet efter bedste evne, har vi ikke bemærket postoperative infektioner med nogen af de opererede dyr. Til tider vil dyret forsøge at ridse på deres incisionssted; men, Det typisk vender tilbage til baseline status med genvækst af hår inden for 1-2 uger postoperativt. Hvis parotideale kirtel er skadet eller uforvarende fjernet, derefter sialocele vil resultere, hvilket kan nødvendiggøre gentage anæstesi for dræning.
Der kan foretages ændringer af skadens placering, skadestype eller indgreb. Skade kan induceres på ethvert tidspunkt langs forløbet af facial nerve, fra intrakraniel facial nerve transection til skade på de vigtigste stammen eller nogen af dens perifere grene49. De brede mønstre af skade omfatter knuse skade, enkel transection med eller uden reparation, og gap-defekt med eller uden reparation eller bro11. Rækken af mulige interventioner er udtømmende. Kort, intervention kan foretages på niveau med nerve korrekt17, på det sted, hvor skaden23, eller på den muskulære end-organ50. Listen over mulige resultatparametre er lige så lang. Arbejdshest histomorfoometriske parametre omfatter aksial-baseret kvantificering af nervetal, nervetæthed, og procentdel af nerve, blandt andre. Yderligere foranstaltninger omfatter histologiske analyser af langsgående sektioner for at illustrere omfanget af regenerering og neuromuskulær krydskvantificering for at påvise reinnervation af målansigtsmuskulatur51. Der udvikles fortsat nye metoder til vurdering af resultaterne22. Hadlock et al. har for eksempel demonstreret en kompleks metode til vurdering af kontraktur af uafhængige ansigtszoner ved hjælp af duft- eller puff-inducerede reaktioner; dette har potentiale til vurdering og eventuel behandling af generende synkinetisk regenerering11.
Som med enhver dyremodel er der begrænsninger i oversættelsen af resultaterne til menneskelige patienter. Mus og rotte modeller begge udviser den overlegne regenerative potentiale iboende i gnaver nervesystem; denne egenskab gør det muligt for gnaveren at påvise regenerative resultater, som umuligt kunne opnås hos mennesker og højere dyr24. Derfor skal facial nerve videnskabsmand omhyggeligt vælge passende tidspunkter for evaluering af nerve regenerering og nyttiggørelse; hvis der vælges et længeretidspunkt, kan det snævre vindue af muligheder, hvor forsøgsgrupper kan pålidelige påvise effekten af deres unikke intervention, gå glip af24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
S.A.A. er finansieret af American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.8% isoflurane | VetOne | 13985-030-40 | |
| 11-0 nylon microsutures | AROSuture | TK-117038 | |
| 4-0 monocryl suture | VWR | 75982-084 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | MIF 900-006 | |
| Carprofen | Sigma-Aldrich | MFCD00079028 | |
| Chlorhexidine | VWR | IC19135805 | |
| Jeweler forceps | VWR | 21909-458 | |
| Micro Weitlaner retractor | VWR | 82030-146 | |
| Micro-scissors | VWR | 100492-348 | |
| Mini tenotomy scissors | VWR | 89023-522 | |
| Number 15 scalpel blade | VWR | 102097-834 | |
| Operating microscope | Leica | ||
| Petrolatum eye gel | Pharmaderm | B002LUWBEK | |
| Sterile water | VWR | 89125-834 | |
| Tissue adhesive | Vetbond, 3M | NC9259532 | |
| Water conductor pad | Aqua Relief System | ARS2000B | |
| Bupivacaine | Use as a local analgesic |
References
- Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
- Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
- Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
- Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
- Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
- Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
- Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
- Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
- Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
- Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
- Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
- Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
- Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
- Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
- Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
- Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
- Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
- Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
- Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
- Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
- Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
- Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
- Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
- Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
- Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
- Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
- Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
- Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
- Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
- Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
- Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
- Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
- Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
- Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
- Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
- Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
- Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
- Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
- Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
- Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
- Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
- Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
- Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
- Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
- Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
- Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).
